Dit protocol is bedoeld om stapsgewijze de techniek van extractie en beoordeling van de hartfunctie te beschrijven met behulp van gevilde cardiomyocyten. Deze methode maakt het mogelijk om de myofilamentfunctie te meten en te acuut temodificeren met kleine bevroren biopsieën die kunnen worden verzameld vanaf verschillende hartlocaties, van muizen tot mannen.
In dit artikel beschrijven we de stappen die nodig zijn om een enkele permeabiliseerde cardiomyocyte (“gevild”) te isoleren en te bevestigen aan een krachtmeetapparaat en een motor om functionele studies uit te voeren. Deze studies zullen het mogelijk maken cardiomyocyte stijfheid (passieve kracht) en de activering ervan met verschillende calcium (Ca2 +)-bevattende oplossingen te bepalen, onder andere: maximale kracht ontwikkeling, myofilament Ca2 +-gevoeligheid (pCa50), cooperativiteit (nHill) en de snelheid van kracht herontwikkeling (ktr). Deze methode maakt het ook mogelijk om de effecten van geneesmiddelen die rechtstreeks op myofilamenten werken en van de expressie van exogene recombinante eiwitten op zowel actieve als passieve eigenschappen van cardiomyocyten te bepalen. Klinisch, gevilde cardiomyocyte studies benadrukken de pathofysiologie van veel myocardiale ziekten en maken in vitro beoordeling van de impact van therapeutische interventies gericht op de myofilaments. Al met al maakt deze techniek het mogelijk om cardiale pathofysiologie te verduidelijken door correlaties te onderzoeken tussen in vitro en in vivo parameters in diermodellen en menselijk weefsel verkregen tijdens een open hart- of transplantatieoperatie.
Traditioneel is de beoordeling van myocardiale mechanische eigenschappen meestal geprobeerd in meercellige preparaten, zoals papillaire spieren en trabeculae1,2. Meercellige cardiale spieren strips omvatten een heterogene populatie van cellen, met inbegrip van contractiel cardiomyocyten met een onbekend patroon van oriëntatie en kracht generatie, elektrische activiteit en stress / stam distributies, evenals een omringende bindweefsel matrix3,4. Een preparaat zonder collageen en met een enkele cardiomyocyte zou het mogelijk maken de sarcomere lengte en cross-bridge contractiel eigenschappen op een zeer nauwkeurige en gecontroleerde manier5,6. Daarom zijn in de afgelopen vier decennia verschillende methoden ontwikkeld die het mogelijk maken de mechanische, contractiele en ontspanningseigenschappen van één cardiomyocyte6,7teonderzoeken . De contractiele functie van deze cellen is sterk afhankelijk van sarcomere lengte en cross-bridge fietsen kinetiek3. Zo is het wenselijk om de spierfunctie direct te onderzoeken in enkele geïsoleerde hartcellen, gezien het feit dat het mogelijk maakt sarcomere lengte en prestaties te beoordelen, evenals cross-bridge functie en contractiele eigenschappen. Het isoleren en bevestigen van functionele cardiomyocyten met een redelijke optische sarcomereresolutie tijdens het opnemen van krachtmeting op μN-niveau is echter nog steeds uitdagend en evoluerend3,6. Andere uitdagingen zijn de logistiek die moet worden geïnstalleerd om cardiomyocyten te isoleren van vers ingezamelde biopten. De onvoorspelbaarheid van de verzameling van menselijke biopten kan bijvoorbeeld de haalbaarheid van de experimenten in gevaar brengen.
Bovendien hebben ethische bezwaren met betrekking tot de vervanging, vermindering en verfijning van dierproeven voor wetenschappelijke procedures (beginselen van de 3R’s) studies op cellulair en weefselniveau bevorderd, bij voorkeur in menselijke biopten, of in kleinere diermonsters. Een geleidelijke verfijning van methodologieën om de hartfunctie in vitro op een kleiner niveau van complexiteit te beoordelen, maakt een goede integratie van de resultaten met het hele lichaam mogelijk en vertaalt deze naar het klinische scenario7. Al met al kan het gebruik van monsters die bij -80 °C zijn opgeslagen om cardiomyocyten te extraheren een aantrekkelijk alternatief zijn.
Het myocardiaal weefsel wordt in kleine stukjes gesneden en gehomogeniseerd met een mortier en een stamper. Het resultaat van deze homogenisatie is een suspensie van gevilde gebundelde en geïsoleerde cellen met verschillende mate van sarcolemmale schade, waarbij het myoplasma wordt blootgesteld aan het badmedium en alle cellulaire componenten worden uitgewassen. Structuren zoals de myofibrils die verder van de sarcolemma verwijderd zijn, worden bewaard. Zo worden sarcomere verkorting en functionele eigenschappen in verband met het myofibrillar apparaat intact gehouden en kunnen8,9worden geregistreerd .
