Summary

تحضير العصب الوركي للفئران للفسيولوجيا العصبية خارج الجسم الحي

Published: July 12, 2022
doi:

Summary

يصف هذا البروتوكول تحضير الأنسجة العصبية الوركية الكاملة للفئران للتحفيز الكهروفسيولوجي خارج الجسم الحي وتسجيلها في حمام ملحي منظم بيئيا ومكون من مقصورتين.

Abstract

تمكن المستحضرات خارج الجسم الحي من دراسة العديد من العمليات العصبية الفسيولوجية بمعزل عن بقية الجسم مع الحفاظ على بنية الأنسجة المحلية. يصف هذا العمل تحضير الأعصاب الوركية للفئران للفسيولوجيا العصبية خارج الجسم الحي ، بما في ذلك إعداد المخزن المؤقت ، والإجراءات الحيوانية ، وإعداد المعدات ، والتسجيل الفسيولوجي العصبي. يقدم هذا العمل نظرة عامة على الأنواع المختلفة من التجارب الممكنة باستخدام هذه الطريقة. تهدف الطريقة المحددة إلى توفير 6 ساعات من التحفيز والتسجيل على الأنسجة العصبية الطرفية المستخرجة في ظروف خاضعة لرقابة مشددة لتحقيق الاتساق الأمثل في النتائج. النتائج التي تم الحصول عليها باستخدام هذه الطريقة هي إمكانات العمل المركب من الألياف A (CAP) مع سعات من الذروة إلى الذروة في نطاق المللي فولت طوال مدة التجربة. إن سعات وأشكال CAP متسقة وموثوقة ، مما يجعلها مفيدة لاختبار ومقارنة الأقطاب الكهربائية الجديدة بالنماذج الحالية ، أو آثار التدخلات على الأنسجة ، مثل استخدام المواد الكيميائية أو التعديلات الجراحية أو تقنيات التحفيز العصبي. تم اختبار كل من أقطاب الكفة التقليدية المتاحة تجاريا مع ملامسات البلاتين والإيريديوم وأقطاب المطاط الصناعي الموصلة حسب الطلب وأعطت نتائج مماثلة من حيث الاستجابة لقوة التحفيز العصبي ومدة المدة.

Introduction

إن الفهم الحالي لوظيفة الأعصاب الأساسية كما هو موضح في silico يفتقر إلى عدة جوانب ، لا سيما فيما يتعلق بآثار تفتيت الأنسجة العصبية خارج السوما والمحور العصبي والتشعبات. لا تزال التفاعلات بين المحور العصبي والمايلين غير مفهومة بشكل جيد كما يتضح من حقيقة أنه حتى نماذج الأعصاب الحسابية التفصيلية مثل MRG1 (لأعصاب الثدييات) التي تلتقط بشكل كاف استجابة التحفيز الكهربائي التقليدية ، لا تلتقط السلوكيات الأخرى المرصودة تجريبيا مثل ترحيل الكتلة عالية التردد2 أو استجابة البداية الثانوية3.

يوفر هذا البروتوكول طريقة للتحقيق بكفاءة في العمليات الفسيولوجية العصبية على مستوى الأعصاب في نموذج حيواني مختبري صغير حاد ، باستخدام بروتوكول إعداد موحد لعزل العصب ، والتحكم في بيئته ، وإزالته من سياق في الجسم الحي إلى سياق خارج الجسم الحي. هذا سيمنع عمليات الجسم الأخرى أو التخدير المستخدم من قبل بروتوكولات تحفيز الأعصاب في الجسم الحي لتغيير سلوك الأعصاب وإرباك النتائج المقاسة أو تفسيرها 4,5. وهذا يمكن من تطوير نماذج أكثر واقعية تركز فقط على التأثيرات الخاصة بالأنسجة العصبية غير المفهومة بشكل جيد. هذا البروتوكول مفيد أيضا كمنصة اختبار لتحفيز الأعصاب الجديدة وتسجيل مواد القطب الكهربائي وهندسته ، بالإضافة إلى نماذج التحفيز الجديدة مثل الكتلة عالية التردد 2,3. تم استخدام اختلافات في هذه التقنية سابقا لدراسة فسيولوجيا الأعصاب في ظروف خاضعة لرقابة مشددة6 ، على سبيل المثال ، لقياس ديناميكيات وخصائص القناة الأيونية أو آثار التخدير الموضعي7.

