概要

애벌레 Zebrafish의 생식소 조직의 해부

Published: April 26, 2017
doi:

概要

여기서 우리는 제브라 피쉬 섹스의 분화 및 유지 보수의 조사를 용이하게 애벌레 제브라 피쉬의 성선 조직을 분리하기위한 프로토콜을 제시한다.

Abstract

야생 제브라 피쉬는 ZZ / ZW 성 결정 시스템을 가지고 있지만, 길 들여진 제브라 피쉬는 성 염색체를 잃었다. 그들은 게놈가 공동으로 개별 물고기의 성 정체성을 결정 전반에 걸쳐 여러 유전자가 분산 polygenic 성 결정 시스템을 활용합니다. 현재 유전자는 생식소의 발달을 조절에 관여하고 작동 방법이 어려운 남아있다. 일반적으로, 성선 조직을 분리하는 것은 성 발달 과정을 조사하기위한 첫 번째 단계입니다. 여기서 우리는 zebrafish의 유충 DPF (17) DPF (일 포스트 수정) 25에서 성선 조직을 분리하는 방법을 제시한다. 분리 된 성선 조직은 연속적 형태 및 유전자 발현 프로파일 링에 의해 조사 할 수있다.

Introduction

야생 제브라 피쉬 염색체 4의 주요 여성 성 결정은 1 (즉, 일반적인 실험실 균주)를 분실하거나 들여진 제브라 피쉬에서 수정됩니다. 대신, 그들은 온도, 저산소증, 식품 가용성 및 인구 밀도 등 환경 요인에 의해 동행 polygenic 성 결정 시스템을 가지고있다. 제브라 피쉬 성 개발의 상세한 메커니즘은 완전히 이해되지 않습니다. 일차 성 판정 신호 (들) / 무엇 이러한 제브라 성 결정이 발생한 경우 등의 근본적인 문제가 있으며, 유전자 생식선 변환의 제 1 단계는, (3) 2 답변 남아 조절한다.

제브라 피쉬 성 개발의 과정에서 몇 가지 중요한 단계로 인식되고있다. 개발의 초기 단계에서, 4 HPF (시간 포스트 수정) 원시 생식 세포 (PGC와) 사양을 받아야에서 시작 생식기 능선 마이그레이션 및분아 증식. PGC 번호와 생식 세포와 체세포 사이의 상호 작용은 생식선 차별화 4 중요하다. 13 DPF (일 포스트 수정)에서, 생식선은 미분화 단계에 있습니다. 17 DPF으로 생식선 미래의 여성과 남성 모두에서 양방향 가능성이 난소로 발전. 난소에서 세포 사멸에 의존 전환은 고환에 21 ~ 25 DPF에서 시작하고 몇 주 동안 계속 사용할 수 있습니다. DPF (35)에 의해 상기 생식선의 성별 결정된 성별 별 생식 생산 7 양쪽 난소에서 진행되고, 6, 5 고환.

지금까지 다양한 후보 유전자 및 성 결정 메커니즘이 제안되었다. 단백질 체학 및 transcriptomic 분석은 성적으로 동종 이형 표현으로 많은 유전자를 격리하고 이들 유전자는 제브라 피쉬 (8)에서 성 차별을 연구하기 위해 사용되어왔다 </sup> 9,10. 예를 들면, 애벌레 제브라에서 cyp19a1a 유전자 특이 아니라 고환 (11), (12) 난소 표현된다. 또한 AMH 유전자 약하게 난소 난포 과립 막 세포에서 발현되지만 강하게 정소 세르 톨리 세포 (13)이다. 반대로, 바사 유전자가 지속적으로 적합한 생식선 마커 (14), (15) 제조, 남녀 모두 지브라 피쉬의 생식 세포에서 발현된다.

