Summary

Microiniezione mirata ed elettroporazione di organoidi cerebrali di primati per la modificazione genetica

Published: March 24, 2023
doi:

Summary

L’elettroporazione degli organoidi cerebrali dei primati fornisce un approccio preciso ed efficiente per introdurre modificazioni genetiche transitorie in diversi tipi di progenitori e neuroni in un sistema modello vicino allo sviluppo della neocorteccia (pato)fisiologica dei primati. Ciò consente lo studio dei processi neuroevolutivi e di sviluppo e può essere applicato anche per la modellizzazione delle malattie.

Abstract

La corteccia cerebrale è la struttura cerebrale più esterna ed è responsabile dell’elaborazione degli input sensoriali e dell’output motorio; È visto come la sede delle abilità cognitive di ordine superiore nei mammiferi, in particolare nei primati. Lo studio delle funzioni geniche nel cervello dei primati è impegnativo per ragioni tecniche ed etiche, ma l’istituzione della tecnologia degli organoidi cerebrali ha permesso lo studio dello sviluppo del cervello in modelli tradizionali di primati (ad esempio, macaco rhesus e uistitì comune), nonché in specie di primati precedentemente inaccessibili sperimentalmente (ad esempio, grandi scimmie), in un sistema eticamente giustificabile e meno tecnicamente impegnativo. Inoltre, gli organoidi cerebrali umani consentono l’indagine avanzata dei disturbi neurologici e dello sviluppo neurologico.

Poiché gli organoidi cerebrali ricapitolano molti processi di sviluppo del cervello, rappresentano anche un potente strumento per identificare le differenze e confrontare funzionalmente i determinanti genetici alla base dello sviluppo cerebrale di varie specie in un contesto evolutivo. Un grande vantaggio dell’utilizzo di organoidi è la possibilità di introdurre modificazioni genetiche, che consentono di testare le funzioni geniche. Tuttavia, l’introduzione di tali modifiche è laboriosa e costosa. Questo articolo descrive un approccio rapido ed economico per modificare geneticamente le popolazioni cellulari all’interno delle strutture simili a ventricole degli organoidi cerebrali dei primati, un sottotipo di organoidi cerebrali. Questo metodo combina un protocollo modificato per la generazione affidabile di organoidi cerebrali da cellule staminali pluripotenti indotte (iPSC) umane, scimpanzé, macaco rhesus e comuni derivate da uistitì con un approccio di microiniezione ed elettroporazione. Ciò fornisce uno strumento efficace per lo studio dei processi neuroevolutivi e di sviluppo che può essere applicato anche per la modellizzazione delle malattie.

Introduction

Studiare lo sviluppo (pato)fisiologico e l’evoluzione della corteccia cerebrale è un compito formidabile che è ostacolato dalla mancanza di sistemi modello adeguati. In precedenza, tali studi erano limitati a modelli di coltura cellulare bidimensionale (come il progenitore neurale primario o le colture cellulari neuronali) e modelli animali evolutivamente distanti (come i roditori)1,2. Mentre questi modelli sono utili per affrontare alcune domande, sono limitati nel modellare la complessità, la composizione del tipo di cellula, l’architettura cellulare e i modelli di espressione genica della neocorteccia umana in via di sviluppo in stati sani e malati. Queste limitazioni portano, ad esempio, alla scarsa traducibilità dei modelli murini di malattie umane alla situazione umana, come descritto per alcuni casi di microcefalia (ad esempio, Zhang et al.3). Recentemente, i primati transgenici non umani, che sono un modello evolutivamente, funzionalmente e morfologicamente più vicino dello sviluppo della neocorteccia umana, sono stati messi a fuoco 4,5,6,7,8 in quanto superano molti limiti dei modelli basati su colture cellulari e roditori. Tuttavia, l’uso di primati non umani nella ricerca non è solo molto costoso e richiede tempo, ma solleva anche preoccupazioni etiche. Più recentemente, lo sviluppo della tecnologia degli organoidi cerebrali 9,10 è emerso come un’alternativa promettente che risolve molti dei limiti dei precedenti modelli 11,12,13,14,15,16.