توفر هذه التقنية العديد من المزايا مقارنة بالبدائل مثل التجارب الحادة في الجسم الحي على الحيوانات الصغيرة8. تغني هذه التقنية عن الحاجة إلى الحفاظ على عمق التخدير حيث تم استخراج الأنسجة من الجسم ، مما يقلل من كمية المعدات المطلوبة مثل ناشر مخدر ، ومكثف الأكسجين ، ووسادة التدفئة. هذا يبسط البروتوكول التجريبي ، مما يقلل من خطر الأخطاء. نظرا لأن التخدير يمكن أن يغير وظيفة الأعصاب4 ، فإن هذه التقنية تضمن عدم الخلط بين التدابير بسبب الآثار الجانبية لهذه المركبات المخدرة. وأخيرا ، هذه التقنية أكثر ملاءمة من التجارب الحادة في الجسم الحي عند دراسة آثار المركبات السامة للأعصاب مثل التيترودوتوكسين ، والتي من شأنها أن تقتل حيوانا مخدرا عن طريق الشلل.

أقسام الأعصاب المحيطية هي نظام فريد من نوعه خارج الجسم الحي لأن هناك فرصة كبيرة لأن الألياف المسؤولة عن الإشارات العصبية المسجلة لا تحتوي على أي سوما. وبما أن هذه الخلايا عادة ما تكون موجودة ، بالنسبة للخلايا العصبية الحركية ، في العمود الفقري ، وللخلايا العصبية الحسية في العقد الجذرية الظهرية بجوار العمود الفقري ، يمكن نمذجة إعداد جزء من عصب الثدييات تقريبا كمجموعة من الأغشية الأنبوبية ذات القنوات الأيونية ، المفتوحة في كلا الطرفين9. يتم الحفاظ على التمثيل الغذائي بواسطة الميتوكوندريا الموجودة في المحور العصبي في وقت تشريح الأنسجة10. يتم تشجيع خياطة الأطراف المفتوحة للمحور بعد الاستخراج لإغلاقها وبالتالي المساعدة في الحفاظ على التدرجات الأيونية الموجودة عبر الغشاء ، والتي تعتبر ضرورية لوظيفة الأعصاب الطبيعية.

للحفاظ على توازن الأنسجة خارج الجسم ، يجب التحكم في العديد من المتغيرات البيئية بإحكام. هذه هي درجة الحرارة11 ، الأوكسجين 12 ، الأسمولية ، الرقم الهيدروجيني13,14 ، والوصول إلى الجلوكوز للحفاظ على التمثيل الغذائي. بالنسبة لهذا البروتوكول ، يتمثل النهج في استخدام مخزن مؤقت معدل Krebs-Henseleit15,16 (mKHB) يتم تهويته باستمرار بمزيج من الأكسجين وثاني أكسيد الكربون. يقع mKHB في عائلة المخازن المؤقتة القلبية 6,17 المستخدمة للحفاظ على الأنسجة المشرطة خارج الجسم ، على سبيل المثال ، في التجارب خارج الجسم الحي. لا تحتوي هذه المخازن المؤقتة على أي هيموغلوبين أو مضادات حيوية أو مضادات للفطريات ، وبالتالي فهي مناسبة فقط للمستحضرات التي تنطوي على كميات صغيرة من الأنسجة لفترة محدودة. تم تحقيق التحكم في الأس الهيدروجيني باستخدام زوج الأكسدة والاختزال الكربوني وثاني أكسيد الكربون ، مما يتطلب تهوية مستمرة للمخزن المؤقت مع ثاني أكسيد الكربون للحفاظ على توازن الأس الهيدروجيني. هذا لتجنب استخدام عوامل التخزين المؤقت الشائعة الأخرى مثل HEPES ، والتي يمكن أن تعدل وظيفة الخلايا العصبية18. لأكسجة المخزن المؤقت وتوفير التحكم في درجة الحموضة ، تم استخدام خليط من 5٪ من ثاني أكسيد الكربون في الأكسجين يسمى carbogen (95٪ O 2 ، 5٪ CO2). تم استخدام محرك تسخين للتحكم في درجة حرارة حاوية عازلة ، وتم تشغيل المخزن المؤقت من خلال حمام عصبي ، ثم أعيد تدويره إلى حاوية البداية. تستمر التجربة النموذجية من 6 إلى 8 ساعات قبل أن يفقد العصب قدرته على البقاء ولم يعد يستجيب بما فيه الكفاية للتحفيز لاتخاذ تدابير تمثل الأنسجة السليمة.

