概要

Contrast Imaging in muis embryo's met behulp van hoge-frequentie Ultrasound

Published: March 04, 2015
doi:

概要

Hier presenteren we een protocol om echografie microbellen contrastmiddelen in levende, geïsoleerde late zwangerschap stadium muizen embryo's te injecteren. Deze methode maakt de studie van perfusie parameters en vasculaire moleculaire merkers binnen het embryo met contrastmiddel hoogfrequente ultrasone beeldvorming.

Abstract

Ultrasound contrast-enhanced imaging can convey essential quantitative information regarding tissue vascularity and perfusion and, in targeted applications, facilitate the detection and measure of vascular biomarkers at the molecular level. Within the mouse embryo, this noninvasive technique may be used to uncover basic mechanisms underlying vascular development in the early mouse circulatory system and in genetic models of cardiovascular disease. The mouse embryo also presents as an excellent model for studying the adhesion of microbubbles to angiogenic targets (including vascular endothelial growth factor receptor 2 (VEGFR2) or αvβ3) and for assessing the quantitative nature of molecular ultrasound. We therefore developed a method to introduce ultrasound contrast agents into the vasculature of living, isolated embryos. This allows freedom in terms of injection control and positioning, reproducibility of the imaging plane without obstruction and motion, and simplified image analysis and quantification. Late gestational stage (embryonic day (E)16.6 and E17.5) murine embryos were isolated from the uterus, gently exteriorized from the yolk sac and microbubble contrast agents were injected into veins accessible on the chorionic surface of the placental disc. Nonlinear contrast ultrasound imaging was then employed to collect a number of basic perfusion parameters (peak enhancement, wash-in rate and time to peak) and quantify targeted microbubble binding in an endoglin mouse model. We show the successful circulation of microbubbles within living embryos and the utility of this approach in characterizing embryonic vasculature and microbubble behavior.

Introduction

Contrastversterkte echografie maakt gebruik van microbellen contrastmiddelen te visualiseren en te karakteriseren de vasculaire milieu. Deze agenten in staat stellen niet-invasieve evaluatie van de microcirculatie, vasculariteit en cardiovasculaire functie. Bovendien kan modificatie van het oppervlak bel leiden gerichte microbellen binden aan endotheel biomarkers, zoals aangetoond in preklinische toepassingen van angiogenese, atherosclerose en ontsteking 1,2 waardoor moleculaire ultrasone beeldvorming van vasculaire voorvallen mogelijk. Contrastechografie ultrageluid kan derhalve worden gebruikt om de complexe en diverse omgevingen die invloed gezonde en zieke bloedvaten toestanden 3-5 identificeren.

In de afgelopen aantal jaren is de belangstelling voor het nut van microbellen beeldvorming uitgebreid tot de veelzijdige muis embryo model. Als een model van de ontwikkeling van zoogdieren, introductie van microbellen in de embryonale vaatstelsel verbetert fysiologischestudie van de ontwikkeling bloedsomloop (bijvoorbeeld bloedstroom, hartminuutvolume) en in geval van transgene en gerichte mutant muismodellen van hartziekte 6,7, kan informatie krijgen over hoe genetische factoren veranderen cardiovasculaire functie. In feite, kwantitatieve en kwalitatieve analyses van 2D embryonale hersenen vasculatuur al bereikt 8. Bovendien, de muis embryo presenteert als een uitstekend model voor het onderzoeken van de binding van gerichte microbellen vasculaire markers in vivo. Bartelle et al. 9, bijvoorbeeld, hebben avidine microbellen geïntroduceerd in embryo cardiale ventrikels om gerichte binding beoordelen Biotag-BirA transgene embryo's en onderzoeken vasculaire anatomie. Het genereren van heterozygote en homozygote muismodellen kunnen ook worden gebruikt als een surrogaat voor tumormodel studies gericht op de kwantitatieve aard van moleculaire ultrageluid bepalen – een belangrijke benchmark vertaling van deze techniek om de kliniek.

