Summary

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae</em

Published: February 17, 2010
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Summary

Réponses électrophysiologiques des neurones olfactifs sensoriels odorants peuvent être mesurés chez les insectes en utilisant des enregistrements sensillum unique. Dans cet article, vidéo, nous allons montrer comment réaliser des enregistrements sensillum seule dans les antennes de la mouche du vinaigre (<em> Drosophila melanogaster</em>) Et les palpes maxillaires de l'anophèle (<em> Anopheles gambiae</em>).

Abstract

L'odorat est essentiel pour les insectes de trouver des aliments, les seconds, les prédateurs, et les sites de ponte 3. Insecte neurones sensoriels olfactifs (ARS) sont enfermés dans des poils sensoriels appelés sensilles, qui couvrent la surface des organes olfactifs. La surface de chaque sensillum est couverte de minuscules pores, à travers lequel passent odorants et de se dissoudre dans un liquide appelé lymphe sensillum, qui baigne les dendrites sensoriels de l'ARS logé dans un sensillum donné. Les dendrites OSN expresse odorant récepteur (ou) des protéines, qui en fonction des insectes comme les canaux ioniques odeur-dépendants 4, 5. L'interaction de molécules odorantes, les RC augmente ou diminue la cadence de tir basale de l'OSN. Cette activité neuronale dans la forme des potentiels d'action incarne la première représentation de la qualité, l'intensité et les caractéristiques temporelles de l'odorant 6, 7.

Étant donné l'accès facile à ces poils sensoriels, il est possible d'effectuer des enregistrements extracellulaires de ARS simple en introduisant une électrode d'enregistrement dans la lymphe sensillum, tandis que l'électrode de référence est placé dans la lymphe de l'œil ou le corps de l'insecte. Chez la drosophile, sensilles maison entre un et quatre ARS, mais chaque OSN affiche généralement une amplitude caractéristique de pointe. Techniques de tri de Spike permettent d'assigner des réponses dopage à l'ARS individuels. Cet enregistrement simple sensillum (SSR) surveille la technique la différence de potentiel entre la lymphe sensillum et l'électrode de référence comme des pointes électriques qui sont générés par l'activité des récepteurs sur les ARS 1, 2, 8. Les changements dans le nombre de pointes en réponse à l'odorant représentent la base cellulaire de l'odeur de codage dans les insectes. Ici, nous décrivons la méthode de préparation actuellement utilisée dans notre laboratoire pour effectuer SSR sur Drosophila melanogaster et Anopheles gambiae, et montrent des traces représentatives induite par les odorants de manière sensillum spécifiques.

Protocol

1. Odeur dilutions La plupart des substances odorantes sont solubles dans l'huile de paraffine. Cependant, le DMSO ou l'éthanol peut aussi être utilisé comme solvant de remplacement pour les odeurs particulières. Préparer des dilutions appropriées (par exemple, volume 01h10: volume, v: v) de substances odorantes pures dans des flacons en verre. La plupart des dilutions d'odeurs sont stables à température ambiante, mais pour des composés très volatils, il est préférable de faire des dil…

Discussion

Signaux olfactifs sont utilisés par les organismes d'identifier les sources de nourriture, des partenaires potentiels, et les prédateurs. Neurones sensoriels olfactifs (ARS) sont au centre du premier relais entre les stimuli externes et les centres supérieurs du cerveau où les informations sont traitées ultérieurement. Dans Drosophila melanogaster et Anopheles gambiae, ARS sont facilement accessibles et leur activité électrique peut être surveillée quand stimulée par bouffées d'odeu…

Materials

Material Name Tipo Company Catalogue Number Comment
Paraffin oil Odors Fluka 76235  
High purity odors (>98%) Odors Sigma-Aldrich   Methyl acetate
#296996
1-octen-3-ol
#74950
Filter paper strips Odors Fisherbrand 05-714-1 Chromatography paper
Connectors Odors Cole-Parmer EW-06365-40 1/16×1/8″
Glass vials Odors Agilent Technologies 5182-0556  
Air line plastic tubing Odor Delivery Python Products 500PAL  
1 serological pipette Odor Delivery Corning 4101 10 mL
Plastic tubing Odor Delivery Cole-Parmer EW-06418-0 0.050″x0.090″OD
Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes Odor Delivery FisherBrand 13-678-20A 5-3/4 inches
Programmable stimulus controller Odor Delivery Syntech CS-55  
Anti-vibration table Electrophysiology Equipment TMC 63533 36”Wx30”Dx29”H
Faraday cage Electrophysiology Equipment TMC MI8133303  
Inverted microscope Electrophysiology Equipment Nikon E600FN ECLIPSE Recording microscope
10x and 100x objectives Electrophysiology Equipment Nikon 10x Plan Fluor 100x L Plan  
Dissecting microscope Electrophysiology Equipment Nikon EZ645 electrode sharpening/insect prep microscope
Magnetic stands Electrophysiology Equipment Newport MODEL 150  
IDAC Electrophysiology Equipment Syntech IDAC-4  
Acquisition software Electrophysiology Equipment Syntech Autospike  
1 macromanipulator Electrophysiology Equipment NARISHIGE MN-151 Joystick manipulator
Used for positioning reference electrode
1 micromanipulator Electrophysiology Equipment EXFO PCS-6000 Used for positioning recording electrode
Crocodile clip Electrophysiology Equipment Pomona AL-B-12-0  
Electric cable Electrophysiology Equipment Pomona B-36-0 Test Cable Assembly
2 electrode holders Electrophysiology Equipment Syntech N/A Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode
AC probe Electrophysiology Equipment Syntech N/A Universal single ended probe (10xAC)
Tungsten electrodes Electrophysiology Equipment Microprobes M210 straight tungsten rods, 0.005“x3“
Potassium hydroxide Electrophysiology Equipment Sigma-Aldrich 221473  
Syringe Electrophysiology Equipment BD 301625 20 mL
Power supply Electrophysiology Equipment WILD HEERBRUGG 6V 40W e.g MTR32  
Vertical puller Insect prep Narishige PB-7  
Razor blade Insect prep VWR 55411-050  
Dental wax Insect prep Patterson 091-1503  
Microscope slide Insect prep FisherBrand 12-550A  
Cover glass Insect prep FisherBrand 12-541A 18X18 #1.5
Polypropylene mesh Insect prep Small Parts inc. CMP-0500-B  
Glass electrode Insect prep Frederick Haer & Co. 27-32-0-075 Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm
Double-sided tape (3M) Insect prep 3M MMM6652P3436 Double-sided tape (3M)
Forceps Insect prep Fine Science Tools 021×0053 Dumont #5 Mirror Finish Forceps
Small plastic cup Insect prep VWR 89009-662 7 x 5.7 (23/4 x 21/4)
Electric aspirator Insect prep Gempler’s RHM200  

Riferimenti

  1. Boeckh, J. Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera). Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).
  2. Schneider, D., Hecker, E. Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes. Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).
  3. Touhara, K., Vosshall, L. B. Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors. Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).
  4. Sato, K. Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels. Nature. 452, 1002-1006 (2008).
  5. Wicher, D. Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels. Nature. 452, 1007-1011 (2008).
  6. Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna. Cell. 117, 965-979 (2004).
  7. Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
  8. Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. Insect olfactory receptors. Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).
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  13. Fishilevich, E., Vosshall, L. B. Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe. Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).
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Citazione di questo articolo
Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. (36), e1725, doi:10.3791/1725 (2010).

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