لتحسين نسبة الإشارة إلى الضوضاء ، تم استخدام أقطاب كلوريد الفضة للتسجيل ، والتي تم إعدادها وفقا للطرق الموصوفة سابقا19. للتحفيز ، يمكن استخدام مزيج من أقطاب الكفة البلاتينية التجارية الجاهزة وأقطاب الكفة البوليمرية الموصلة حسب الطلب. تتمتع أقطاب الكفة البوليمرية الموصلة بقدرات شحن أعلى بشكل ملحوظ ، وهي مفيدة عند تحفيز العصب باستخدام الأشكال الموجية عالية السعة20.

تم وصف المحفز المستخدم في هذا البروتوكول سابقا20. الوثائق وملفات التصميم والبرامج النصية لاستخدامها متاحة للجمهور21. يمكن استخدام محفزات أخرى لتنفيذ هذا البروتوكول. ومع ذلك ، فإن المحفز المخصص قادر أيضا على كتلة التيار البديل عالي التردد (HFAC) 2,20 ، والتي تمكن مجموعة واسعة من تجارب الفيزيولوجيا العصبية. لاستخدام كتلة HFAC ، يوصى باستخدام أساور مطاطية موصلة لتجنب تلف العصب. الأصفاد العصبية المطاطية الموصلة هي صفائف قطب كهربائية ناعمة وبوليمرية بالكامل يتم إنتاجها من اللدائن الموصلة كمكون موصل و polydimethylsiloxane كعازل22. تم تصنيع الأجهزة في تكوين ثنائي القطب باستخدام تقنيات التصنيع الدقيق بالليزر التقليدية.

Protocol

تم تنفيذ جميع رعاية الحيوانات وإجراءاتها بموجب التراخيص المناسبة الصادرة عن وزارة الداخلية في المملكة المتحدة بموجب قانون الحيوانات (الإجراءات العلمية) (1986) وتمت الموافقة عليها من قبل مجلس رعاية الحيوان والمراجعة الأخلاقية في إمبريال كوليدج لندن. 1. إعداد المخازن المؤق…

Representative Results

النتائج التمثيلية التي يمكن الحصول عليها باستخدام هذا البروتوكول هي إمكانات العمل المركب المتسقة من الألياف العصبية من النوع A داخل العصب الوركي. عادة ما يكون لإمكانات الفعل هذه سعة من الذروة إلى الذروة تبلغ حوالي 1 مللي فولت في القطب الكهربائي وبالتالي 100 مللي فولت بمجرد تضخيمها (<strong class="…

Discussion

في هذا العمل ، وصفنا بروتوكولا لإعداد الأعصاب الوركية للفئران للفسيولوجيا العصبية خارج الجسم الحي. يستغرق استخراج الأنسجة حوالي 30 دقيقة ، بما في ذلك التعامل مع الحيوانات والتخدير والإعدام والتشريح ، في حين يجب أن يتطلب تنظيف الأعصاب ووضعها في الحمام وزرع القطب الكهربائي 30 دقيقة إضا?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