<p class = "jove_content"> Microbelletjes worden het vaakst ingevoerd om de embryonale circulatie via intra-cardiale injecties in enkele embryo's blootgesteld via een laparotomie 8-10. In utero injecties worden echter geconfronteerd met een aantal uitdagingen. Deze omvatten injectie begeleiding, de noodzaak om de beweging in de moeder en geëxterioriseerde embryo tegen te gaan, het onderhoud van hemodynamische levensvatbaarheid bij de moeder en exteriorized embryo's, het aanpakken van de lange-termijn effecten van anesthesie en complicaties als gevolg van bloedingen 11. Daarom is het doel van het onderzoek was een techniek voor het injecteren van microbelletjes in geïsoleerde levende laat-stadium embryo 12 ontwikkelen. Deze optie biedt meer vrijheid in termen van injectie controle en positionering, reproduceerbaarheid van het beeldvlak zonder obstructie, en vereenvoudigde beeldanalyse en kwantificering.

In de huidige studie, schetsen we een nieuwe procedure voor de injectie van microbellen in levende muizen embryo's for de toepassing van het bestuderen van microbellen kinetisch gedrag en van het bestuderen van gerichte microbellen binden aan endogene endotheeloppervlak markers. Niet-lineaire contrast specifieke echografie wordt gebruikt voor het meten van een aantal basis perfusieparameters inclusief piekverhogingsfactor (PE), wassen-in en de tijd tot piek (TTP) in geïsoleerde E17.5 embryo's. We tonen ook de geldigheid van de embryo voor de beoordeling van de kwantitatieve aard van moleculaire ultrageluid in een embryonale endoglin functieverlies transgeen muismodel, waarbij endoglin een klinisch relevant doel vanwege de hoge expressie in vasculaire endotheelcellen op plaatsen van actieve angiogenese 13 . De hechting van-endogline gerichte (MB E), rat isotype IgG 2 controlepunten (MB C) en ongerichte (MB U) microbellen wordt geëvalueerd in heterozygote endoglin (Eng +/-) en homozygote endoglin (Eng + / +) uiten van embryo's. Analyse van de gerichte binding blijkt dat moleculaire echografie te maken tussen genotypen en endoglin betrekking receptor dichtheden meetbare moleculaire ultrageluid niveaus.

Protocol

OPMERKING: De experimentele procedures uitgevoerd in dit onderzoek werden goedgekeurd door de Animal Care Committee bij Sunnybrook Research Institute (Toronto, Ontario, Canada). Procedures voor de humane behandeling van dieren moeten worden opgevolgd. Aangenomen wordt dat de onderzoeker wordt getraind in de basiswerking van een ultrasoon beeldvormingssysteem. Dit protocol werkt het beste met twee personen. 1. Dierlijke Modellen Mate CD-1 mannelijke en vrouwelijke Mus musculus<…

Representative Results

De injectie van ultrageluid contrastmiddelen in ex utero muizenembryo's is afhankelijk van de succesvolle isolatie van levende, late zwangerschap stadium embryo van de baarmoeder en het onderhoud van levensvatbaarheid in de loop van de injectie en bijbehorende echografie. Zodra het embryo is buiten gebracht en gepositioneerd, zoals getoond in figuur 1, zorgvuldig injectie van contrastmiddel in de embryonale vasculatuur mogelijk. Een typisch B-modus ultrasoon beeld van een E17.5 muis embryo …

Discussion

Ultrageluidcontrastmiddelen werden geïnjecteerd in een laat stadium van de dracht muis embryo's en niet-lineaire contrast beelden werden verworven om perfusie parameters te meten en gerichte microbellen bindend. Succesvolle beeldvorming microbellen in embryonale vasculatuur was afhankelijk van een aantal factoren, waarvan de eerste levensvatbaar embryo. Alle apparatuur en toestellen werden voorbereid om de benodigde tijd voor isolatie van embryo van de baarmoeder naar het begin van injectie te minimaliseren. Aangez…

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by the Terry Fox Program of the National Cancer Institute of Canada.

