Modelli animali di impianti cocleari possono far progredire le conoscenze delle basi tecnologiche di trattare la perdita permanente dell’udito neuro-sensoriale con stimolazione elettrica. Questo studio presenta un protocollo chirurgico per assordante acuta e l’impianto cocleare di un array di elettrodi in topi come pure la valutazione funzionale con risposta uditiva del tronco cerebrale.
Gli impianti cocleari (CIs) sono dispositivi di neuroprosthetic che possono fornire un senso dell’udito ai sordi. Tuttavia, un IC non è possibile ripristinare tutti gli aspetti dell’udito. Miglioramento della tecnologia dell’impianto è necessaria se gli utenti CI sono per percepire musica ed eseguire in ambienti più naturali, come udito una voce con concorrenti chiacchieroni, riflessioni e altri suoni. Tale miglioramento richiede animali da esperimento per capire meglio i meccanismi della stimolazione elettrica della coclea e le risposte del sistema intero uditivo. Il mouse è un modello sempre più attraente grazie ai molti modelli genetici disponibili. Tuttavia, l’uso limitato di questa specie come modello CI è principalmente a causa della difficoltà di impiantare elettrodi piccoli. Ulteriori dettagli circa la procedura chirurgica sono pertanto di grande interesse per espandere l’uso di topi nella ricerca CI.
In questo rapporto, descriviamo in dettaglio il protocollo per assordante acuta e l’impianto cocleare di un array di elettrodi nel ceppo del mouse C57BL/6. Dimostriamo l’efficacia funzionale di questa procedura con risposta elettricamente evocate uditive del tronco cerebrale (eABR) e mostrano esempi di stimolazione del nervo facciale. Infine, si discute anche l’importanza di includere una procedura assordante quando si utilizza un udito normalmente animale. Questo modello di mouse fornisce una potente opportunità per lo studio dei meccanismi genetici e neurobiologici che sarebbero di pertinenza per utilizzatori di IC.
Gli impianti cocleari (CIs) sono dispositivi elettronici che possono fornire un senso dell’udito di persone con perdite uditive severe e profonde. Utilizza elettrodi impiantati chirurgicamente nella coclea dell’orecchio interno per stimolare direttamente il nervo uditivo. Ad oggi, CI è il maggior successo protesi sensoriali e ha aiutato più di 600.000 persone in tutto il mondo1. Tuttavia, il dispositivo ha carenze. In primo luogo, le prestazioni fornite dal dispositivo variano notevolmente tra i destinatari. In secondo luogo, discorso in ambienti rumorosi e musica sono ancora scarsamente percepiti dalla maggior parte degli utenti CI.
Per molti anni, i modelli animali sono stati utilizzati per comprendere meglio questi problemi nella ricerca di CI e di migliorare continuamente la sicurezza e l’efficacia dei dispositivi. I modelli hanno dato informazioni preziose in diversi fenomeni, come la plastica cambiamenti nel cervello che si svolgono seguendo CI impianto2, l’effetto dell’applicazione di terapia genica per preservare l’udito residuo3e proprietà biofisiche della stimolato elettricamente nervo uditivo4, tra molti altri esempi.
I topi sono un organismo modello potente a causa della grande disponibilità di modelli genetici della sordità. Altri vantaggi includono la possibilità di manipolare il genoma di topo (ad es., tramite il sistema CRISPR-Cas), la possibilità di utilizzare avanzate tecniche per lo studio dei meccanismi, in particolare nel cervello, l’alto tasso riproduttivo, il rapido sviluppo di imaging e facile allevamento e la manipolazione. Le principali sfide tecniche nell’esecuzione di interventi chirurgici CI nei topi sono le piccole dimensioni della coclea e la presenza di una grande arteria stapediali (SA). La SA di solito scomparirà durante lo sviluppo embrionale negli esseri umani ma persiste per tutta la vita in un certo numero di roditori, tra cui topi, ratti e gerbilli. La SA viene eseguito sotto la nicchia della finestra rotonda, che complica l’accesso alla coclea e aumenta il rischio chirurgico.
