1. Développement des embryons Quand ils sont pondus, les œufs sont regroupés en raison de filaments de fixation sur le chorion. Pour que les embryons se développent normalement, il est nécessaire de séparer les oeufs. Tangle et couper les filaments de fixation en maintenant les filaments de fixation avec deux pinces. Après unclustering, les oeufs sont séparés de fèces et d'algues et transférées dans un milieu d'embryons frais à une densité maximum de 40 œufs par 6cm boîte de Petri. Embryons de medaka développer un peu plus lent que le poisson-zèbre à 27 ° C. Le moment de l'éclosion est différente entre les deux espèces; embryons de medaka éclosion du chorion en 7 jours et immédiatement commencer à nager et manger, alors embryons de poisson zèbre éclosent au bout de 2 jours, mais commencent à nager et de manger dans les 5-6 jours. Développement de medaka est mis en scène selon la mise en scène Iwamatsu 4. Le développement des embryons de medaka peuvent être facilement ajustés aux plans expérimentaux en sélectionnant letempérature. Développement des embryons de medaka peut être arrêté à 4 ° C en début de développement. Après l'étape 24, lorsque battements du cœur commence, le développement peut être ralenti en utilisant une température minimale de 18 ° C. Le moment d'apparition des organes / tissus est légèrement différente dans medaka rapport avec le poisson zèbre, c'est à dire dans somitogenèse medaka survient après le début du développement du cerveau alors que dans le poisson-zèbre somitegenesis précède le développement du cerveau. 2. Retrait du chorion Le chorion de medaka compose de deux couches de protection à l'intérieur d'une couche dure et une surface extérieure souple. Ainsi, un traitement à la protéase en deux étapes en utilisant la pronase et enzyme d'éclosion est nécessaire de supprimer ce chorion. Une fois dechorionated, les embryons doivent être conservés en 1X BSS. Semi-stériles conditions permettra d'améliorer la culture d'embryons dechorionated succès, surtout lorsque les périodes d'observation plus longues sont nécessaires. Il s'agit notamment deen utilisant des solutions stériles (stérilisés par exemple 1X BSS avec des antibiotiques) et des outils stérilisés avec de l'éthanol 70% puis rinçage à l'1X BSS. Comme dechorionated embryons de medaka sont plus doux et plus fragiles que les embryons de poisson zèbre dechorionated, des précautions supplémentaires doivent être prises pour veiller à ce qu'ils n'entrent pas en contact de l'air ou de bulles dans la pipette, au risque de provoquer l'effondrement immédiat. Afin de garantir un minimum de dommages aux embryons, une pipette à large goulot de la chaleur en verre poli avec pompe à pipette doit être utilisée pour le transfert d'embryons et une boucle de cheveux doivent être utilisés pour orienter embryons pour l'observation. Non adhérentes boîtes de Petri doivent être utilisés pour prévenir les embryons de se fixer aux surfaces. Avant dechorionation il faut vérifier que les œufs ont été suffisamment séparés et nettoyés. Étant donné que la pronase et des enzymes d'incubation sont protéinases, ils doivent être conservés sur de la glace et de minimiser l'exposition des embryons de ces enzymes. Transfert des œufs à sandpapar (p2000 grain, imperméable à l'eau) placé dans le couvercle d'une boîte de Pétri 9cm. Retirer milieu en excès, mais d'assurer un volume suffisant demeure pour empêcher le dessèchement des embryons. Roulez doucement embryons pendant environ 45-60 secondes pour enlever une partie des poils de surface extérieure et légèrement entailler la surface du chorion (Figure 1). Transfert d'embryons revenir à une boîte de Pétri d'origine et d'examiner. Lorsque vous roulez sur du papier de verre embryons utiliser l'index, en appliquant une pression minimale et le maintien doigt parallèlement à la surface du papier de verre. Ne pas rouler plus de 5-7 embryons à la fois. Cette précaution permettra de minimiser les risques d'écrasement embryons dessous de l'autre. Remplacer milieu à l'œuf dans un plat avec de la pronase 20mg/ml et d'embryons incuber pendant 40-60 minutes à 27 ° C. Assurer embryons sont suffisamment couverts par la pronase et un couvercle est présent sur le plat. Pronase utilisé doit être conservé sur de la glace au cours de cette étape à mitienne pas compte d'auto-digestion et peut être réutilisé jusqu'à ce que l'activité est perdue (environ 1-2 semaines). Récupérer pronase pour les embryons de réutilisation et de lavage 5X en milieu embryon pour éliminer les traces de pronase car cela inactiver l'enzyme d'éclosion à ajouter. Retirer moyen d'embryons