Materials

Reagents Company Catalog Number Comments/Description
Antibodies (biotinylated, eBioscience) Antibody choice depends on the experiment
      rat isotype IgG2 control eBioscience 13-4321-85 This antibody/microbubble combination is often required as experimental control 
      biotin anti-mouse CD309 eBioscience 13-5821-85
Biotinylated rat MJ 7/18 antibody to mouse endoglin In house hybridoma Outside antibodies may also be appropriate: we  have used eBioscience (13-1051-85 ) in the past
Distilled water
Embryo media
     500 mL Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium with high glucose Sigma D5796
     50 mL Fetal Bovine Serum ATCC 30-2020 lot # 7592456
     Hepes  Gibco 15630 5mL, 1M
     Penicillin-Streptomycin  Gibco 15140-122 5 mL, 10,000 units Pen., 10,000 ug Strep
Ethanol, 70%
Ice
Paraformaldehyde Sigma 76240 4%
Phosphate Buffered Saline [1x]  Sigma D8537 1x, w/o calcium chloride & magnesium chloride
Pregnant mouse, CD-1 Charles River Laboratories Inc. 
0.9% sodium chloride (saline) Hospira 0409-7984-11
Ultrasound contrast agent, target ready and untargeted MicroMarker; VisualSonics Inc.
Ultrasound gel (Aquasonic 100, colourless) CSP Medical 133-1009
Equipment
Cell culture plates (4) :  100×20 mm Fisher Scientific 08-772-22
Cell culture plates (12) : 60×15 mm Sigma D8054
Centrifuge Sorvall Legend RT centrifuge 
Conical tubes, 50 mL BD Falcon VWR 21008-938
Diluent Beckman Coulter Isoton II Diluent, 8448011
Dissection scissors (Wagner) Fine Science Tools Wagner 14068-12
Forceps (2), Dumont SS (0.10×0.06 mm) Fine Science Tools 11200-33
Forceps, splinter VWR 25601-134
Glass beaker, 2 L (Griffin Beaker) VWR 89000-216
Glass capillaries, 1×90 mm GD-1 with filament Narishige GD-1
Glass needle puller Narishige PN-30
Gloves Ansell 4002
Gross anatomy probe Fine Science Tools 10088-15
Hot plate VWR 89090-994
Ice bucket Cole Parmer RK 06274-01
Imaging Platform VisualSonics Inc. Integrated Rail System
Light source, fiber-optic Fisher Scientific 12-562-36 Ideally has adjustable arms
Luers (12), polypropylene barbed female ¼-28 UNF thread Cole Parmer 45500-30
Micro-ultrasound system, high-frequency VisualSonics Inc. Vevo2100
Needles, 21 gauge  (1”) VWR 305165
Particle size analyzer Beckman Coulter Multisizer 3 Coulter Counter
Perforated spoon (Moria) Fine Science Tools MC 17 10373-17
Pins (6), black anodized minutien 0.15 mm Fine Science Tools 26002-15
Pipettors [2-20 uL, 20-200uL, 100-1000uL] Eppendorf Research Plus  adjustable 3120000038;       3120000054;       3120000062
Pipettor tips [2-200uL, 50-1000uL] Eppendorf epT.I.P.S.                   22491334;             022491351
Scissors
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Dow Corning
Tubing, Tygon laboratory 1/32×3/32” VWR 63010-007
Wooden applicator stick (swab, cotton head) VWR CA89031-270
Surgical microscope 5-8x magnification Fisher Scientific Steromaster
Syringes, 1 mL Normject Fisher 14-817-25
Syringes (10), 30 mL VWR CA64000-041
Syringe infusion pump  Bio-lynx  NE-1000
Thermometer, -20-110oC VWR 89095-598
Timer VWR 33501-418
Tubes, Eppendorf VWR 20170-577
Tube racks (3) VWR 82024-462
Ultrasound transducer, 20 MHz VisualSonics Inc. MS250
Vannas-Tubingen, angled up Fine Science Tools 15005-08