يعترف المؤلفون بالدكتور جيرالد هونسبيرجر من شركة جلاكسو سميث كلاين للأدوية ، ملك بروسيا ، بنسلفانيا ، الولايات المتحدة الأمريكية ، وغالفاني للإلكترونيات الحيوية (ستيفناج ، المملكة المتحدة) لمشاركة تقنية تحضير الأعصاب الأصلية معنا. يعترف المؤلفون روبرت توث بتصميم حمام الأعصاب ثنائي الغرفة. يعترف المؤلفون بالتمويل المقدم من منحة جوائز تحدي تقنيات الرعاية الصحية (HTCA) من مجلس أبحاث الهندسة والعلوم الفيزيائية (EPSRC). يعترف المؤلفون بمركز الأنظمة المدمجة والموزعة عالية الأداء للتدريب على الدكتوراه (HiPEDS CDT) التابع لإمبريال كوليدج لندن لتمويل أدريان رابو (EP / L016796/1 ). يتم تمويل Adrien Rapeaux حاليا من قبل معهد أبحاث الخرف في المملكة المتحدة ومركز أبحاث الرعاية والتكنولوجيا. يعترف المؤلفون بامتنان بزاك بيلي من إمبريال كوليدج ، في قسم الهندسة الحيوية ، للمساعدة في التجارب والوصول إلى الأنسجة الحيوانية أثناء إنتاج مقال فيديو JoVE.

Materials

1 L Glass bottle VWR International Ltd 215-1595 Borosilicate glass
1 L Glass graduated flask VWR International Ltd 612-3626 Borosilicate glass
2 L Glass bottle VWR International Ltd 215-1596 Borosilicate glass
2 L Glass graduated flask VWR International Ltd BRND937254 Borosilicate glass
Adaptor, pneumatic, 8 mm to 1/4 NPT RS UK 536-2599 push-to-fit straight adaptor between oxygen hose and gas dispersion tube
Alkoxy conformal coating Farnell 1971829 ACC15 Alkoxy conformal coating for dissection petri dish preparation
Anesthetic Chanelle N/A Isoflurane inhalation anesthetic, 250 mL bottle
Beaker, 2 L VWR International Ltd 213-0469 Borosilicate glass
Bipolar nerve cuff Cortec GMBH N/A 800 micron inner diameter, perpendicular lead out, no connector termination
Bossheads N/A N/A Standard wet laboratory bossheads for attaching grippers to rods
Calcium Chloride dihydrate Sigma Aldrich C7902-500g 500 g in plastic bottle
Carbogen canister BOC N/A F-size canister
Centrifuge Tubes, 15 mL volume VWR International Ltd 734-0451 Falcon tubes
Conductive elastomer nerve cuff N/A N/A high charge capacity nerve cuff for stimulation, see protocol for fabrication reference
Connector, Termimate Mouser UK 538-505073-1100-LP These should be soldered to wire terminated with crocodile clips (see entry 11)
Crocodile clip connectors RS UK 212-1203 These should be soldered to wire terminated with TermiMate connectors (see entry 10)
Deionized Water N/A N/A Obtained from deionized water dispenser
Forceps angled 45 degrees InterFocus Ltd 91110-10 Fine forceps, student range
Forceps standard Dumont #7 InterFocus Ltd 91197-00 Student range forceps
Gas Disperson Tube, Porosity 3 Merck 12547866 N/A
Glucose anhydrous, powder VWR International Ltd 101174Y 500 g in plastic bottle
Grippers N/A N/A Standard wet laboratory rod-mounted grippers
Heating Stirrer RS UK 768-9672 Stuart US152
Hemostats N/A N/A Any hemostat >12 cm in length is suitable
Insect Pins, stainless steel, size 2 InterFocus Ltd 26001-45 N/A
Laptop computer N/A N/A Any laboratory-safe portable computer with at least 2 unused USB ports is suitable
