Die Anwendung von Trägerschichten auf kryogene Elektronenmikroskopie-Gitter (KryoEM) kann die Partikeldichte erhöhen, Wechselwirkungen mit der Luft-Wasser-Grenzfläche begrenzen, strahlinduzierte Bewegungen reduzieren und die Verteilung der Partikelorientierungen verbessern. In diesem Artikel wird ein robustes Protokoll für die Beschichtung von KryoEM-Gittern mit einer Monoschicht aus Graphen beschrieben, um die Vorbereitung von Kryoproben zu verbessern.
Bei der kryogenen Elektronenmikroskopie (KryoEM) werden gereinigte Makromoleküle auf ein Gitter aufgebracht, das eine löchrige Kohlenstofffolie trägt. Die Moleküle werden dann getupft, um überschüssige Flüssigkeit zu entfernen, und schnell in einer etwa 20-100 nm dicken Schicht aus glasartigem Eis eingefroren, die über etwa 1 μm breite Folienlöcher schwebt. Die resultierende Probe wird mittels kryogener Transmissionselektronenmikroskopie abgebildet und nach der Bildverarbeitung mit geeigneter Software können nahezu atomar aufgelöste Strukturen bestimmt werden. Trotz der weit verbreiteten Akzeptanz der KryoEM bleibt die Probenvorbereitung ein schwerwiegender Engpass in den Arbeitsabläufen der KryoEM, wobei die Anwender oft auf Herausforderungen stoßen, die mit dem schlechten Verhalten von Proben im schwebenden Glaseis zusammenhängen. In jüngster Zeit wurden Methoden entwickelt, um KryoEM-Gitter mit einer einzigen kontinuierlichen Schicht aus Graphen zu modifizieren, die als Stützfläche fungiert, die oft die Partikeldichte im abgebildeten Bereich erhöht und Wechselwirkungen zwischen Partikeln und der Luft-Wasser-Grenzfläche reduzieren kann. Hier stellen wir detaillierte Protokolle für die Anwendung von Graphen auf KryoEM-Gitter und für die schnelle Bewertung der relativen Hydrophilie der resultierenden Gitter zur Verfügung. Darüber hinaus beschreiben wir eine EM-basierte Methode, um das Vorhandensein von Graphen zu bestätigen, indem wir sein charakteristisches Beugungsmuster visualisieren. Schließlich demonstrieren wir den Nutzen dieser Graphenträger, indem wir eine Dichtekarte mit einer Auflösung von 2,7 Å eines Cas9-Komplexes unter Verwendung einer reinen Probe in relativ niedriger Konzentration schnell rekonstruieren.
Die kryogene Einzelpartikel-Elektronenmikroskopie (KryoEM) hat sich zu einer weit verbreiteten Methode zur Visualisierung biologischer Makromoleküle entwickelt1. Angetrieben von Fortschritten bei der direkten Elektronendetektion 2,3,4, der Datenerfassung5 und den Bildverarbeitungsalgorithmen 6,7,8,9,10 ist die KryoEM nun in der Lage, 3D-Strukturen mit nahezu atomarer Auflösung einer schnell wachsenden Anzahl von Makromolekülenzu erzeugen 11. Darüber hinaus können Benutzer durch die Nutzung der Einzelmolekülnatur des Ansatzes mehrere Strukturen aus einer einzigen Probe 12,13,14,15 bestimmen, was das Versprechen unterstreicht, die generierten Daten zum Verständnis heterogener Strukturensembles 16,17 zu verwenden. Trotz dieser Fortschritte gibt es nach wie vor Engpässe bei der Gittervorbereitung von Kryoproben.
Für die strukturelle Charakterisierung mittels KryoEM sollten biologische Proben gut in wässriger Lösung dispergiert und dann durch einen Prozess namens Vitrifikation18,19 schockgefroren werden. Das Ziel ist es, Partikel in einer gleichmäßig dünnen Schicht aus verglastem Eis einzufangen, die über regelmäßig verteilte Löcher hängt, die normalerweise in eine Schicht aus amorphem Kohlenstoff geschnitten sind. Diese gemusterte amorphe Kohlenstofffolie wird von einem TEM-Gitter getragen, das ein Netz aus Kupfer- oder Goldstützstäben trägt. In Standardarbeitsabläufen werden die Gitter vor dem Auftragen der Probe durch eine Glimmentladungsplasmabehandlung hydrophil gemacht. Überschüssige Flüssigkeit wird mit Filterpapier abgetupft, so dass die Proteinlösung einen dünnen Flüssigkeitsfilm über die Löcher bilden kann, der beim Eintauchen leicht vitrifiziert werden kann. Zu den allgemeinen Herausforderungen gehören die Lokalisierung von Partikeln an der Luft-Wasser-Grenzfläche (AWI) und die anschließende Denaturierung 20,21,22 oder die Annahme bevorzugter Orientierungen 23,24,25, die Anhaftung der Partikel an der Kohlenstofffolie, anstatt in die Löcher zu wandern, sowie die Clusterbildung und Aggregation der Partikel innerhalb der Löcher26. Eine ungleichmäßige Eisdicke ist ein weiteres Problem. Dickes Eis kann aufgrund erhöhter Elektronenstreuung zu einem höheren Hintergrundrauschen in den Schliffbildern führen, während extrem dünnes Eis größere Partikel ausschließen kann27.
