Das Protokoll beschreibt organotypische Explanten der Maus NeuroRetina, kultiviert zusammen mit seinem retinalen Pigment epithel (RPE), in R16 definierten Medium, frei von Serum und Antibiotika. Diese Methode ist relativ einfach durchzuführen, im Vergleich zu In-vivo-Experimenten kostengünstiger und zeitaufwändigund und kann an zahlreiche experimentelle Anwendungen angepasst werden.
In der ophthalmologischen Forschung besteht ein starker Bedarf an In-vitro-Modellen der Neuroretina. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zur organotypischen Kultivierung der Mausneuro-Retina mit intaktem retinalen Pigmentepithel (RPE) vor. Je nach Forschungsfrage können Netzhaut von Wildtieren oder von Krankheitsmodellen isoliert werden, um beispielsweise diabetische Retinopathie oder erbliche Netzhautdegeneration zu untersuchen. Die Augen vom frühen postnatalen Tag 2 bis 9 Tiere werden unter aseptischen Bedingungen enukleiert. Sie werden teilweise in Proteinase K verdaut, um eine Ablösung der Aderhaut vom RPE zu ermöglichen. Unter dem Stereoskop wird ein kleiner Schnitt in der Hornhaut gemacht, wo zwei Kanten entstehen, von denen die Aderhaut und Sklera sanft von der RPE und Neuroretina abgeschält werden können. Die Linse wird dann entfernt, und die Augenmuschel wird in vier Punkte geschnitten, um ihr eine vierkeilige Form zu geben, die einem Kleeblatt ähnelt. Das Gewebe wird schließlich in einem hängenden Tropfen in einen Zellkultureinsatz mit einer Polycarbonat-Kultivierungsmembran übertragen. Die Kulturen werden dann in R16 medium, ohne Serum oder Antibiotika, unter vollständig definierten Bedingungen, mit einer mittleren Veränderung jeden zweiten Tag gepflegt.
Das beschriebene Verfahren ermöglicht die Isolierung der Netzhaut und die Erhaltung ihres normalen physiologischen und histotypischen Kontextes für Kultivierungsperioden von mindestens 2 Wochen. Diese Eigenschaften machen organotypische Netzhautexplantationskulturen zu einem ausgezeichneten Modell mit hohem Vorhersagewert für Studien zur Netzhautentwicklung, Zustände und Elektrophysiologie und ermöglichen gleichzeitig ein pharmakologisches Screening.
In der ophthalmologischen Forschung stehen eine Vielzahl von Modellen zur Verfügung, um die Netzhaut zu untersuchen, einschließlich primärer Netzhautzellkulturen, retina-abgeleiteter Zelllinien, retinaler Organoide und in vivo Tiermodelle1,2,3,4,5. Jedes dieser Modelle leidet jedoch unter Nachteilen. Zum Beispiel wachsen Zellen isoliert, während die Netzhaut ein komplexes Netzwerk mit einer Vielzahl von Zell-zu-Zell-Interaktionen ist. Daher ist das Verhalten isolierter Zellkulturen wahrscheinlich künstlich im Vergleich zu dem, das in einem ganzen Gewebe beobachtet wird. Dieses Problem kann zum Teil mit in vitro differenzierten Retina-Organoiden behoben werden, die verwendet werden können, um Entwicklung und grundlegende Biologie zu studieren6. Dennoch ist die Retinal-Organoid-Generation bis heute zeitaufwändig, arbeitsintensiv und leidet unter Reproduzierbarkeitsproblemen, die umfangreiche Weiterentwicklungsarbeit erfordern, bevor Organoide für die translationale Netzhautforschung verwendet werden können. Schließlich sind Studien an lebenden Tieren, obwohl das Modell, das den Anforderungen der ophthalmologischen Forschung am nächsten kommt, mit starken ethischen Bedenken verbunden. Ein guter Kompromiss zwischen der Effizienz von Zellkultursystemen und der realen Situation von in vivo Tiermodellen sind organotypische Netzhautexplantationskulturen. Solche Kulturen reduzieren auch das Leiden der Tiere, da keine In-vivo-Interventionen durchgeführt werden.
Es wurden mehrere Methoden zur Kultivierung von Retinalen Expflanzen verschiedener Arten5,7,8beschrieben. Unser Protokoll beschreibt eine Technik zur Isolierung der Mausneuroretina zusammen mit ihrem retinalen Pigmentepithel (RPE). Diese Technik wird auch für Ratte Netzhautkulturen9geeignet sein. Die Kultur der Neuroretina zusammen mit ihrem RPE ist von großer Bedeutung für den Erfolg. Das RPE erfüllt wesentliche Funktionen für die Netzhaut: Transport von Nährstoffen, Ionen, Wasser, Absorption von Licht und Schutz vor Photooxidation, Re-Isomerisierung von All-Trans-Retinal in 11-cis-retinal, was für den visuellen Zyklus entscheidend ist, Phagozytose von Schuppen photorezeptormembranen, und Sekretion von wesentlichen Faktoren für die strukturelle Integrität der Netzhaut10. Die Aufrechterhaltung des RPE ermöglicht eine erfolgreiche Entwicklung von Photorezeptor-Außen- und Innensegmenten, wodurch die Netzhaut länger lebensfähig bleibt11. Das unten beschriebene Verfahren bewahrt die histotypischen und physiologischen Eigenschaften der Netzhaut für mindestens zwei Wochen12. Darüber hinaus vermeidet die Kultivierung der organotypischen Netzhautexplantationen in serumfreiem, antibiotikafreiem Medium das Vorhandensein unbekannter Substanzen und ermöglicht eine einfache Interpretation der Ergebnisse12.