Line Noise Filter Digitimer N/A Humbug noise eliminator (50 Hz line noise filter)
Low-Noise Preamplifier, SR560 Stanford Research Systems SR560 Low-noise voltage preamplifier
Magnesium Sulphate salt VWR International Ltd 291184P 500g in plastic bottle
MATLAB scripts Github https://github.com/Next-Generation-Neural-Interfaces/HFAC_Stimulator_4ch Initialization, calibration and stimulation scripts for the custom stimulator
MATLAB software Mathworks N/A Standard package
Microscope Light, PL-2000 Photonic N/A Light source with swan necks. Product may be obtained from third party supplier
Microscope, SMZ 745 Nikon SM745 Stereoscopic Microscope
Mineral oil, non-toxic VWR International Ltd 31911.A1 Oil for nerve bath
Nerve Bath N/A N/A Plexiglas machined nerve bath, see protocol for details.
Oscilloscope LeCroy N/A 434 Wavesurfer. Product may be obtained from 3rd party suppliers
Oxygen Hose, 1 meter BOC N/A 1/4" NPT terminations
Oxygen Regulator BOC C106X/2B:3.5BAR-BS3-1/4"NPTF 230Bar N/A
Peristaltic Pump P-1 Pharmacia Biotech N/A Product may be obtained from third party supplier
Petri Dish, Glass VWR International Ltd 391-0580  N/A
Potassium Chloride salt Sigma Aldrich P5405-250g 250 g in plastic bottle
Potassium Dihydrogen Sulphate salt Merck 1.04873.0250 250 g in plastic bottle
Rat Charles River Laboratories N/A Sprague Dawley, 250-330 grams, female
Reference electrode, ET072 eDaQ (Australia) ET072-1 Silver silver-chloride reference electrode
Rod N/A N/A Standard wet laboratory rods with fittings for stands
Scale Sartorius N/A M-Power scale, for weighing powders. Product may be obtained from third-party suppliers
Scissors straight 12 cm edge InterFocus Ltd 91400-12 blunt-blunt termination, student range
Signal Acquisition Device Cambridge Electronic Design Micro3-1401 Micro3-1401 Multichannel ADC
Silicone grease, non-toxic Farnell 3821559 for sealing of bath partition
Silicone tubing, 2 mm inner diameter N/A N/A N/A
Silicone tubing, 5 mm inner diameter N/A N/A N/A
Silver wire Alfa Aesar 41390 0.5 mm, annealed
Sodium Bicarbonate salt Sigma Aldrich S5761-500g 500 g in plastic bottle
Sodium Chloride salt VWR International Ltd 27810.295 1 kg in plastic bottle
Spring scissors angled 2 mm edge InterFocus Ltd 15010-09 N/A
Stand N/A N/A Standard wet laboratory stands with sockets for rods
Stimulator Digitimer DS3 DS3 or Custom Stimulator (see references)
Stirring flea VWR International Ltd 442-0270 For use with the heating stirrer
Syringe tip, blunt, 1 mm diameter N/A N/A N/A
Syringe tip, blunt, 2 mm diameter N/A N/A N/A
Syringe, plastic, 10 mL volume N/A N/A syringe should have luer lock fitting
Tape, water-resistant N/A N/A For securing tubing and wiring to workbench
Thermometer VWR International Ltd 620-0806 glass thermometer
USB Power Bank RS UK 135-1000 Custom Stimulator power supply, fully charge before experiment. Not needed if using DS3
Valve, Leuer Lock, 3-Way VWR International Ltd 229-7440 For attaching syringe to bath feed tube and priming siphon