参考文献

  1. Voigt, J. U. Ultrasound molecular imaging. Methods. 48 (2), 92-97 (2009).
  2. Klibanov, A. Preparation of targeted microbubbles: Ultrasound contrast agents for molecular imaging. Medical Biological Engineering Computing. 47 (8), 875-882 (2009).
  3. Cosgrove, D., Lassau, N. Imaging of perfusion using ultrasound. European Journal Of Nuclear Medicine And Molecular Imaging. 37 (S1), 65 (2010).
  4. Williams, R., et al. Dynamic microbubble contrast-enhanced US to measure tumor response to targeted therapy: A proposed clinical protocol with results from renal cell carcinoma patients receiving antiangiogenic therapy. Radiology. 260 (2), 581 (2011).
  5. Burns, P. N., Wilson, S. R. Focal liver masses: Enhancement patterns on contrast-enhanced Images – Concordance of US scans with CT scans and MR images. Radiology. 242 (1), 162 (2006).
  6. Phoon, C. K. L., Aristizabal, O., Turnbull, D. H. 40 MHz doppler characterization of umbilical and dorsal aortic Blood flow in the early mouse embryo. Ultrasound. In Medicine And Biology. 26 (8), 1275-1283 (2000).
  7. Phoon, C. K. L., Aristizabal, O., Turnbull, D. H. Spatial velocity profile in mouse embryonic aorta and doppler-derived volumetric flow: A preliminary model. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283, H908-H916 (2002).
  8. Aristizábal, O., Williamson, R., Turnbull, D. H. . 12A-4 in vivo 3D contrast-enhanced imaging of the embryonic mouse vasculature. Paper presented at Ultrasonics Symposium. , (2007).
  9. Bartelle, B. B., et al. Novel genetic approach for in vivo vascular imaging in mice. Circ.Res. 110 (7), 938-947 (2012).
  10. Endoh, M., et al. Fetal gene transfer by intrauterine injection with microbubble-enhanced ultrasound. Molecular Therapy. 5 (5), 501-508 (2002).
  11. Yamada, M., Hatta, T., Otani, H. Mouse exo utero development system: Protocol and troubleshooting. Congenital Anomalies. 48 (4), 183-187 (2008).
  12. Denbeigh, J. M., Nixon, B. A., Hudson, J. M., Purin, M. C., Foster, F. S. VEGFR2-targeted molecular imaging in the mouse embryo: An alternative to the tumor model. Ultrasound in medicine and biology. 40 (2), 389-399 (2014).
  13. Paauwe, M., Dijke, t. e. n., P, L. J. A. C., Hawinkels, Endoglin for tumor imaging and targeted cancer therapy. Expert Opinion On Therapeutic Targets. 17 (4), 421-435 (2013).
  14. Bourdeau, A., Faughnan, M. E., Letarte, M. Endoglin-deficient mice, a unique model to study hereditary hemorrhagic telangiectasia. Trends Cardiovasc. Med. 10 (7), 279-285 (2000).
  15. Whiteley, K. J., Adamson, S. L., Pfarrer, C. D. Vascular corrosion casting of the uteroplacental and fetoplacental vasculature in mice. Placenta And Trophoblast: Methods And Protocols. 121 (121), 371-392 (2006).
  16. Kulandavelu, S., et al. Embryonic and neonatal phenotyping of genetically engineered mice. ILAR Journal. 47 (2), 103-10 (2006).
  17. Kalaskar, V. K., Lauderdale, J. D. Mouse embryonic development in a serum-free whole embryo culture system. Journal of Visualized Experiments. 85, (2014).
  18. Willmann, J. K., et al. Targeted contrast-enhanced ultrasound imaging of tumor angiogenesis with contrast microbubbles conjugated to integrin-binding knottin peptides. The Journal of Nuclear Medicine. 51 (3), 433-440 (2010).
  19. Deshpande, N., Ren, Y., Foygel, K., Rosenberg, J., Willmann, J. K. Tumor angiogenic marker expression levels during tumor growth: Longitudinal assessment with molecularly targeted microbubbles and US imaging. Radiology. 258 (3), 804-811 (2011).
  20. Lyshchik, A., et al. Molecular imaging of vascular endothelial growth factor receptor 2 expression using targeted contrast-enhanced high-frequency ultrasonography. Journal Of Ultrasound In Medicine. 26 (11), 1575-1586 (2007).
  21. Jerkic, M., et al. Endoglin regulates nitric oxide-dependent vasodilatation. The FASEB Journal. 18 (3), 609-611 (2004).