et d'embryons de couverture avec l'enzyme d'éclosion, les embryons assurant siéger en tant que monocouche dans le plat. Si les œufs s'asseoir sur le dessus les uns des autres dans le plat, ceux d'en bas seront écrasés comme le chorion se dissout. Gardez enzyme d'éclosion utilisé sur la glace. Incuber les embryons à 27 ° C et après 15 minutes de vérifier périodiquement l'état d'avancement de l'éclosion à l'aide d'un stéréomicroscope. On verra qu'un certain nombre de cratère lunaire-comme les trous commencent à apparaître dans la couche interne du chorion, qui se dissout rapidement suite à cette sortie de la couche externe souple du chorion facilement enlevé manually. L'ensemble du processus d'éclosion peut prendre 15-60 minutes. Dès que les embryons sortent du chorion, transférer des embryons à une boîte de Pétri contenant 1X BSS. Assurez-vous de ne pas transférer enzyme d'éclosion au BSS 1X en touchant la pointe de la pipette sur la surface de la BSS permettant aux embryons à rouler doucement sur. Une fois que tous les embryons sont transférés à partir enzyme d'éclosion, faire un transfert définitif vers un autre plat frais de 1X BSS. Cela garantit embryons ne sont pas exposés à des restes de l'enzyme d'éclosion, car cela pourrait endommager les embryons exposés. Une fois dans ce plat final des embryons encore qui possèdent la couche externe du chorion peut être libéré manuellement à l'aide de micro-pinces stérilisées sous la loupe binoculaire. Si les embryons doivent être développées dechorionation suivante, pénicilline / streptomycine doit être ajouté àle BSS à empêcher la croissance bactérienne. Figure 1. Comparaison des embryons laminés et déroulé pendant dechorionation. Observez comment les embryons laminés dans le groupe B n'ont pas les poils visibles sur les embryons déroulé dans le panneau A. 3. Montage embryons dechorionated Intégration d'agarose est utile pour des périodes plus longues de l'imagerie (par exemple, imagerie time-lapse) pour les embryons vivants ainsi que pour les observations détaillées des embryons fixes. Au cours de la gastrulation et organogenèse précoce (stade 14 au stade 28), les embryons de medaka présentent des vagues de mouvements rythmiques contractiles à travers le périderme, une couche de tissu qui recouvre à la fois le développement de l'embryon et le jaune 5. Les embryons sont traités avec 3,5 mm 1-heptanol pour arrêter les mouvements contractiles 6. Pour arrêter le mouvement d'embryons après stage 28 (64hpf), les embryons sont anesthésiés en ajoutant des gouttes de tricaïne mésilate (TMS) avant enrobage. TMS est également ajouté à la gélose (ajouter seulement une quantité minimale, cette dose doit être optimisé, environ une dilution 1:25). Décongeler une petite quantité de 3% d'agarose à basse température de gélification (en 1X BSS) en chauffant à 37 ° C et maintenir à cette température. Les étapes suivantes doivent être réalisées rapidement afin que l'agarose ne pas se solidifier avant d'orienter l'embryon. On utilise un support de verre à large ouverture pipette agarose fondu suffisamment pour remplir la dépression bouchon d'un tube Eppendorf. Transfert d'un embryon dechorionated à la dépression bouchon en minimisant transportant plus de BSS avec l'embryon. Immédiatement absorption de l'agarose et de l'embryon de la dépression bouchon et le transfert vers une chambre de Petri boîte de culture. Un plat de 3.5cm de Pétri avec une fenêtre en verre au fond est utilisé. Pour l'imagerie à l'aide d'un microscope inversé,embryons sont face vers le bas et orientée vers le corps placé tout près de la vitre de protection. Pour l'imagerie à l'aide d'un microscope droit, l'épaisseur de l'agarose est minimisée. Placer la capsule 3.5cm de Petri dans un plat de diamètre 14cm de glace de Petri contenant et l'eau (eau rempli à environ 1/3 profondeur totale de grand plat). Tout en maintenant la chambre fermement sur le fond de la boîte de Petri 14 cm, utiliser une boucle de cheveux pour orienter doucement l'embryon tel que souhaité dans le agarose fondu et maintenir l'embryon jusqu'à l'agarose se solidifie par un léger soulèvement et d'abaissement de la petite cuvette dans sa position initiale dans l'eau glacée. 