References

  1. McIntyre, C. C., Richardson, A. G., Grill, W. M. Modeling the excitability of mammalian nerve fibers: Influence of afterpotentials on the recovery cycle. Journal of Neurophysiology. 87 (2), 995-1006 (2002).
  2. Pelot, N. A., Grill, W. M. In vivo quantification of excitation and kilohertz frequency block of the rat vagus nerve. Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026005 (2020).
  3. Patel, Y. A., Kim, B. S., Rountree, W. S., Butera, R. J. Kilohertz electrical stimulation nerve conduction block: Effects of electrode surface area. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 25 (10), 1906-1916 (2017).
  4. Kortelainen, J., Al-Nashash, H., Vipin, A., Thow, X. Y., All, A. The effect of anaesthesia on somatosensory evoked potential measurement in a rat model. Laboratory Animals. 50 (1), 63-66 (2016).
  5. Oh, S. S., Hayes, J. M., Sims-Robinson, C., Sullivan, K. A., Feldman, E. L. The effects of anesthesia on measures of nerve conduction velocity in male C57Bl6/J mice. Neuroscience Letters. 483 (2), 127-131 (2010).
  6. Kuffler, S. W., Williams, E. M. V. Small-nerve junctional potentials. The distribution of small motor nerves to frog skeletal muscle, and the membrane characteristics of the fibres they innervate. The Journal of Physiology. 121 (2), 289-317 (1953).
  7. Brunton, E., Blau, C. W., Nazarpour, K. Separability of neural responses to standardised mechanical stimulation of limbs. Scientific Reports. 7 (1), 11138 (2017).
  8. Schmalbruch, H. Fiber composition of the rat sciatic nerve. The Anatomical Record. 215 (1), 71-81 (1986).
  9. Kagiava, A., Theophilidis, G. Assessing the permeability of the rat sciatic nerve epineural sheath against compounds with local anesthetic activity: an ex vivo electrophysiological study. Toxicology Mechanisms and Methods. 23 (8), 634-640 (2013).
  10. Motori, E., et al. Neuronal metabolic rewiring promotes resilience to neurodegeneration caused by mitochondrial dysfunction. Science Advances. 6 (35), 8271 (2020).
  11. Schwarz, J. R., Eikhof, G. Na currents and action potentials in rat myelinated nerve fibres at 20 and 37° C. Pflügers Archiv. 409 (6), 569-577 (1987).
  12. Cranefield, P. F., Brink, F., Bronk, D. W. The oxygen uptake of the peripheral nerve of the rat. Journal of Neurochemistry. 1 (3), 245-249 (1957).
  13. Lehmann, J. E. The effect of changes in pH on the action of mammalian A nerve fibers. American Journal of Physiology-Legacy Content. 118 (3), 600-612 (1937).
  14. Hamm, L. L., Nakhoul, N., Hering-Smith, K. S. Acid-base homeostasis. Clinical Journal of the American Society of Nephrology: CJASN. 10 (12), 2232-2242 (2015).
  15. Minasian, S. M., Galagudza, M. M., Dmitriev, Y. V., Kurapeev, D. I., Vlasov, T. D. Myocardial protection against global ischemia with Krebs-Henseleit buffer-based cardioplegic solution. Journal of Cardiothoracic Surgery. 8, 60 (2013).
  16. Bailey, L. E., Ong, S. D. Krebs-Henseleit solution as a physiological buffer in perfused and superfused preparations. Journal of Pharmacological Methods. 1 (2), 171-175 (1978).
  17. Miller, D. J. Sydney Ringer: physiological saline, calcium and the contraction of the heart. The Journal of Physiology. 555, 585-587 (2004).
  18. Yamamoto, D., Suzuki, N., Miledi, R. Blockage of chloride channels by HEPES buffer). Proceedings of the Royal Society of London. Series B. Biological Sciences. 230 (1258), 93-100 (1987).
  19. Janz, G. J., Taniguchi, H. The silver-silver halide electrodes. Preparation, stability, and standard potentials in aqueous and non-aqueous media. Chemical Reviews. 53 (3), 397-437 (1953).
  20. Rapeaux, A., Constandinou, T. G. An HFAC block-capable and module-extendable 4-channel stimulator for acute neurophysiology. Journal of Neural Engineering. 17 (4), 046013 (2020).
  21. Next-Generation-Neural-Interfaces/HFAC_Stimulator_4ch. Next Generation Neural Interfaces Available from: https://github.com/Next-Generation-Neural-Interfaces/HFAC_Stimulator_4ch&gt (2021)
  22. Cuttaz, E. A., Chapman, C. A. R., Syed, O., Goding, J. A., Stretchable Green, R. A. fully polymeric electrode arrays for peripheral nerve stimulation. Advanced Science. 8 (8), 2004033 (2021).
  23. Lossi, L., Merighi, A. The use of ex vivo rodent platforms in neuroscience translational research with attention to the 3Rs philosophy. Frontiers in Veterinary Science. 5, 164 (2018).

Play Video

Citer Cet Article
Rapeaux, A., Syed, O., Cuttaz, E., Chapman, C. A. R., Green, R. A., Constandinou, T. G. Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology. J. Vis. Exp. (185), e63838, doi:10.3791/63838 (2022).

View Video