Um diesen Herausforderungen zu begegnen, wurde eine Vielzahl dünner Trägerfilme verwendet, um Gitteroberflächen zu beschichten, so dass Partikel auf diesen Trägern ruhen können und im Idealfall Wechselwirkungen mit der Luft-Wasser-Grenzfläche vermieden werden. Graphenträger haben sich als sehr vielversprechend erwiesen, zum Teil aufgrund ihrer hohen mechanischen Festigkeit in Verbindung mit ihrem minimalen Streuquerschnitt, der das von der Trägerschicht28 hinzugefügte Hintergrundsignal reduziert. Neben seinem minimalen Beitrag zum Hintergrundrauschen weist Graphen auch eine bemerkenswerte elektrische und thermische Leitfähigkeitauf 29. Es hat sich gezeigt, dass mit Graphen und Graphenoxid beschichtete Gitter eine höhere Partikeldichte, eine gleichmäßigere Partikelverteilung30 und eine geringere Lokalisierung zum AWI22 aufweisen. Darüber hinaus bietet Graphen eine Trägeroberfläche, die weiter modifiziert werden kann, um: 1) die physikalisch-chemischen Eigenschaften der Gitteroberfläche durch Funktionalisierung31, 32, 33 abzustimmen; oder 2) Kopplungsverbindungsmittel, die die Affinitätsreinigung von Proteinen von Interesse erleichtern 34,35,36.
In diesem Artikel haben wir ein bestehendes Verfahren zur Beschichtung von KryoEM-Gittern mit einer einzigen gleichmäßigen Schicht aus Graphen30 modifiziert. Die Modifikationen zielen darauf ab, die Netzhandhabung im gesamten Protokoll zu minimieren, mit dem Ziel, die Ausbeute und Reproduzierbarkeit zu erhöhen. Darüber hinaus diskutieren wir unseren Ansatz zur Bewertung der Wirksamkeit verschiedener UV/Ozon-Behandlungen, um Gitter vor dem Eintauchen hydrophil zu machen. Dieser Schritt bei der KryoEM-Probenvorbereitung mit graphenbeschichteten Gittern ist von entscheidender Bedeutung, und wir haben festgestellt, dass unsere einfache Methode zur Quantifizierung der relativen Hydrophilie der resultierenden Gitter nützlich ist. Mit diesem Protokoll demonstrieren wir den Nutzen der Verwendung von Graphen-beschichteten Gittern zur Strukturaufklärung, indem wir eine hochauflösende 3D-Rekonstruktion von katalytisch inaktivem S. pyogenes Cas9 im Komplex mit Guide-RNA und Ziel-DNA erstellen.
Die CryoEM-Probenvorbereitung bringt eine Vielzahl technischer Herausforderungen mit sich, wobei die meisten Arbeitsabläufe erfordern, dass Forscher zerbrechliche Gitter manuell mit äußerster Sorgfalt manipulieren, um sie nicht zu beschädigen. Darüber hinaus ist die Zugänglichkeit einer Probe für die Vitrifikation unvorhersehbar; Partikel interagieren häufig mit der Luft-Wasser-Grenzfläche oder mit der festen Trägerfolie, die die Gitter überlagert, was dazu führen kann, dass Partikel bevorzugte Orientierungen…
The authors have nothing to disclose.
Die Proben wurden in der CryoEM Facility in MIT.nano mit Mikroskopen präpariert und abgebildet, die dank der Arnold and Mabel Beckman Foundation erworben wurden. Kontaktwinkel-Bildgebungsgeräte wurden im MIT Metropolis Maker Space gedruckt. Wir danken den Laboren von Nieng Yan und Yimo Han sowie den Mitarbeitern von MIT.nano für ihre Unterstützung bei der Einführung dieser Methode. Insbesondere danken wir Dr. Guanhui Gao und Dr. Sarah Sterling für ihre aufschlussreichen Diskussionen und ihr Feedback. Diese Arbeit wurde durch die NIH-Zuschüsse R01-GM144542, 5T32-GM007287 und NSF-CAREER-Zuschüsse 2046778 unterstützt. Die Forschung im Davis-Labor wird von der Alfred P. Sloan Foundation, dem James H. Ferry Fund, der MIT J-Clinic und der Whitehead Family unterstützt.
250 mL beaker (3x) | Fisher | 02-555-25B | |
50 mL beaker (2x) | Corning | 1000-50 | |
Acetone | Fisher | A949-4 | |
Aluminum foil | Fisher | 15-078-292 | |
Ammonium persulfate | Fisher | (I17874 | |
Coverslips 50 mm x 24 mm | Mattek | PCS-1.5-5024 | |
CVD graphene | Graphene Supermarket | CVD-Cu-2×2 | |
easiGlow discharger | Ted-Pella | 91000S | |
Ethanol | Millipore-Sigma | 1.11727 | |
Flat-tip tweezers | Fisher | 50-239-60 | |
Glass cutter | Grainger | 21UE26 | |
Glass petri plate and cover | VWR | 75845-544 | |
Glass serological pipette | Fisher | 13-676-34D | |
Grid Storage Case | EMS | 71146-02 | |
Hot plate | Fisher | 07-770-108 | |
Isopropanol | Sigma | W292907 | |
Kimwipe | Fisher | 06-666 | |
Lab scissors | Fisher | 13-806-2 | |
Methyl-Methacrylate EL-6 | Kayaku | MMA M310006 0500L1GL | |
Molecular grade water | Corning | 46-000-CM | |
Negative action tweezers (2x) | Fisher | 50-242-78 | |
P20 pipette | Rainin | 17014392 | |
P200 pipette | Rainin | 17008652 | |
Parafilm | Fisher | 13-374-12 | |
Pipette tips | Rainin | 30389291 | |
Quantifoil grids with holey carbon | EMS | Q2100CR1 | |
Spin coater | SetCas | KW-4A | with chuck SCA-19-23 |
Straightedge | ULINE | H-6560 | |
Thermometer | Grainger | 3LRD1 | |
UV/Ozone cleaner | BioForce | SKU: PC440 | |
Vacuum desiccator | Thomas Scientific | 1159X11 | |
Whatman paper | VWR | 28297-216 |