Gli organoidi cerebrali sono strutture multicellulari tridimensionali (3D) che emulano le caratteristiche principali della citoarchitettura e della composizione di tipo cellulare di una o più regioni cerebrali per una finestra temporale di sviluppo definita 11,12,13,14,17. Queste strutture 3D sono generate da cellule staminali pluripotenti indotte (iPSC) o, se disponibili per le specie di interesse, da cellule staminali embrionali (ESC). In generale, due tipi di organoidi cerebrali possono essere distinti in base alla metodologia utilizzata: organoidi cerebrali non guidati e regionalizzati (guidati)18. Nel generare quest’ultimo tipo di organoidi, vengono fornite piccole molecole o fattori che guidano la differenziazione delle cellule staminali pluripotenti in organoidi di una particolare regione del cervello (ad esempio, organoidi del proencefalo)18. Al contrario, negli organoidi non guidati, la differenziazione non è guidata dall’aggiunta di piccole molecole, ma piuttosto si basa esclusivamente sulla differenziazione spontanea delle iPSCs/ESC. Gli organoidi cerebrali risultanti sono costituiti da tipi di cellule che rappresentano diverse regioni del cervello (ad esempio, organoidi cerebrali)18. Gli organoidi cerebrali combinano molte caratteristiche chiave dello sviluppo cerebrale con una generazione relativamente efficiente in termini di costi e tempi da qualsiasi specie di interesse per la quale sono disponibili iPSC o ESC 11,12,13,14. Ciò rende gli organoidi cerebrali un modello eccellente per molti tipi di studi neurobiologici, che vanno dalle domande evolutive e di sviluppo alla modellizzazione delle malattie e ai test farmacologici15,16. Tuttavia, affrontare tali domande utilizzando organoidi cerebrali dipende fortemente dalla disponibilità di diversi metodi per la modificazione genetica.

Un aspetto chiave dello studio dello sviluppo (pato)fisiologico della neocorteccia e della sua evoluzione è l’analisi funzionale dei geni e delle varianti geniche. Questo di solito è ottenuto dall’espressione (ectopica) e / o dal knock-down (KD) o knock-out (KO) di quei geni. Tali modificazioni genetiche possono essere classificate in modificazioni genetiche stabili e transitorie, nonché in modificazioni limitate o non limitate nel tempo e nello spazio. La modificazione genetica stabile è definita dall’introduzione di un’alterazione genetica nel genoma ospite che viene trasmessa a tutte le generazioni cellulari successive. A seconda del punto temporale della modificazione genetica, può interessare tutte le cellule di un organoide o può essere limitato a determinate popolazioni cellulari. Più frequentemente, la modificazione genetica stabile viene raggiunta negli organoidi cerebrali a livello iPSC / ESC applicando lentivirus, sistemi simili ai trasposoni e la tecnologia CRISPR / Cas9 (riveduta da, ad esempio, Fischer et al.17, Kyrousi et al.19 e Teriyapirom et al.20). Ciò ha il vantaggio che tutte le cellule dell’organoide cerebrale portano la modificazione genetica e che non è limitata temporalmente o spazialmente. Tuttavia, la generazione e la caratterizzazione di queste linee stabili iPSC/ESC richiedono molto tempo, spesso impiegando diversi mesi prima che i primi organoidi cerebrali modificati possano essere analizzati (esaminati ad esempio, da Fischer et al.17, Kyrousi et al.19, o Teriyapirom et al.20).

Al contrario, la modificazione genetica transitoria è definita dalla consegna di carico genetico (ad esempio, un plasmide di espressione genica) che non si integra nel genoma dell’ospite. Mentre questa modifica può, in linea di principio, essere trasmessa alle generazioni cellulari successive, il carico genetico consegnato sarà progressivamente diluito con ogni divisione cellulare. Pertanto, questo tipo di modificazione genetica è solitamente limitato temporalmente e spazialmente. La modificazione genetica transitoria può essere effettuata negli organoidi cerebrali da virus adeno-associati o mediante elettroporazione (esaminata da, ad esempio, Fischer et al.17, Kyrousi et al.19 e Teriyapirom et al.20), con quest’ultimo descritto in dettaglio in questo articolo. A differenza della modificazione genetica stabile, questo approccio è molto rapido ed economico. Infatti, l’elettroporazione può essere eseguita in pochi minuti e, a seconda della popolazione di cellule bersaglio, gli organoidi elettroporati sono pronti per l’analisi in pochi giorni (esaminati da, ad esempio, Fischer et al.17 e Kyrousi et al.19). Tuttavia, i cambiamenti morfologici grossolani dell’organoide cerebrale, come le differenze di dimensioni, non possono essere rilevati utilizzando questo metodo, poiché questo tipo di modificazione genetica è limitato temporalmente e spazialmente. Questa restrizione può anche essere un vantaggio, ad esempio, nel caso di studiare singole popolazioni cellulari all’interno dell’organoide o gli effetti sugli organoidi cerebrali in specifici punti temporali dello sviluppo (rivisti da, ad esempio, Fischer et al.17 e Kyrousi et al.19).