4. La transplantation de cellules dans des embryons de medaka Le but de cette procédure est de déterminer si le gène d'intérêt agit cellule autonome (dans une cellule) ou non cellulaire autonome (entre les cellules). Les cellules donneuses peuvent être marqués avec un colorant traceur tel que la rhodamine-dextran avant transplantation (tel que décrit dans «La micro-injection d'embryons Medaka« le protocole d'accompagnement JoVE) ou une souche transgénique avec une expression de GFP peut être utilisé, permettant une évaluation de transplantation. Une combinaison des deux techniques de marquage est souvent utile pour surmonter l'auto-fluorescence qui peuvent être rencontrées. Pour time-lapse études après la transplantation, expression de la GFP est particulièrement utile. Utiliser une pipette en verre à large ouverture avec pompe à pipette long de cette procédure et stériliser tous les outils (y compris les diapositives) au préalable avec EtOH à 70%, suivi par un rinçage soigneux avec 1X stérile BSS. Embryons receveurs sont généralement développés autour de la 12e étape car cela permet la discrimination des pôles ventrales et dorsales lors de la réalisation de transplantation. Commencer dechorionating embryons 1,5 heure avant la transplantation et dispositif d'injection de configuration au cours d'incubations enzymatiques. Placez une lame de microscope cavité dans une boîte de Pétri de diamètre 9cm. </li> Ajouter une petite quantité de méthylcellulose 3% vers le centre de la diapositive cavité à l'aide d'une pipette stérile et éparpillé. Méthylcellulose à sec pendant environ 1-2 minutes. Ajouter 350μl de 1X stérile BSS pour combler la dépression diaporama. Transfert d'un embryon donneur et un maximum de quatre embryons receveurs de la lame à l'aide d'une pipette en verre. Orienter les embryons en utilisant une boucle des cheveux de sorte que le blastoderme de l'embryon est orienté vers le haut. Les embryons peuvent être appuyé contre l'autre pour augmenter la stabilité ultérieure. Insérez délicatement l'aiguille en micro-blastoderme donateurs et lentement absorption 10-20 cellules. Insérez doucement l'aiguille dans la zone requise du blastoderme embryon receveur et d'expulser les cellules lentement. Un grand soin doit être pris lors de l'insertion dans les cellules du blastoderme destinataire afin de ne pas perturber la cellule vitelline frontière car cela peut entraîner la mort de l'embryo. Verser stérilisés 1X BSS dans la boîte de Pétri. Versez délicatement le SRS dans le plat le plus près possible du côté du plat que possible afin de ne pas perturber les embryons. Ne versez jamais le BSS directement sur les embryons et ajouter suffisamment BSS tels que le coulisseau et embryons sont immergés. Ajouter 100 pi de pénicilline / streptomycine dans le plat et le couvercle. Transférer délicatement plat dans un incubateur à 27 ° C pour permettre un développement normal. Les embryons peuvent être observés régulièrement comme vous le souhaitez. Lorsque vous utilisez la transplantation d'effectuer gain-de-fonction et / ou expériences de sauvetage phénotype, certains changements morphologiques observés pourraient être dus à des effets de la transplantation. Ainsi transplantations multiples sont nécessaires. Après 2-3 jours, mélanophores doivent être présents sur le sac vitellin, la tête, les yeux et le tronc. Si elle est présente sur les embryons transplantés alors un succès chimère a probablement été produite (figure 3). <pclass = "jove_content"> Si nécessaire, l'embryon donneur de génotype (s) par le transfert à la PCR tube (s) contenant 25 pi de 20mg/ml de protéinase K. Incuber à 55 ° C pendant 4 heures suivies de 10 minutes à 94 ° C et transporter la PCR. 5. Les résultats représentatifs Exemple de position figure 2. D'un embryon d'agarose-embedded. Antérieur est illustré à droite et la vue est dorsale. Groupe B: les cellules endothéliales peut être vu des deux côtés du corps embryonnaire et sont étiquetés en utilisant la GFP dirigée par le promoteur fli. Figure 3. Images de post-transplantation d'embryons. Une image montre un donneur et receveur embryon immédiatement après la transplantation. L'embryon donneur est indiquée sur la droite avec un blastoderme complètement rouge (flèche). L'embryon receveur est indiqué sur ee à gauche et est facilement identifié par la petite masse de cellules transplantées rouges visibles dans le blastoderme (tête de flèche). B L'image montre deux embryons receveurs d'environ 7 heures après la transplantation (incubé à 27 ° C). Notez que les cellules transplantées ont migré à partir du site de la transplantation et sont aujourd'hui dispersés à travers le blastoderme (flèches). Image C montre un embryon receveur à st.29 (environ 74hpf). Notez la pigmentation dans les yeux et la présence de mélanophores dans le coffre et la région du cerveau (flèches). Les cellules marquées à la rhodamine peut être vu à coloniser de nombreuses structures embryonnaires indiquant le succès de la production d'une chimère.