Summary

Enstaka Sensillum Inspelningar i Insekter Drosophila melanogaster Och Anopheles gambiae</em

Published: February 17, 2010
doi:

Summary

Elektrofysiologiska svar luktsinnet sensoriska nervceller som doftämnen kan mätas på insekter använder en sensillum inspelningar. I den här videon artikel kommer vi att visa hur man utför enstaka sensillum inspelningar i antennerna av vinäger flyga (<em> Drosophila melanogaster</em>) Och maxillary palps av malariamyggan (<em> Anopheles gambiae</em>).

Abstract

Luktsinnet är viktigt för insekter att hitta mat, kompisar, rovdjur och webbplatser äggläggning 3. Insect lukt sensoriska neuron (OSN) är inneslutna i sensoriska hårstrån som kallas sensilla, som täcker ytan av luktsinnet organ. Ytan på varje sensillum är täckt med små porer, genom vilka doftämnen passerar och lös i en vätska som kallas sensillum lymfa, som badar sensoriska dendriter av OSN inrymt i en given sensillum. Den OSN dendriter uttrycka luktreceptor (OR) proteiner, som i insekter fungera som lukt-jonkanaler 4, 5. Samspelet mellan odörer med yttersta randområdenas antingen ökar eller minskar den basala eldhastighet av OSN. Denna nervaktivitet i form av aktionspotentialen förkroppsligar den första representationen av kvalitet, intensitet och tidsmässiga egenskaper luktämnen 6, 7.

Med tanke på den lätt tillgång till dessa sensoriska hårstrån, är det möjligt att utföra extracellulära inspelningar från enstaka OSN genom att införa en inspelning elektroden i sensillum lymfan, medan referensvärdet elektroden placeras i lymfan i ögat eller kroppen av insekter. I Drosophila, sensilla hus mellan en och fyra OSN, men varje OSN visar vanligtvis en karakteristisk spik amplitud. Spike sortering teknik gör det möjligt att tilldela tillsatta svar på enskilda OSN. Denna enda sensillum inspelning (SSR) teknik övervakar skillnaden i potential mellan sensillum lymfan och referenselektrod som elektrisk spikes som genereras av receptorn aktivitet på OSN 1, 2, 8. Förändringar i antalet spikar som svar på luktämnen representera cellulära grund av lukt kodning i insekter. Här beskriver vi förberedelserna metod som för närvarande används i vårt laboratorium för att utföra SSR på Drosophila melanogaster och Anopheles gambiae, och visa representativa spår orsakade av doftämnen i en sensillum-specifika sätt.

Protocol

1. Lukt spädningar De flesta odörer är lösliga i paraffinolja. Däremot kan DMSO och etanol även användas som alternativ lösningsmedel för vissa lukter. Förbereda lämpliga spädningar (t.ex. 1:10 volym: volym, v: v) från rena doftämnen i injektionsflaskor av glas. De flesta lukt spädningar är stabila vid rumstemperatur, men för mycket flyktiga ämnen är det bättre att göra arbetet spädningar på veckobasis. Varje sensillum svarar på olika dofter i olika koncentrationsintervall. För Dr…

Discussion

Lukt signaler används av organismer för att identifiera födokällor, potentiella kompisar och rovdjur. Olfactory sensoriska neuron (OSN) är det första reläet centrum mellan yttre stimuli och högre centra i hjärnan där informationen bearbetas ytterligare. I Drosophila melanogaster och Anopheles gambiae, OSN är lättillgängliga och deras elektriska aktivitet kan övervakas samtidigt stimuleras av lukt puffar.

