Summary

원위 중동맥 폐색 기법을 사용한 마우스의 급성 허혈성 뇌졸중 유도

Published: December 15, 2023
doi:

Summary

여기에서는 C57BL/6J 마우스에서 경두개 전기응고를 통해 원위 중뇌동맥 폐색(dMCAO) 모델을 확립하고 후속 신경학적 행동 및 조직병리학적 특징을 평가하기 위한 프로토콜을 제시합니다.

Abstract

허혈성 뇌졸중은 전 세계 성인 인구의 사망률과 기능 장애의 주요 원인으로 남아 있습니다. 소수의 허혈성 뇌졸중 환자만이 최적의 시간 창 내에 혈관 내 혈전용해 또는 기계적 혈전 절제술을 받을 수 있습니다. 이러한 뇌졸중 생존자 중 약 3분의 2는 장기간에 걸쳐 신경 기능 장애를 겪습니다. 안정적이고 반복 가능한 실험적 허혈성 뇌졸중 모델을 확립하는 것은 병태생리학적 메커니즘을 추가로 조사하고 허혈성 뇌졸중에 대한 효과적인 치료 전략을 개발하는 데 매우 중요합니다. 중뇌동맥(MCA)은 인간에서 허혈성 뇌졸중의 주요 위치를 나타내며, MCA 폐색은 국소 대뇌 허혈의 자주 사용되는 모델 역할을 합니다. 이 프로토콜에서는 C57BL/6 마우스에서 경두개 전기 응고를 통해 원위 MCA 폐색(dMCAO) 모델을 설정하는 방법론을 설명합니다. 폐색 부위가 MCA의 대뇌 피질 가지에 위치하기 때문에 이 모델은 피질에 국한된 중등도의 경색 병변을 생성합니다. 신경학적 행동 및 조직병리학적 특성 분석은 이 모델에서 눈에 띄는 운동 기능 장애, 뉴런 퇴행, 미세아교세포 및 성상교세포의 뚜렷한 활성화를 보여주었습니다. 따라서 이 dMCAO 마우스 모델은 허혈 뇌졸중과 대중화의 가치를 조사하는 데 유용한 도구를 제공합니다.

Introduction

뇌졸중은 흔한 급성 뇌혈관 질환으로 장애와 사망률이 높은 것이 특징이다1. 모든 뇌졸중 사례 중 거의 80%가 허혈성 뇌졸중에 속합니다2. 현재까지 정맥 혈전용해술은 급성 허혈성 뇌졸중 치료를 위한 제한적이고 생산적인 접근법 중 하나로 남아 있습니다. 그러나, 혈전용해 치료의 효과는 효과적인 기간이 좁고 출혈성 변형의 발생에 의해 제한된다3. 허혈성 뇌졸중 후 장기 재활 단계에서 상당수의 환자가 지속적인 신경기능 장애를 경험할 가능성이 높다4. 허혈성 뇌졸중의 근본적인 병태생리학적 기전을 밝히고 허혈성 뇌졸중을 표적으로 하는 새로운 치료 전략의 개발을 촉진하기 위해 추가 연구가 시급히 필요합니다. 허혈성 뇌졸중의 신뢰할 수 있고 재현 가능한 모델을 확립하는 것은 허혈성 뇌졸중 분야의 기초 연구뿐만 아니라 후속 중개 연구에도 중요합니다.