Studi precedenti hanno dimostrato la fattibilità dell’impianto CI in topi5,6,7. Irving et al hanno dimostrato che la stimolazione elettrica cronica intracochlear può essere raggiunto fino ad un mese. Stimolo acuto inoltre è stata effettuata, ma le registrazioni non sono state presentate. Hanno mostrato che cauterizzante l’arteria stapediali ha avuto alcun effetto significativo sulla soglia uditiva o il numero dei neuroni del ganglio spirale e che l’applicazione topica dell’aminoglicoside neomicina, un farmaco ototoxic, era un’efficace procedura assordante in topi5. Soken et al descritto un approccio dorsale modificato alla coclea del mouse attraverso la finestra rotonda per preservare meglio udienza stato6. A seguito di inserimento di un filo di platino-iridio, udito residuo sostanza è stata osservata con una risposta aumentata uditive del tronco cerebrale soglia (ABR) di 28 dB. Emissioni otoacustiche (OAE) sono stati persi in animali con grande ABR soglia turni6. Mistry et al ha verificato gli effetti funzionali ed istopatologici dell’impianto in assenza di stimolazione elettrica7. Anche se l’udienza è stata conservata nei topi impiantati sia 3 e 6 mesi alle basse frequenze, l’impianto ha provocato fibrosi-come il tessuto intorno all’impianto e osteoneogenesis circa la bullostomy7.
In breve, fuori i tre studi su CIs in topi, unico dimostra funzionale registrazione di stimolazione di CI. Irving e colleghi effettuato entrambe le registrazioni eABR acuta e cronica ma solo ha mostrato dati da cronica CI stimolazione5. Tuttavia, il modello cronico con un dispositivo impiantabile completamente sviluppato da Irving et è tecnicamente impegnativo. Non è ancora noto se acuta CI stimolazione, sia meno impegnativa e più veloce, può raggiungere risultati simili.
CIs sono utilizzati da persone con perdite uditive severe e profonde che non beneficiano di apparecchi acustici. Modelli animali per utilizzatori di IC pertanto dovrebbero includere una procedura assordante quando normalmente sentire gli animali sono usati. Un altro motivo per assordare gli animali dell’udito è che la stimolazione elettrica di un sordi o udito coclea produce diverse risposte neurali4,8,9,10,11, 12. stimolazione elettrica di una coclea sorda direttamente attiva le fibre del nervo uditivo e genera una risposta di electroneural (α). Esso è caratterizzato da breve latenza e una piccola gamma dinamica nella periferia8,10. D’altra parte, la stimolazione elettrica di una coclea di udito eccita anche le cellule ciliate in una risposta di elettrofonico (β) che è caratterizzata da latenze più lungo e più grande gamma dinamica4,11. La risposta di elettrofonico è attribuita al normale eccitazione delle fibre nervose di cellule ciliate interne, elettricamente indotta contrazione di cellule ciliate esterne e la generazione di un viaggio di onda4. Le risposte Electroneural ed elettrofonico anche tradursi in due modelli differenti attività nel sistema nervoso centrale9. Sato et al registrato i neuroni del midbrain di una cavia CI impiantato prima e dopo assordante con neomicina, che elimina il contributo di elettrofonico. Hanno mostrato che la pendenza della funzione tasso-livello era più ripida e tassi di infornamento superiore nello stato assordato rispetto all’udienza condizione9. Pertanto, in base alla domanda di ricerca ha dichiarata, è importante prendere in considerazione tra cui assordante elettrofonico separata e electroneural risposte su stimolazione elettrica del nervo uditivo.
Qui, descriviamo la procedura per assordante acuta e l’impianto cocleare di un array di elettrodi in un mouse nonché la registrazione funzionale di intracochlear stimolazione elettrica con risposta elettricamente evocate uditive del tronco cerebrale (eABR).
Questo manoscritto descrive l’approccio chirurgico per assordante acuta e l’impianto cocleare in mouse, come pure la valutazione funzionale di stimolazione di CI con risposta uditiva del tronco cerebrale. Anche se la coclea del mouse è piccola e l’intervento chirurgico impegnativo, il modello del mouse CI è fattibile e serve come uno strumento prezioso nella ricerca uditiva.