Het cardiomyocyte krachtmeetsysteem bestaat uit een elektromagnetische motor, gebruikt om de cardiomyocyte lengte aan te passen, en een krachttransducer, die isometrische cardiomyocyte contractie meet. Een permeabiliseerde of gevilde cardiomyocyte wordt geplaatst in een experimentele kamer met een ontspannende oplossing ([Ca2+] < 10 nM) en silicium gelijmd aan 2 dunne naalden: een bevestigd aan de motor en de andere aan de krachttransducer. Een optisch systeem wordt gebruikt om cardiomyocyte morfologie en sarcomere lengte te bepalen. Het experimentele protocol bestaat vaak uit een reeks krachtopnames op bufferoplossingen die verschillende Ca2+ concentraties bevatten, de bepaling van actin-myosine cross-bridge kinetiek en het meten van de passieve spanning van de gemonteerde cardiomyocyten op vooraf gedefinieerde sarcomerelengtes(figuur 1). Isolatie van permeabiliseerde cardiomyocyten van myocylaten bevroren in vloeibare stikstof (en vervolgens opgeslagen bij -80 °C) is een techniek die gebruik maakt van cellulaire mechanica en eiwitbiochemie voor het meten van maximale Ca2 +-geactiveerde (actieve) kracht per dwarsdoorsnedegebied (Tactief, kN·m-2), Ca2+-onafhankelijk (passieve) spanning (Tpassief, kN·m-2), myofilaments Ca2+-sensitiviteit (pCa50), myofilaments cooperativity (nHill), het tempo van krachtherontwikkeling (ktr) en sarcomere lengte afhankelijkheden van Tactief, Tpassief, pCa50, nHill en ktr.
Het doel van dit protocol is om het potentieel van het cardiomyocyte krachtmeetsysteem te illustreren en samen te vatten als een betrouwbare procedure om de functionele mechanische eigenschappen van enkel gevilde cardiomyocyten geïsoleerd van bevroren monsters van verschillende soorten te beoordelen.
In vitro beoordeling van de hartfunctie met behulp van gevilde cardiomyocyten is een belangrijke techniek om de wijzigingen die zich op cardiomyocytenniveau in fysiologische (bijvoorbeeld stretch) en pathologische context (bijvoorbeeld ischemie) voordoen, te verduidelijken. Deze methode heeft verschillende voordelen, zoals het vereisen van een minimale hoeveelheid myocardium om de functie in cardiomyocyten verkregen uit ontdooide monsters te beoordelen; met behulp van cardiomyocyten van een breed scala aan soorten (muizen13, rat1,14,15, konijn16, varken17, hond18, cavia19 en menselijke20) en verschillende hartlocaties, waaronder de atria, linker en rechter ventrikels of een specifieke regio van het infarct hart. Bovendien maakt deze techniek het mogelijk om specifieke concentraties van Ca2+ en energie (ATP) te leveren terwijl de functie van regelgevende en contractiele structuren in hun eigen configuratie wordt gemeten.
Ondanks de eenvoud van deze techniek, zijn er enkele kritische stappen. Het is essentieel om de kwaliteit van elke stap vanaf het begin te garanderen, inclusief het verzamelen van monsters. Myofilament eiwitten zijn gevoelig voor proteases21. Zo is het verplicht om monsters onmiddellijk na de inzameling in vloeibare stikstof op te slaan. Verse monsters, die niet eerder bevroren waren, zullen aanzienlijk hogere krachten ontwikkelen, dus het is niet raadzaam om metingen in verse en bevroren monsters in hetzelfde protocol te mengen. De tweede meest kritieke stap is de extractie van de cardiomyocyten. Tijdens deze procedure is het meestal van cruciaal belang om het monster op ijs te houden. Een proteaseremmercocktail kan worden gebruikt om het risico op eiwitdegradatie tijdens de extractie/permeabilisatie te verminderen22. Ten derde, monsters moeten worden gesneden in kleinere stukken met behulp van nauwkeurige scalpel bewegingen, omdat we opgemerkt verminderde kwaliteit cardiomyocyten wanneer deze stap werd genegeerd. Een andere kritieke stap is het wassen van de cardiomyocyten omdat het moeilijk is om de juiste balans tussen het uitwassen van Triton (permeabiliseert de cel, maar bevordert de ungluing) en het houden van zo veel cellen in de supernatant mogelijk. Het is belangrijk om eerst de extractie en het aantal washouts voor elk monster, soort of protocol te proberen. Bijvoorbeeld, in onze handen, merkten we op dat ZSF1 zwaarlijvige rattenweefsel extracties hebben een “vet” aspect, waardoor deze cellen meer glad tijdens het lijmen, maar niet moeilijker te meten. De manier waarop we dit probleem omzeilen was door meer experimenten uit te voeren om een redelijk aantal cellen per dier te hebben. Bovendien is het cruciaal om een goede cel te selecteren om te lijmen, namelijk met een goede striatie en redelijke lengte. Als de cardiomyocyte deze functies niet heeft, zal het meestal loskomen van de naaldtips of geen/lage kracht ontwikkelen. Het is ook belangrijk om de juiste lijm te gebruiken voor cardiomyocyte gehechtheid, gezien de tijd van lijmen en de werkzaamheid ervan om de cel aan de naald te lijmen. In onze handen geneest de siliconenlijm(Table of Materials)snel (10-15 min) en sterk genoeg. Ten slotte is de laatste kritieke stap gerelateerd aan het zorgvuldig opheffen van de cardiomyocyte 5 min na het lijmen van de cel (om te voorkomen dat de cel aan de coverslip wordt gelijmd) en voordat u deze naar de putten verplaatst (om te voorkomen dat de cel door de microscoopfase wordt gesleept). Tabel 7 geeft een overzicht van de probleemoplossing in verband met deze techniek, de onderliggende oorzaken en mogelijke oplossingen om veelvoorkomende problemen op te lossen.