Organotypische Netzhautexplantationskulturen waren wesentlich für die Verbesserung unseres Wissens über Netzhautentwicklung und Degeneration7,13,14. Wir zeigen hier, dass sie auch ein nützliches Werkzeug für pharmakologisches Screening sind und dass sie eingesetzt werden können, um eine Vielzahl von Netzhauterkrankungen zu modellieren, einschließlich diabetischer Retinopathie.
Das vorgestellte Protokoll beschreibt organotypische Explantienkulturen der Mausnetzhaut mit intaktem RPE in definiertem R16-Medium, frei von Serum und Antibiotika. Dieses Protokoll wurde ursprünglich in den späten 1980er Jahrenentwickelt 7,28 und seitdem wurde es kontinuierlich verfeinert6,11,12. Bemerkenswerte Anwendungen sind Studien über die Mechanismen der erblichen Netzhautdegeneration und die Identifizierung von retinoprotektive Medikamente23,29,30.
Für ein erfolgreiches Experiment müssen einige wichtige Überlegungen berücksichtigt werden. Hier sind einige wichtige Fehlerbehebungspunkte, um die Qualität der Kulturen zu verbessern. Erstens können die Netzhautkulturen übermäßige Faltung und/oder Rosettenbildungzeigen 31. Dies kann durch Berühren der Netzhaut mit einer Zange während des Explantationsvorgangs verursacht werden. Darüber hinaus muss der Ziliarkörper vollständig aus der Explantation entfernt werden, da dies die Netzhautfaltung während der Kultur erhöhen kann. Zweitens, während der Übertragung der Netzhaut auf die Brunnenplatte in einem hängenden Tropfen, wenn die Netzhaut der Membran die falsche Seite nach unten zeigt, halten Sie es in den Tropfen hängen an der Pipette Spitze und sehr sanft drücken Sie das Medium in und aus der Spitze (ohne den hängenden Tropfen zu lösen), um die Netzhaut umzudrehen. Schließlich, wenn das RPE an der Sklera befestigt bleibt und sich von der Netzhaut löst, wird es höchstwahrscheinlich durch eine unzureichende Präverdauung der Sklera verursacht. Dieses Problem kann besonders wichtig sein, wenn es mit Augen älterer Tiere oder Nicht-Nagetierarten (z. B. Schweine) arbeitet und durch Erhöhung der Proteinase-K-Konzentration gelöst werden kann.
Die Durchführung organotypischer Netzhautexplantationskulturen ist ein komplexes Verfahren, das eine angemessene Ausbildung und Erfahrung erfordert. Mangelndes Training kann zu Einer Variabilität der Qualität der Netzhautexplantationen führen. Aus diesen Gründen ist es wichtig, die Lebensfähigkeit und Reproduzierbarkeit zu überwachen und zu überprüfen, indem beispielsweise die Rate des Zelltodes mit dem TUNEL-Assay charakterisiert wird. Der Einsatz eines antibiotikafreien Mediums macht die Netzhautexplantationen anfällig für eine Kontamination durch Bakterien und Pilze. Um dieses Risiko zu minimieren, empfehlen wir, besonders darauf zu achten, unter wirklich aseptischen Bedingungen zu arbeiten. Eine weitere Einschränkung der in vitro retinalen Kultivierung sind Unterschiede in der physiochemischen Umgebung im Vergleich zur in vivo Netzhaut (z. B. Aderhaut- und Netzhautblutversorgung, Sauerstoff- und Glukosespiegel, Augeninnendruck, Zusammensetzung des Glaskörpers). Ein kontinuierliches Perfusionssystem, das vielleicht in einen speziellen Bioreaktor32 eingebettet ist, könnte dieses Modell näher an den In-vivo-Zustand bringen. Darüber hinaus führt die Axotomie des Sehnervs während der Netzhautsektion zum Tod von Ganglienzellen, die Stressreaktionen induzieren können8. Daher ist es empfehlenswert, dass das Explant mindestens 2 Tage in vitro an Kultivierungsbedingungen angepasst werden muss, bevor es einer spezifischen Manipulation oder Behandlung unterzogen wird.
Die beschriebene Methode wird in der Regel auf unreife Netzhautgewebe durchgeführt, die gut überleben können für 4 Wochen in vitro7,33. Das Verfahren ist jedoch auf eine Vielzahl von Anwendungen zugeschnitten, einschließlich der Kultivierung der adulten Netzhaut. Obwohl verschiedene veröffentlichte Ansätze die Isolierung der adulten Netzhaut ohne ihre RPE34,35beschreiben, ermöglicht die Inkubation mit Papainlösung für bis zu 1 h bei 37 °C vor der Zerlegung, dass das RPE an der Netzhaut befestigt bleibt, selbst wenn es von einer erwachsenen Maus abgeleitet ist36.