1981년 Tamura et al.은 중뇌동맥(MCA)의 근위 부위에서 경두개 전기응고를 사용하여 국소 대뇌 허혈 모델을 개발했습니다.5. 그 이후로 수많은 연구자들이 일과적 또는 영구적 허혈성 뇌졸중 모델을 확립하기 위해 원위 MCA 폐색(dMCAO)을 유도하기 위해 결찰, 압박 또는 클리핑과 같은 다양한 방법론을 활용했습니다 6,7,8. 필라멘트 모델과 비교했을 때, dMCAO 모델은 경색 크기가 작고 생존율이 높다는 등의 주목할 만한 장점을 보여주며, 허혈성 뇌졸중9 이후 장기적인 기능 회복을 조사하는 데 더 적합하다. 또한, dMCAO 모델은 필라멘트 모델에 비해 고령 설치류에서 더 높은 생존율을 보여주며, 이는 노인 및 동반 질환 동물 모델에서 허혈성 뇌졸중을 조사하는 데 유리한 도구가 된다10. 광혈전(PT) 뇌졸중 모델은 외과적 침습성이 적고 사망률이 현저히 낮은 특성을 가지고 있는 것으로 입증되었습니다. 그러나, PT 모델은 dMCAO 모델에 비해 더 큰 정도의 세포 괴사 및 조직 부종을 나타내며, 이로 인해 측부 순환이 부재하다11. 또한, PT 모델에서 관찰된 허혈성 병변은 주로 미세혈관 폐색에 의해 발생하며, 이는 dMCAO 모델12에서 대혈관 색전증에 의해 유발된 대뇌 허혈과 실질적으로 다르다는 점에 주목할 만하다.

본 논문에서는 소골창 개두술을 통해 원위 MCA를 응고하여 쥐 dMCAO 모델을 유도하는 방법론을 제시한다. 또한, 이 실험 모델에서 허혈성 모욕과 뇌졸중 결과를 종합적으로 특성화하기 위해 조직학적 검사와 행동 평가를 수행했습니다. 우리는 연구자들에게 이 모델을 알리고 허혈성 뇌졸중의 병리학적 메커니즘에 대한 추가 연구를 촉진하는 것을 목표로 합니다.

Protocol

실험 프로토콜은 Jianghan University의 Institutional Animal Care and Use Committee의 승인을 받았으며 중국 질병 통제 센터에서 발행한 실험 동물 윤리 지침에 따라 수행되었습니다. 이 프로토콜에는 10주령의 24-26g의 성인 수컷 C57BL/6J 마우스가 사용되었습니다. 모든 마우스는 음식과 물이 포함된 12시간 빛/어두운 주기 제어 환경에서 수용되었습니다 . 1. 수술 전 준비 <p …

Representative Results

dMCAO를 수행하는 데 사용되는 주요 기기는 그림 1과 같이 미세수술 기기 세트, 이소플루란 기화기 및 단극성 미세수술 전기응고 발생기입니다. 이 연구의 실험 절차는 그림 2와 같습니다. 간단히 말해서, 원위 MCA를 노출시키기 위해 작은 뼈 창 개두술을 사용했으며, 이후 응고되어 C57BL/6 마우스에서 영구적인 국소 대뇌 허혈을 유발했습니다. 또한, dMCAO ?…

Discussion

개두술 전기응고 dMCAO 모델의 현재 프로토콜에서, 수술 절차는 최소한의 침습성으로 수행되며, 여기서 측두근의 일부만 분리하여 저작 기능에 대한 부작용을 완화합니다. 생쥐들은 모두 시술 후 잘 회복되었으며, 섭식에 어려움을 겪는 사례는 관찰되지 않았다. MCA는 마우스의 측두골에서 쉽게 식별할 수 있으므로 적절한 개두술 위치를 정확하게 식별할 수 있습니다. 이 dMCAO 모델에 의한 허혈성 병…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 후베이성 자연과학재단(Nature Science Foundation)의 보조금(2022CFC057)의 지원을 받았습니다.