Den enda sensillum inspelningen (SSR) teknik som beskriv…

Materials

Material Name Tipo Company Catalogue Number Comment
Paraffin oil Odors Fluka 76235  
High purity odors (>98%) Odors Sigma-Aldrich   Methyl acetate
#296996
1-octen-3-ol
#74950
Filter paper strips Odors Fisherbrand 05-714-1 Chromatography paper
Connectors Odors Cole-Parmer EW-06365-40 1/16×1/8″
Glass vials Odors Agilent Technologies 5182-0556  
Air line plastic tubing Odor Delivery Python Products 500PAL  
1 serological pipette Odor Delivery Corning 4101 10 mL
Plastic tubing Odor Delivery Cole-Parmer EW-06418-0 0.050″x0.090″OD
Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes Odor Delivery FisherBrand 13-678-20A 5-3/4 inches
Programmable stimulus controller Odor Delivery Syntech CS-55  
Anti-vibration table Electrophysiology Equipment TMC 63533 36”Wx30”Dx29”H
Faraday cage Electrophysiology Equipment TMC MI8133303  
Inverted microscope Electrophysiology Equipment Nikon E600FN ECLIPSE Recording microscope
10x and 100x objectives Electrophysiology Equipment Nikon 10x Plan Fluor 100x L Plan  
Dissecting microscope Electrophysiology Equipment Nikon EZ645 electrode sharpening/insect prep microscope
Magnetic stands Electrophysiology Equipment Newport MODEL 150  
IDAC Electrophysiology Equipment Syntech IDAC-4  
Acquisition software Electrophysiology Equipment Syntech Autospike  
1 macromanipulator Electrophysiology Equipment NARISHIGE MN-151 Joystick manipulator
Used for positioning reference electrode
1 micromanipulator Electrophysiology Equipment EXFO PCS-6000 Used for positioning recording electrode
Crocodile clip Electrophysiology Equipment Pomona AL-B-12-0  
Electric cable Electrophysiology Equipment Pomona B-36-0 Test Cable Assembly
2 electrode holders Electrophysiology Equipment Syntech N/A Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode
AC probe Electrophysiology Equipment Syntech N/A Universal single ended probe (10xAC)
Tungsten electrodes Electrophysiology Equipment Microprobes M210 straight tungsten rods, 0.005“x3“
Potassium hydroxide Electrophysiology Equipment Sigma-Aldrich 221473  
Syringe Electrophysiology Equipment BD 301625 20 mL
Power supply Electrophysiology Equipment WILD HEERBRUGG 6V 40W e.g MTR32  
Vertical puller Insect prep Narishige PB-7  
Razor blade Insect prep VWR 55411-050  
Dental wax Insect prep Patterson 091-1503  
Microscope slide Insect prep FisherBrand 12-550A  
Cover glass Insect prep FisherBrand 12-541A 18X18 #1.5
Polypropylene mesh Insect prep Small Parts inc. CMP-0500-B  
Glass electrode Insect prep Frederick Haer & Co. 27-32-0-075 Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm
Double-sided tape (3M) Insect prep 3M MMM6652P3436 Double-sided tape (3M)
Forceps Insect prep Fine Science Tools 021×0053 Dumont #5 Mirror Finish Forceps
Small plastic cup Insect prep VWR 89009-662 7 x 5.7 (23/4 x 21/4)
Electric aspirator Insect prep Gempler’s RHM200  

Riferimenti

  1. Boeckh, J. Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera). Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).
  2. Schneider, D., Hecker, E. Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes. Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).
  3. Touhara, K., Vosshall, L. B. Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors. Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).
  4. Sato, K. Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels. Nature. 452, 1002-1006 (2008).
  5. Wicher, D. Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels. Nature. 452, 1007-1011 (2008).
  6. Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna. Cell. 117, 965-979 (2004).
  7. Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
  8. Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. Insect olfactory receptors. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).
  9. de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. Odor coding in the Drosophila antenna. Neuron. 30, 537-552 (2001).
  10. Lu, T. Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae. Curr Biol. 17, 1533-1544 (2007).
  11. Hallem, E. A., Fox, A. N., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. Olfaction: mosquito receptor for human-sweat odorant. Nature. 427, 212-213 (2004).
  12. Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. J. M. o. l. e. c. u. l. a. r. anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system. Curr. Biol. 15, 1535-1547 (2005).
  13. Fishilevich, E., Vosshall, L. B. Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe. Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).
check_url/it/1725?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. (36), e1725, doi:10.3791/1725 (2010).

View Video