생식선 유전자 발현 량을 조사하는 것은, 특히 양방향 전위 난소 단계 3, 9에 결정 성 및 분화의 분자 메커니즘을 이해하는 것이 중요하다. 그러나 애벌레 제브라 피쉬와 상응 작은 생식선의 작은 크기 gonada의 분리를 복잡하게추가로 분자 분석을위한 조직 L. 사용 이전의 연구는 opercula 항문 구멍 (16) 사이에 전체 트렁크 영역을 해부. 이 준비는 포함 생식선 있지만, 여러 조직과 기관으로 구성되어 있습니다. 대안 적으로, 바사 같은 성선 GFP 특이 식 트랜스 제닉 동물 : EGFP는 형광 활성화 세포 분류 (FACS)과 레이저 캡처 마이크로 해부 (17), (18)를 통하여 생식선 조직의 분리를 위해 사용 하였다. 그러나 그들의 광범위한 응용이 제한됩니다. 여기, 우리는 17 DPF 25 DPF에서 애벌레 제브라 피쉬에서 성선 조직을 분리하는 간단한 절차를 설명합니다. 우리는 다른 기관에 대한 생식선의 위치를 ​​보여 주변 조직에서 형태 학적 손상 생식선을 격리 할 것. 우리는 더 높은 정량 PCR을 통해 트렁크 조직 (과 비교 고립 된 생식선로 표현 등 바사와 cyp19a1a과 생식선 특정 유전자를 보여qPCR에) 분석. 본 프로토콜은 이에 생식기 조직 (19)의 연속적인 분자 분석을 가능하게 식별, 분리, 정제 및 RNA 유생 지브라 피쉬의 생식선 특정 유전자의 증폭을 허용한다.

Protocol

Zebrafish의 실험은 복단 대학 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다. Zebrafish의 표준 절차 (20)에 따라 상승과 사육되었다. 1. 준비 애벌레 zebrafish의 DPF (17) DPF 25 육성 교차 전날 늦은 오후에 건너 탱크로 전송이 남성과 두 여성 성인 제브라 피쉬 (건강, 기존 3 개월에서 6 개월, 실험실 앱 스트레인). 장벽으로 남성과 여성을 분리합?…

Representative Results

생식기의 해부는 앱 스트레인 애벌레 제브라 피쉬에서 수행되었다. 도 1은 DPF (17)와 DPF (25)에서 유충 지브라 피쉬의 전형적인 생식선의 조직을 보여준다. 첫째, 피부와 복부의 한 쪽의 근육은 내부 장기를 노출 절단한다. 내부 장기의 질량을 제거한 후, 함께 생식소와 부레 트렁크에 남아 있습니다. 생식선은 ( '도 1b에</…

Discussion

제브라 피쉬는 강력한 모델이되었다 광범위하게 개발 및 질병 관련 연구에 사용됩니다. 뇌, 심장, 생식선, 신장 등의 성인 제브라 피쉬에서 기관의 분리를위한 방법은,도 23, 24, 25를 기록하고있다. 때문에 작은 크기와 애벌레 제브라 피쉬의 성선 조직의 역동적 인 리모델링에, 성선 조직의 분리가 어려운 작업입니다. 애벌레 생…

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

우리는 물고기 케어 C 장 감사합니다. 이 작품은 중국 국가 자연 과학 재단 (GP로 31171074, 31371099 및 31571067)에 의해 그리고 포강 인재 프로젝트 (GP에 09PJ1401900)에 의해 지원되었다.