Materials

2,3,5-Triphenyltetrazolium
Chloride (TTC)
Sigma-Aldrich 108380 Dye for TTC staining
24-well culture plate Corning (USA) CLS3527 Vessel for TTC staining
4% paraformaldehyde Wuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.
G1101 Tissue fixation
5% bovine serum albumin Wuhan BOSTER Bio Co., Ltd. AR004 Non-specific antigen blocking
5-0 Polyglycolic acid suture Jinhuan Medical Co., Ltd KCR531 Material for surgery
Anesthesia machine Midmark Corporation VMR Anesthetized animal
Antifade mounting medium Beyotime Biotech P0131 Seal for IF staining
Automation-tissue-dehydrating 
machine
Leica Biosystems (Germany) TP1020 Dehydrate tissue
Depilatory cream Veet (France) 20220328 Material for surgery
Diclofenac sodium gel Wuhan Ma Yinglong Pharmaceutical
 Co., Ltd.
H10950214 Analgesia for animal
Drill tip (0.8 mm) Rwd Life Science Co., Ltd. Equipment for surgery
Eosin staining solution Wuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.
G1001 Dye for H&E staining
Eye ointment Guangzhou Pharmaceutical Co., Ltd H44023098 Material for surgery
Fluorescence microscope Olympus (Japan) BX51 Image acquisition
GFAP Mouse monoclonal antibody Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)
3670 Primary antibody for IF staining
Goat anti-mouse Alexa
488-conjugated IgG
Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)
4408 Second antibody for IF staining
Goat anti-rabbit Alexa
594-conjugated IgG
Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)
8889 Second antibody for IF staining
Grip strength meter Shanghai Xinruan Information Technology Co., Ltd. XR501 Equipment for behavioral test
Hematoxylin staining solution Wuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.
G1004 Dye for H&E staining
Iba1 Rabbit monoclonal antibody Abcam ab178846 Primary antibody for IF staining
Isoflurane Rwd Life Science Co., Ltd. R510-22-10 Anesthetized animal
Laser doppler blood flow meter Moor Instruments (UK) moorVMS Blood flow monitoring
Meloxicam Boehringer-Ingelheim J20160020 Analgesia for animal
Microdrill Rwd Life Science Co., Ltd. 78001 Equipment for surgery
Microsurgical instruments set Rwd Life Science Co., Ltd. SP0009-R Equipment for surgery
Microtome Thermo Fisher Scientific (USA) HM325 Tissue section production
Microtome blade Leica Biosystems (Germany) 819 Tissue section production
Monopolar electrocoagulation generator Spring Scenery Medical Instrument
Co., Ltd.
CZ0001 Equipment for surgery
Mupirocin ointment Tianjin Smith Kline & French
Laboratories Ltd.
H10930064 Anti-infection for animal
NeuN Rabbit monoclonal antibody Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)
24307 Primary antibody for IF staining
Neutral balsam Absin Bioscience abs9177 Seal for H&E staining
Paraffin embedding center Thermo Fisher Scientific (USA) EC 350 Produce paraffin blocks
Pentobarbital sodium Sigma-Aldrich P3761 Euthanized animal
Phosphate buffered saline Shanghai Beyotime Biotech Co., Ltd C0221A Rinsing for tissue section
Shaver Shenzhen Codos Electrical Appliances
Co.,Ltd.
CP-9200 Equipment for surgery
Sodium citrate solution Shanghai Beyotime Biotech Co., Ltd. P0083 Antigen retrieval for IF staining