Un approccio classico per studiare la funzione genica durante lo sviluppo e l’evoluzione del cervello è l’elettroporazione in utero. L’elettroporazione in utero è una tecnica ben nota e utile per la veicolazione di costrutti di espressione genica nel cervello dei roditori 21,22,23 e del furetto 24,25. In primo luogo, una soluzione contenente il costrutto o i costrutti di espressione di interesse viene microiniettata attraverso la parete uterina in un certo ventricolo del cervello embrionale, a seconda della regione da prendere di mira. Nella seconda fase, vengono applicati impulsi elettrici per trasfettare le cellule che rivestono direttamente il ventricolo mirato. Questo approccio non è limitato solo all’espressione ectopica o alla sovraespressione di geni, in quanto può essere applicato anche in studi KD o KO microiniettando forcine corte (shRNA) o CRISPR / Cas9 (sotto forma di plasmidi di espressione o ribonucleoproteine [RNP]), rispettivamente26,27. Tuttavia, l’elettroporazione in utero di embrioni di topo, ratto e furetto ha le stesse limitazioni descritte sopra per questi modelli animali.

Idealmente, si vorrebbe eseguire l’elettroporazione in utero direttamente nei primati. Mentre questo è, in linea di principio, tecnicamente possibile, l’elettroporazione in utero non viene condotta nei primati a causa di preoccupazioni etiche, alti costi di manutenzione degli animali e piccole dimensioni della cucciolata. Per alcuni primati, come le grandi scimmie (compresi gli umani), questo non è affatto possibile. Tuttavia, questi primati hanno il più grande potenziale per lo studio dello sviluppo della neocorteccia umana (pato)fisiologica e della sua evoluzione. Una soluzione a questo dilemma è applicare la tecnica dell’elettroporazione agli organoidi cerebrali dei primati28.

Questo articolo presenta un protocollo per l’elettroporazione di un sottotipo di organoidi cerebrali di primati, organoidi cerebrali di primati. Questo approccio consente la modificazione genetica rapida ed economica delle popolazioni cellulari all’interno delle strutture simili a ventricole degli organoidi. In particolare, descriviamo un protocollo unificato per la generazione di organoidi cerebrali di primati da iPSC umane (Homo sapiens), scimpanzé (Pan troglodytes), macaco rhesus (Macaca mulatta) e uistitì comune (Callithrix jacchus). Inoltre, descriviamo in dettaglio la tecnica di microiniezione ed elettroporazione e forniamo criteri “go” e “no-go” per eseguire l’elettroporazione di organoidi cerebrali di primati. Questo approccio è uno strumento efficace per studiare lo sviluppo (pato)fisiologico della neocorteccia e la sua evoluzione in un modello particolarmente vicino alla situazione umana.

Protocol

1. Coltura delle iPSC dei primati NOTA: Grazie alla sua robustezza, il metodo qui presentato può essere applicato a qualsiasi linea iPSC di primati. In questo articolo, descriviamo la produzione di organoidi cerebrali da linee iPSC umane (iLonza2.2)29, scimpanzé (Sandra A)30, macaco rhesus (iRh33.1)29 e uistitì comune (cj_160419_5)31. Le condizioni di coltura sono riassunte nella <…

Representative Results

Il protocollo qui descritto consente la generazione efficiente di organoidi cerebrali da linee iPSC umane, scimpanzé, macaco rhesus e uistitì comune con minime alterazioni temporali richieste tra le specie (Figura 1A). Questi organoidi possono essere elettroporati nell’intervallo da 20 dps a 50 dps, a seconda dell’accessibilità delle strutture simili a ventricole e dell’abbondanza della popolazione cellulare di interesse. Tuttavia, prima dell’elettroporazione, è importante determinare se…