L’arteria stapediali è presente nell’orecchio medio del mouse. L’arteria entra la bulla posterior-medialmente e corre inferiormente alla nicchia della finestra rotonda e poi superiormente per la nicchia della finestra ovale. Nello sviluppo iniziale del modello del topo, abbiamo sperimentato il trauma seguente sanguinamento intra-operatorio mortale all’arteria stapediali, principalmente durante l’accesso a bulla. Di conseguenza, abbiamo adattato un approccio più limitato e letta la bulla nei passaggi da una dissezione più piccolo e raffinato. Da allora in poi sono stati osservati senza ulteriori complicazioni a causa di sanguinamento. Nonostante il fatto che tale cauterizzazione stapediali arteria non ha alcun effetto significativo sulla soglia uditiva o il numero dei neuroni del ganglio spirale in topi5, a nostro parere, non è necessario fino a quando la grande cura e attenzione sono presi durante l’intervento chirurgico. Vi consigliamo di prendere il tempo necessario per sviluppare le capacità psicomotorie e raggiungere la competenza tecnica. Il tempo medio dall’incisione iniziale alla chiusura intorno l’array di elettrodi impiantati in genere è 1-1,5 h.
L’intervento chirurgico descritto acuta nei topi CI è simile alla procedura “ventrale” e inserimento di finestra rotonda utilizzati in altri roditori, tra cui ratti e dei gerbilli20,21,22. Altri studi del roditore hanno utilizzato l’approccio”dorsale” con un cochleostomy giro basale invece di un inserimento della finestra rotonda, evitando la SA interamente e inserendo la matrice più profondamente6,23,24. L’impianto di un assembly di stimolazione cronica nei topi segue la stessa procedura come descritto in questo protocollo con l’aggiunta di una maglia di Dacron per fissare l’impianto e cura postoperatoria5.
Le principali sfide tecniche quando si eseguono interventi chirurgici CI nei topi sono le piccole dimensioni della coclea rispetto alla coclea dei ratti e dei gerbilli e la presenza di un grande SA. La SA è inoltre presente nei ratti ma non in gerbilli. Inoltre, poiché i topi sono più piccoli di ratti e dei gerbilli, sono più vulnerabili alle procedure chirurgiche.
Per eliminare le risposte elettrofonico nelle registrazioni eABR e imitare la perdita della cellula ciliata trovata nella maggior parte degli utenti CI, abbiamo assordato gli animali prima dell’inserimento di CI. Topi sono difficili da assordare ototoxically in vivo25 perché le concentrazioni sistemiche di aminoglicosidi necessari per causare ototossicità ha una finestra stretta dose: abbassare le dosi date sopra parecchi giorni porta senza perdita della cellula ciliata, considerando che una singola iniezione di una dose più alta può essere letale26. Inoltre, la suscettibilità agli aminoglicosidi è ceppo dipendente26. Tuttavia, è stato dimostrato che una singola dose di aminoglicosidi in combinazione con un diuretico di ciclo può produrre perdita eccessiva esterna della cellula ciliata in topi CBA/CaJ senza conseguenze fatali27. Morte della cellula ciliata interna in ritardo è stata segnalata a metà di tutte le coclee esaminati27.