  22. Denbeigh, J. M., Nixon, B. A., Lee, J. J. Y., et al. . Contrast-Enhanced Molecular Ultrasound Differentiates Endoglin Genotypes in Mouse Embryos. , (2014).
  23. Adamson, S. L., Lu, Y., Whiteley, K. J., et al. Interactions between trophoblast cells and the maternal and fetal circulation in the mouse placenta. Dev Biol. 250, 358-35 (2002).
  24. Needles, A., et al. Nonlinear contrast imaging with an array-based micro-ultrasound system. Ultrasound. Medicine Biology. 36 (12), 2097 (2010).
  25. Watson, E. D., Cross, J. C. Development of structures and transport functions in the mouse placenta. Physiology. 20 (3), 180-193 (2005).
  26. Shalaby, F., Rossant, J., Yamaguchi, T. P., et al. Failure of blood-island formation and vasculogenesis in Flk-1-deficient mice. Nature. 376, 62-66 (1995).
  27. Kwee, L., Baldwin, H. S., Shen, H. M., et al. Defective development of the embryonic and extraembryonic circulatory systems in vascular cell adhesion molecule (VCAM-1) deficient mice. Development. 121, (1995).
  28. Mercurio, A. M. Lessons from the α2 integrin knockout mouse. The American journal of pathology. , 161-163 (2002).
  29. Hodivala-Dilke, K. αvβ3 integrin and angiogenesis: a moody integrin in a changing environment. Curr Opin Cell Biol. 20, 514-519 (2008).
  30. Pysz, M. A., Gambhir, S. S., Willmann, J. K. Molecular imaging: current status and emerging strategies. Clinical radiology. 65, 500-516 (2010).
  31. Cybulsky, M. I., Iiyama, K., Li, H., et al. A major role for VCAM-1, but not ICAM-1, in early atherosclerosis. J Clin Invest. 107, 1255-1262 (2001).
  32. Xu, H., Gonzalo, J. A., St Pierre, ., Y, , et al. Leukocytosis and resistance to septic shock in intercellular adhesion molecule 1-deficient mice. J Exp Med. 180, 95-109 (1994).
  33. Gerwin, N., Gonzalo, J. A., Lloyd, C., et al. Prolonged eosinophil accumulation in allergic lung interstitium of ICAM-2-deficient mice results in extended hyperresponsiveness. Immunity. 10, 9-19 (1999).
  34. Johnson, R. C., Mayadas, T. N., Frenette, P. S., et al. Blood cell dynamics in P-selectin-deficient mice. Blood. 86, 1106-1114 (1995).
  35. Corrigan, N., Brazil, D., McAuliffe, F. High-frequency ultrasound assessment of the murine heart from embryo through to juvenile. Reproductive Sciences. 17 (2), 147-14 (2010).
  36. Turnbull, D. H., Bloomfield, T. S., Baldwin, H. S., Foster, F. S., Joyner, A. L. Ultrasound backscatter microscope analysis of early mouse embryonic brain development. Proc Natl Acad Sci U S A. 92, 2239-2243 (1995).
  37. Greco, A., Mancini, M. L., Gargiulo, S., et al. Ultrasound Biomicroscopy in Small Animal Research: Applications in Molecular and Preclinical Imaging. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2012, (2012).
  38. Pysz, M. A., Guracar, I., Foygel, K., Tian, L., Willmann, J. K. Quantitative assessment of tumor angiogenesis using real-time motion-compensated contrast-enhanced ultrasound imaging. Angiogenesis. 15, 433-442 (2012).
  39. Larina, I. V., et al. Live imaging of blood flow in mammalian embryos using doppler swept-source optical coherence tomography. J.Biomed.Opt. 13 (6), 060506-06 (2008).
  40. Garcia, M. D., Udan, R. S., Hadjantonakis, A. K., Dickinson, M. E. . Live imaging of mouse embryos. 4 (4), 104-10 (2011).
  41. Teichert, A., et al. Endothelial nitric oxide synthase gene expression during murine embryogenesis. Commencement of expression in the embryo occurs with the establishment of a unidirectional circulatory system. Circulation Research. 103 (1), 24-33 (2008).
  42. Walls, J. R., Coultas, L., Rossant, J., Henkelman, R. M. Three-dimensional analysis of vascular development in the mouse embryo. PLoS One. 3 (8), (2008).

Play Video

記事を引用
Denbeigh, J. M., Nixon, B. A., Puri, M. C., Foster, F. S. Contrast Imaging in Mouse Embryos Using High-frequency Ultrasound. J. Vis. Exp. (97), e52520, doi:10.3791/52520 (2015).

View Video