References

  1. Patel, P., Yavagal, D., Khandelwal, P. Hyperacute management of ischemic strokes: JACC Focus Seminar. J Am Coll Cardiol. 75 (15), 1844-1856 (2020).
  2. GBD 2016 Stroke Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease study 2016. Lancet Neurol. 18 (5), 439-458 (2019).
  3. Joo, H., Wang, G., George, M. G. A literature review of cost-effectiveness of intravenous recombinant tissue plasminogen activator for treating acute ischemic stroke. Stroke Vasc Neurol. 2 (2), 73-83 (2017).
  4. Jones, A. T., O’Connell, N. K., David, A. S. Epidemiology of functional stroke mimic patients: a systematic review and meta-analysis. Eur J Neurol. 27 (1), 18-26 (2020).
  5. Tamura, A., et al. Focal cerebral ischaemia in the rat: Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).
  6. Kuraoka, M., et al. Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice. Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).
  7. Orset, C., et al. Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion. Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).
  8. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  9. Candelario-Jalil, E., Paul, S. Impact of aging and comorbidities on ischemic stroke outcomes in preclinical animal models: A translational perspective. J Exp Neurol. 335, 113494 (2021).
  10. Zuo, X., et al. Attenuation of secondary damage and Aβ deposits in the ipsilateral thalamus of dMCAO rats through reduction of cathepsin B by bis(propyl)-cognitin, a multifunctional dimer. Neuropharmacology. 162, 107786 (2020).
  11. Shabani, Z., Farhoudi, M., Rahbarghazi, R., Karimipour, M., Mehrad, H. Cellular, histological, and behavioral pathological alterations associated with the mouse model of photothrombotic ischemic stroke. J Chem Neuroanat. 130, 102261 (2023).
  12. Caleo, M. Rehabilitation and plasticity following stroke: Insights from rodent models. Neurosciences. 311, 180-194 (2015).
  13. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. J Vis Exp. (89), e51729 (2014).
  14. Lavayen, B. P., et al. Neuroprotection by the cannabidiol aminoquinone VCE-004.8 in experimental ischemic stroke in mice. Neurochem Int. 165, 105508 (2023).
  15. Hu, K., et al. Cathepsin B knockout confers significant brain protection in the mouse model of stroke. J Exp Neurol. 368, 114499 (2023).
  16. Yu, S. P., et al. Optochemogenetic stimulation of transplanted iPS-NPCs enhances neuronal repair and functional recovery after ischemic stroke. J Neurosci. 39 (33), 6571-6594 (2019).
  17. Lin, Y. H., et al. Opening a new time window for treatment of stroke by targeting HDAC2. J Neurosci. 37 (28), 6712-6728 (2017).
  18. Shi, X. F., Ai, H., Lu, W., Cai, F. SAT: Free software for the semi-automated analysis of rodent brain sections with 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride staining. Front Neurosci. 13, 102 (2019).
  19. Jensen, E. C., et al. Quantitative analysis of histological staining and fluorescence using ImageJ. Anat Rec. 296 (3), 378-381 (2013).
  20. Donahue, J., Wintermark, M. Perfusion CT and acute stroke imaging: foundations, applications, and literature review. J Neuroradiol. 42 (1), 21-29 (2015).
  21. Sun, M., et al. Long-term L-3-n-butylphthalide pretreatment attenuates ischemic brain injury in mice with permanent distal middle cerebral artery occlusion through the Nrf2 pathway. Heliyon. 8 (7), e09909 (2022).
  22. Balkaya, M. G., Trueman, R. C., Boltze, J., Corbett, D., Jolkkonen, J. Behavioral outcome measures to improve experimental stroke research. Behav Brain Res. 352, 161-171 (2018).
  23. Hao, T., et al. Inflammatory mechanism of cerebral ischemia-reperfusion injury with treatment of stepharine in rats. Phytomedicine. 79, 153353 (2020).
  24. Pietrogrande, G., et al. Low oxygen post conditioning prevents thalamic secondary neuronal loss caused by excitotoxicity after cortical stroke. Sci Rep. 9 (1), 4841 (2019).
  25. Shi, X., et al. Stroke subtype-dependent synapse elimination by reactive gliosis in mice. Nat Commun. 12 (1), 6943 (2021).
  26. Chen, W. C., et al. Aryl hydrocarbon receptor modulates stroke-induced astrogliosis and neurogenesis in the adult mouse brain. JNeuroinflammation. 16 (1), 187 (2019).

Play Video

Citer Cet Article
Leng, C., Li, Y., Sun, Y., Liu, W. Induction of Acute Ischemic Stroke in Mice Using the Distal Middle Artery Occlusion Technique. J. Vis. Exp. (202), e66134, doi:10.3791/66134 (2023).

View Video