Materials

Cell culture dish 100 mm Corning 430167 For embryo incubation
20 X EM For a 1 liter needed: add 17.5 g NaCl, 0.75 g KCl and 2.9 g CaCl.2H2O; then add 0.41 g KH2PO4, 0.412 g Na2HPO4 anhydrous and 4.9 g MgSO4. 7H2O.
1 X EM Dilute 20 X EM in distilled water
AGAROSE G-10 Gene 121985 For preparing the 2% agar plates 
Trizol Reagent Invitrogen 15596-026 For RNA isolation 
Meter glass Shen Bo 250 ml For preparing the 2% agar plates 
Microwave Oven Midea M1-211A For heating the AGAR
TWEEZER DUMONT#5INOX World Precision Instrument 500341 For dissection
Stereomicroscope Motic SMZ168 For dissection
Pure water equipment Millipore
Ringer’s solution For a 1 liter needed: Add 6.78g NaCl, 0.22 g KCl, 0.26 g CaCl2 and 1.19 g Hepes; then fill to 1 L; Adjust pH to 7.2. Sterilize by filtration and keep in an autoclaved clear polycarbonate container.
Transfer pipette Samco 202, 204
Metal bath QiLinbeier Model GL-150
Microscope Leica  M205 FA For photomicrograph
Centrifuge Eppendorf 5417R
Micro Scale RNA Isolation Kit  Ambion AM1931 For RNA isolation from gonad tissues
Dnase I  Sigma AMPD1-1KT For DNA digestion in the RNA solution 
RevertAid First Strand cDNA Synthesis Kit Thermo Scientific #K1631 For  first-strand cDNA synthesis
Rnase H  Thermo Scientific #EN0202 For digesting the residual RNA in the cDNA solution.
SYBR Green Realtime PCR Master Mix TOYOBO QPK-201 This product is a Taq DNA polymerase-based 2 x master mix for real-time PCR and  applicable for intercalation assay with SYBR Green I.
Spectrophotometer Ne Drop OD-2000+ Measuring the concentration of the total RNA
Mastercycler Eppendorf AG 22331 Hamburg gene expression profiling