In questo manoscritto, abbiamo usato l’applicazione topica della neomicina aminoglicosidi ispirato dal protocollo recentemente stabilito per di topi C57BL/65. Applicazione acuta di neomicina ha aumentato significativamente la soglia uditiva di scattare-evocate da 46 dB ± 6.1. Anche se questo aumento è maggiore l’aumento di 35 dB segnalato da Irving et al. (post-chirurgia pre-vs: 41,6 dB ± 3.3 vs 76,6 dB ± 4.4, p = 0.02, n = 3) 5, abbiamo raggiunto la stessa soglia post-assordante (75,7 dB ± 3,7 vs 76,6 dB ± 4.4). 0.05% neomicina è pensato per causare una perdita parziale dell’udito, principalmente dalla morte rapida esterna della cellula ciliata, come perdita della cellula ciliata interna richiede più tempo per verificarsi27. È quindi possibile che la risposta elettrofonico, che è generato sia da interno e cellule ciliate esterne4,8,9,10,11,12, è solo parzialmente eliminati negli animali assordati con udito residuo. Anche se 0,05% (peso/volume) neomicina non diminuisce il numero dei neuroni del ganglio spirale 4 settimane post-assordante5, è ancora sconosciuto se neomicina nel nostro setup acuta colpisce le fibre del nervo uditivo o promuove synaptopathy (perdita di sinapsi tra cellule ciliate interne e tipo ho uditiva del nervo fibre). Un’altra incertezza è che il trattamento topico neomicina non può produrre una distribuzione uniforme di perdita della cellula ciliata lungo la lunghezza della coclea. Gli studi futuri sono tenuti a rispondere a queste domande.
In sintesi, il numero crescente di modelli genetici per sordità umana e gli strumenti biochimici disponibili rendono il mouse un attraente modello animale per ricerca uditiva, compreso il campo di CIs.
The authors have nothing to disclose.
Gli autori vorrei ringraziare Pierre Stahl, Oticon Medical, Nizza, Francia, per la fornitura della piattaforma di stimolazione di animale e consigli su paradigmi di stimolazione e James B. Fallon e Andrew K. Wise da Istituto di bionica, Melbourne, Australia, per consulenza chirurgica . Questo lavoro è stato supportato da una sovvenzione della Swiss National Science Foundation (sovvenzione CER trasferimento a t.r.b.).
Hardware | |||
Sound-proof booth | IAC Acoustics, Winchester, UK | Mac-2 Enclosure RF Shielded Box 2A | |
MF1 Speaker | Tucker Davis Technologies (TDT), FL, USA | ||
PCB microphone | PCB Piezotronics, Inc, NY, USA | Model 378C01 | |
Low impedance headstage | TDT, FL, USA | RA4LI | |
Medusa pre-amplifier | TDT, FL, USA | RA4PA | |
RZ6 auditory processor | TDT, FL, USA | ||
Animal Stimulator Platform | ASP, Oticon Medical, Nice, France | ||
Multimeter | Fluks | #115 | |
Surgical equipment | |||
Closed-loop heating pad | FHC, Inc. ME, USA | ||
Eye ointment | Alcon, CH | Lacrinorm Augengel | |
Acoustic foam | Otoform Ak, Dreve Otoplastik GmbH | #464 | |
Disposable subdermal needle electrodes | Horizon, Rochester Electro-Medical Inc. | S83018-R9, 27G | |
Self-retaining retractor tool (Mini Collibri Retractor) | Fine Science Tools | #17000-01 | |
Suction wedges | Agnthos, SE | #42-886-460 | |
Absorbable paper point (Medium) | WPI, FL, USA | #504182 | |
Intracochlear electrode array | Bionics Institute, Melbourne, Australia | 4 channel | |
Spongostan Standard | Ferrosan Medical Devices | #MS0002 | |
Tissue glue. Loctite 4161 Superbond | Henkel | Part No 19743 | |
Animal Stimulator Platform (ASP) | Oticon Medical, Nice, France | ||
Drugs/chemicals | |||
Ketamine (Narketan) | Provet AG, CH | 100mg/mL, #VQ_320265 | |
Xylazine (Rompun) | Provet AG, CH | Inj Diss 2%, # 1315 | |
Bupivacaine | Compendium, CH | Bupivacain Sintetica inj Diss 0.5% | |
Atropine (Atropinesulfat Amino) | Amino AG, CH | 1 mg/ml | |
Betadine (Povidone/iodine) | Provedic, CH | ||
Neomycin (Neomycin trisulfate salt) | Sigma | N1876-25G, Lot#WXBB7516V | |
Software | |||
BioSigRZ | TDT, FL, USA | ||
Matlab | MathWorks, MA, USA | ||
ASP software | Oticon Medical, Nice, France |