Discussion

Le procedure qui descritte rappresentano un protocollo unificato per la generazione di organoidi cerebrali da diverse specie di primati con un approccio di elettroporazione mirato. Ciò consente l’espressione ectopica di un GOI in un sistema modello che emula lo sviluppo della neocorteccia (patofisiologica dei primati (incluso l’uomo) (umano). Questo protocollo unificato per la generazione di organoidi cerebrali di primati utilizza gli stessi materiali (ad esempio, media) e fasi di protocollo per tutte e quattro le speci…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ci scusiamo con tutti i ricercatori il cui lavoro non ha potuto essere citato a causa di limitazioni di spazio. Ringraziamo Ulrich Bleyer dei servizi tecnici di DPZ e Hartmut Wolf dell’officina di MPI-CBG per la costruzione delle camere degli elettrodi a piastre di Petri; Stoyan Petkov e Rüdiger Behr per aver fornito iPSC umane (iLonza2.2), macaco rhesus (iRh33.1) e uistitì (cj_160419_5); Sabrina Heide per la criosezione e la colorazione con immunofluorescenza; e Neringa Liutikaite e César Mateo Bastidas Betancourt per aver letto criticamente il manoscritto. Il lavoro nel laboratorio di W.B.H. è stato supportato da una sovvenzione ERA-NET NEURON (MicroKin). Il lavoro nel laboratorio di M.H. è stato sostenuto da una sovvenzione iniziale del CER (101039421).

Materials

20 µL Microloader Eppendorf 5242956003
2-Mercaptoethanol Merck 8.05740.0005
35 mm cell culture dishes Sarstedt 83.3900
60 mm cell culture dishes CytoOne CC7682-3359
Activin A Sigma-Aldrich SRP3003
AOC1 Selleckchem S7217
Axio Observer.Z1 Inverted Fluorescence Microscope Zeiss replacable by comparable fluorescent microscopes
AZD0530 Selleckchem  S1006
B-27 Supplement with Vitamin A (retinoic acid, RA) (50x) Gibco 17504-044
B-27 Supplement without Vitamin A (50x) Gibco 12587-010
BTX ECM 830 Square Wave Electroporation System BTX 45-2052
CGP77675 Sigma-Aldrich SML0314
Chimpanzee induced pluripotent stem cell line Sandra A doi: 10.7554/elife.18683 
Common marmoset induced pluripotent stem cell line cj_160419_5 doi: 10.3390/cells9112422
Dulbecco's Modified Eagle Medium/Nutrient Mixture F-12 (DMEM/F12) Gibco 11320-033
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS) Gibco 14190-094 pH 7.0−7.3; warm to room temperature before use
Fast Green Sigma-Aldrich F7252-5G
Forskolin Selleckchem 2449
GlutaMAX Supplement (100x) Gibco 35050-061 glutamine substitute supplement
Heparin (1 mg/mL stock) Sigma-Aldrich H3149
Human induced pluripotent stem cell line iLonza2.2 doi: 10.3390/cells9061349
Human Neurotrophin-3 (NT-3) PeproTech 450-03
Insulin Sigma-Aldrich 19278
IWR1 Sigma-Aldrich I0161
Leica MS5 stereomicroscope (MDG 17 transmitted-light base) Leica 10473849 replacable by comparable stereomicroscopes
Matrigel Corning 354277/354234 basement membrane matrix; alternatively, Geltrex (ThermoFisher Scientific, A1413302) can be used
MEM Non-Essential Amino Acids Solution (100x) Sigma-Aldrich M7145
N-2 Supplement (100x) Gibco 17502-048
Neurobasal medium Gibco 21103-049
Parafilm Sigma-Aldrich P7793
Paraformaldehyde  Merck 818715 handle with causion due to cancerogenecity
Penicillin/Streptomycin (10,000 U/mL) PanBiotech P06-07100
Petri dish electrode chamber self-produced (see Supplemental File 1) also commertially available
Pre-Pulled Glass Pipettes WPI TIP10LT borosilicate glass pipettes with long taper, 10 µm tip diameter
Pro-Survival Compound MerckMillipore 529659
Recombinant Human/Murine/RatBrain-Derived Neurotrophic Factor (BDNF) PeproTech AF-450-02
Rhesus macaque induced pluripotent stem cell line iRh33.1 doi: 10.3390/cells9061349
StemMACS iPS-Brew XF Miltenyi Biotech 130-104-368
StemPro Accutase Cell Dissociation Reagent Gibco A1110501 proteolytic and collagenolytic enzyme mixture
TrypLE Gibco 12604-013 recombinant trypsin substitute; warm to room temperature before use
Ultra-Low Attachment 96-well plates Costar 7007
Y27632 Stemcell Technologies 72305

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Citer Cet Article
Tynianskaia, L., Eşiyok, N., Huttner, W. B., Heide, M. Targeted Microinjection and Electroporation of Primate Cerebral Organoids for Genetic Modification. J. Vis. Exp. (193), e65176, doi:10.3791/65176 (2023).

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