参考文献

  1. Wilson, C. A., et al. Wild sex in zebrafish: loss of the natural sex determinant in domesticated strains. 遺伝学. 198 (3), 1291-1308 (2014).
  2. Liew, W. C., Orban, L. Zebrafish sex: a complicated affair. Genomics. 13 (2), 172-187 (2014).
  3. Orban, L., Sreenivasan, R., Olsson, P. Long and winding roads: Testis differentiation in zebrafish. Mol. Cell. Endocrinol. 312 (1-2), 35-41 (2009).
  4. Blaser, H., et al. Transition from non-motile behaviour to directed migration during early PGC development in zebrafish. J. Cell Sci. 118, 4027-4038 (2005).
  5. Wang, X. G., Orban, L. Anti-Müllerian hormone and 11 β-hydroxylase show reciprocal expression to that of aromatase in the transforming gonad of zebrafish males. Dev. Dynam. 236 (5), 1329-1338 (2007).
  6. Siegfried, K. R., Nüsslein-Volhard, C. Germ line control of female sex determination in zebrafish. Dev. Biol. 324 (2), 277-287 (2008).
  7. Uchida, D., Yamashita, M., Kitano, T., Iguchi, T. Oocyte apoptosis during the transition from ovary-like tissue to testes during sex differentiation of juvenile zebrafish. J. Exp. Biol. 205 (Pt 6), 711-718 (2002).
  8. Groh, K. J., Schönenberger, R., Eggen, R. I. L., Segner, H., Suter, M. J. F. Analysis of protein expression in zebrafish during gonad differentiation by targeted proteomics. Gen. Comp. Endocr. 193, 210-220 (2013).
  9. Siegfried, K. R. In search of determinants: gene expression during gonadal sex differentiation. J. Fish Biol. 76 (8), 1879-1902 (2010).
  10. Small, C. M., Carney, G. E., Mo, Q., Vannucci, M., Jones, A. G. A microarray analysis of sex- and gonad-biased gene expression in the zebrafish: evidence for masculinization of the transcriptome. BMC Genomics. 10, 579 (2009).
  11. Chiang, E. F., Yan, Y. L., Guiguen, Y., Postlethwait, J., Chung, B. Two Cyp19 (P450 aromatase) genes on duplicated zebrafish chromosomes are expressed in ovary or brain. Mol. Biol. Evol. 18 (4), 542-550 (2001).
  12. Kishida, M., Callard, G. V. Distinct cytochrome P450 aromatase isoforms in zebrafish (Danio rerio) brain and ovary are differentially programmed and estrogen regulated during early development. Endocrinology. 142 (2), 740-750 (2001).
  13. Rodríguez-Marí, A., et al. Characterization and expression pattern of zebrafish anti-Müllerian hormone (amh) relative to sox9a, sox9b, and cyp19a1a, during gonad development. Gene Expr.Patterns. 5 (5), 655-667 (2005).
  14. Krovel, A. V., Olsen, L. C. Expression of a vas::EGFP transgene in primordial germ cells of the zebrafish. Mech Dev. 116 (1-2), 141-150 (2002).
  15. Krovel, A. V., Olsen, L. C. Sexual dimorphic expression pattern of a splice variant of zebrafish vasa during gonadal development. Dev. Biol. 271 (1), 190-197 (2004).
  16. Tzung, K. W., et al. Early depletion of primordial germ cells in zebrafish promotes testis formation. Stem Cell Reports. 4 (1), 61-73 (2015).
  17. Hsiao, C., Tsai, H. Transgenic zebrafish with fluorescent germ cell: a useful tool to visualize germ cell proliferation and juvenile hermaphroditism in vivo. Dev. Biol. 262 (2), 313-323 (2003).
  18. Jorgensen, A., Nielsen, J. E., Morthorst, J. E., Bjerregaard, P., Leffers, H. Laser capture microdissection of gonads from juvenile zebrafish. Reprod Biol Endocrinol. 7, 97 (2009).
  19. Chen, S., Zhang, H., Wang, F., Zhang, W., Peng, G. nr0b1 (DAX1) mutation in zebrafish causes female-to-male sex reversal through abnormal gonadal proliferation and differentiation. Mol. Cell. Endocrinol. 433, 105-116 (2016).
  20. Westerfield, M. . The Zebrafish Book: A Guide for The Laboratory Use of Zebrafish (Danio rerio). , (2000).
  21. Liew, W. C., et al. Polygenic sex determination system in zebrafish. PLoS One. 7 (4), e34397 (2012).
  22. Parichy, D. M., Elizondo, M. R., Mills, M. G., Gordon, T. N., Engeszer, R. E. Normal table of postembryonic zebrafish development: staging by externally visible anatomy of the living fish. Dev Dyn. 238 (12), 2975-3015 (2009).
  23. Gupta, T., Mullins, M. C. Dissection of Organs from the Adult Zebrafish. J. Vis Exp. (37), (2010).
  24. Arnaout, R., Reischauer, S., Stainier, D. Y. R. Recovery of Adult Zebrafish Hearts for High-throughput Applications. J. Vis Exp. (94), (2014).
  25. Gerlach, G. F., Schrader, L. N., Wingert, R. A. Dissection of the Adult Zebrafish Kidney. J. Vis Exp. (54), (2011).
  26. Yoon, C., Kawakami, K., Hopkins, N. Zebrafish vasa homologue RNA is localized to the cleavage planes of 2- and 4-cell-stage embryos and is expressed in the primordial germ cells. Development. 124 (16), 3157-3165 (1997).
  27. Braat, A. K., Speksnijder, J. E., Zivkovic, D. Germ line development in fishes. Int. J. Dev. Biol. 43 (7), 745-760 (1999).
  28. Huang, H. Y., Ketting, R. F. Isolation of zebrafish gonads for RNA isolation. Methods Mol Biol. 1093, 183-194 (2014).

Play Video

記事を引用
Wang, X., Chen, S., Zhang, W., Ren, Y., Zhang, Q., Peng, G. Dissection of Larval Zebrafish Gonadal Tissue. J. Vis. Exp. (122), e55294, doi:10.3791/55294 (2017).

View Video