Das serumfreie Medium und die chemisch definierte In-vitro-Umgebung sorgen für eine vollständig definierte und reproduzierbare Manipulation der Versuchsbedingungen. Daher sind organotypische netzhaut-Explantationskulturen wertvolle Werkzeuge auf dem Gebiet der Ophthalmologie und Neurowissenschaften und wurden für die Untersuchung von Netzhauterkrankungen37, Netzhautentwicklung38,39, Netzhautstammzelltherapie40, genetische Modifikationen41und pharmakologisches Screening verwendet. Als spezifisches Beispiel für Arzneimitteltests haben wir hier retinale Explantationskulturen verwendet, um ein cGMP-Analogon (CN003) zu testen, bekannt, um den Tod von Photorezeptorzellen in Tiermodellen für vererbte Netzhauterkrankungen zu reduzieren23 (Abbildung 3B). Eine weitere mögliche Anwendung der Technik wird in Abbildung 3Cbeschrieben, die zeigt, wie die präzise Kontrolle der Gewebeumgebung genutzt werden kann, um diabetische Bedingungen zu emulieren24. Aufgrund der Erhaltung der Gewebearchitektur über die gesamte Kultivierungsperiode eignen sich organotypische Netzhautexplantationskulturen auch für elektrophysiologische Studien. Neuronale Funktionalität auf retinalen Explants wurden mit Patch-Clamp-Aufnahme42 und Multi-Elektroden-Array (MEA) Aufzeichnung33,43untersucht. Letzteres ermöglicht die gleichzeitige Erfassung der elektrischen Aktivität neuronaler Populationen und wurde genutzt, um die Funktionalität von Photorezeptor- und Ganglienzellen unter Kulturbedingungen zu charakterisieren. In einer breiteren Perspektive können die organotypischen Explantenkultursysteme auch in der präklinischen Forschung angewendet werden, wo Explantienkulturen verwendet wurden, um die therapeutische Wirksamkeit der Hypothermie zu testen44.
Die organotypische Explant-Kultivierungstechnik ist relativ einfach durchzuführen und im Vergleich zu entsprechenden In-vivo-Experimenten kostengünstiger und zeitaufwändiger und vermeidet die ethischen Bedenken im Zusammenhang mit Studien lebender Tiere. Die präzise Kontrolle der experimentellen Bedingungen und die Erhaltung der RPE- und Gewebekomplexität machen die Methode zu einem wertvollen Werkzeug, um unser Wissen über Netzhautphysiologie und Pathophysiologie zu verbessern und zahlreiche experimentelle Anwendungen zu ermöglichen.
The authors have nothing to disclose.
Diese Forschungsarbeiten wurden von der Europäischen Union finanziell unterstützt (transMed; H2020-MSCA-765441), der Deutsche Forschungsrat (DFG; PA1751/8-1, 10-1) und dem China-Stipendienrat.
Biotin | Sigma | B4639 | |
(+/-)-α-LipoicAcid (=Thiotic acid) | Sigma | T1395 | |
BSA | Sigma | B4639 | |
CDP-Choline-Na | Sigma | 30290 | |
Corticosterone | Sigma | C2505 | |
CuSO4 × 5H2O | Sigma | C8027 | |
DL-Tocopherol | Sigma | T1539 | |
Ethanolamine | Sigma | E0135 | |
FCS | Sigma | F7524 | |
Filtropur BT100, 1L, 0.2µm | SARSTEDT | 83.3942.101 | for Basal Medium |
Forceps | F.S.T | 15003-08 | |
Glutamine | Sigma | G8540 | |
Glutathione | Sigma | G6013 | |
Insulin | Sigma | I6634 | |
L-CysteineHCl | Sigma | C7477 | |
Linoleic Acid | Sigma | L1012 | |
Linolenic Acid | Sigma | L2376 | |
MnCl2 x 4H2O | Sigma | M5005 | |
Na-pyruvate | Sigma | P3662 | |
NaSeO3 x 5H2O | Sigma | S5261 | |
Ophthalmic microscope scaping spoon | F.S.T. | 10360-13 | |
Progesteron | Sigma | P8783 | |
Proteinase K | MP Biomedicals | 21935025 | 44 mAnson U/mg |
R16 | Gibco | 07491252A | |
Retinol | Sigma | R7632 | |
Retinyl acetate | Sigma | R7882 | |
Scissors | F.S.T | 15004-08 | |
Sterile filter 0.22µm | MILLEX GP | SLGP033RS | for supplements |
T3 | Sigma | T6397 | |
Tocopherylacetate | Sigma | T1157 | |
Transferrin | Sigma | T1283 | |
Transwell permeable supports | Corning | 3412 | |
Vitamin B1 | Sigma | T1270 | |
Vitamin B12 | Sigma | V6629 | |
Vitamin C | Sigma | A4034 |