De belangrijkste beperking van deze methode is dat het niet alle vragen met betrekking tot de myofilament contractility kan beantwoorden, zoals hoe snel de myofilaments activeren/deactiveren. In de in vivo-instelling moeten membraandepolarisatie, intracellulaire Ca2+ toename en de verspreiding ervan naar myofilamenten optreden voor de myocyten om samen te trekken, terwijl in gevilde cardiomyocyten Ca2+ diffusie naar myofilaments onmiddellijk optreedt wanneer de cel wordt ondergedompeld in de Ca2+ oplossing. Deze snellere snelheid van Ca2 + diffusie zal bias myofilaments activering / deactivering analyse23.
Deze experimenten worden beïnvloed door verschillende factoren, waaronder de temperatuur, oplossing pH, mechanische verstoring (slack-re-stretch vs slack) en cel bevestiging procedures (pin tie vs lijm), al deze variabelen goed voor literatuur discrepanties in termen van ktr en de sarcomere lengte-afhankelijke toename van kracht4,12.
Toekomstige vooruitgang van de techniek omvat het uitvoeren van functionele studies in intacte in plaats van permeabilized cardiomyocyten. Deze techniek heeft als nadeel van een beroep op cardiomyocyten vers geïsoleerd (niet eerder bevroren). Een andere belangrijke kwestie die niet rechtstreeks verband houdt met deze methode, maar die een aanzienlijke invloed kan hebben, heeft betrekking op de maximale periode van monstergevroren opslag. In het bijzonder is het verplicht om de mate van myofilament afbraak vast te stellen gedurende de opslagtijd (dat wil zeggen, voor hoe lang bevroren monsters kunnen worden opgeslagen om te zorgen voor een goede kwaliteit functionele gegevens afgeleid van de geëxtraheerde cardiomyocyten).
The authors have nothing to disclose.
De auteurs danken Portugese Stichting voor Wetenschap en Technologie (FCT), Europese Unie, Quadro de Referência Estratégico Nacional (QREN), Fundo Europeu de Desenvolvimento Regional (FEDER) en Programa Operacional Factores de Competitividade (COMPETE) voor de financiering van UnIC (UID/IC/00051/2013) onderzoekseenheid. Dit project wordt ondersteund door FEDER via COMPETE 2020 – Programa Operacional Competitividade E Internacionalização (POCI), het project DOCNET (NORTE-01-0145-FEDER-000003), ondersteund door het regionale operationele programma van Norte Portugal (NORTE 2020), in het kader van de partnerschapsovereenkomst van Portugal 2020, via het Europees Fonds voor Regionale Ontwikkeling (EFRO), het project NETDIAMOND (POCI-01-0145-FEDER-016385), ondersteund door Europese structuur- en investeringsfondsen, het regionale operationele programma van Lissabon 2020. Patrícia Rodrigues werd gefinancierd door FCT (SFRH/BD/96026/2013) en João Almeida-Coelho was van Universidade do Porto/FMUP en FSE-Fundo Social Europeu, NORTE 2020-Programa Operacional Regional do Norte, (NORTE-08-5369-FSE-000024-Programas Doutorais).
Acetone | Sigma | 34580 | |
Adenosine 5’-triphosphate disodium salt hydrate (Na2ATP) | Sigma | A2383 | |
Calcium carbonate (CaCO3) | Merck | 1.02067.0500 | |
Imidazole | VWR | 24720.157 | |
Magnesium chloride hexahydrate (MgCl2.6H2O) | Merck | 1.05833.0250 | |
Magnesium chloride solution (MgCl2 1M) | Sigma | M1028 | |
N,N-Bis(2-hydroxyethyl)taurine (BES) | Sigma | B9879 | |
Phosphocreatine dissodium salt hydrate (Na2PCr) | Sigma | P7936 | |
Potassium chloride (KCl) | Merck | 1.04936.1000 | |
Potassium hydroxide (KOH) | Merck | 8.14353.1000 | |
Propionic acid (C3H6O2) | Merck | 8.00605.0500 | |
Silicone Squeeze Tube | Marineland | 31003 | |
Tritiplex (EGTA) | Merck | 1.08435.0025 | |
Triton® X-100 10% | Merck | 648463 | |
Tissue homogeneizer (GKH GT Motor Control) | Terre Haute Glas-col | ||
Length Controller ( Model 315C-I) | Aurora Scientific | ||
Force Transducer (Model 403 A) | Aurora Scientific | ||
Software ASI 600A | Aurora Scientific | ||
Sotware VSL (Model 900B) | Aurora Scientific | ||
Inverted Microscope (IX51) | Olympus |