Summary

Real-Time Compensatie mogelijk maken in snelle fotochemische oxidaties van eiwitten voor de bepaling van veranderingen in eiwittopografie

Published: September 01, 2020
doi:

Summary

Snelle fotochemische oxidatie van eiwitten is een opkomende techniek voor de structurele karakterisering van eiwitten. Verschillende oplosmiddel additieven en liganden hebben verschillende hydroxyl radicale opruimeigenschappen. Om de eiwitstructuur in verschillende omstandigheden te vergelijken, is real-time compensatie van hydroxylradicalen die in de reactie worden gegenereerd nodig om reactieomstandigheden te normaliseren.

Abstract

Snelle fotochemische oxidatie van eiwitten (FPOP) is een op massaspectrometrie gebaseerde structurele biologietechniek die het oplosmiddel toegankelijke oppervlakte van eiwitten sondes. Deze techniek is gebaseerd op de reactie van aminozuurzijketens met hydroxylradicalen die zich vrij verspreiden in oplossing. FPOP genereert deze radicalen in situ door laser fotolyse van waterstofperoxide, het creëren van een uitbarsting van hydroxyl radicalen die is uitgeput in de orde van een microseconde. Wanneer deze hydroxylradicalen reageren met een oplosmiddel-toegankelijke aminozuurzijketen, vertonen de reactieproducten een massaverschuiving die kan worden gemeten en gekwantificeerd door massaspectrometrie. Aangezien de reactiesnelheid van een aminozuur gedeeltelijk afhangt van het gemiddelde toegankelijke oppervlak van dat aminozuur, kunnen gemeten veranderingen in de hoeveelheid oxidatie van een bepaald eiwitgebied direct worden gecorreleerd met veranderingen in de oplosmiddeltoegankelijkheid van dat gebied tussen verschillende conformaties (bijvoorbeeld ligand gebonden versus ligand-vrij, monomeer vs. aggregaat, enz.) FPOP is toegepast in een aantal problemen in de biologie, waaronder eiwit-eiwit interacties, eiwit conformatie veranderingen, en eiwit-ligand binding. Aangezien de beschikbare concentratie hydroxylradicalen varieert op basis van vele experimentele omstandigheden in het FPOP-experiment, is het belangrijk om de effectieve radicale dosis te controleren waaraan de eiwitanalyt wordt blootgesteld. Deze monitoring wordt efficiënt bereikt door het opnemen van een inline dosimeter om het signaal van de FPOP reactie te meten, met laser fluence aangepast in real-time om de gewenste hoeveelheid oxidatie te bereiken. Met deze compensatie kunnen veranderingen in eiwittopografie die conformatieveranderingen, ligandbindende oppervlakken en/of eiwit-eiwitinteractie-interfaces weerspiegelen, worden bepaald in heterogene monsters met relatief lage monsterhoeveelheden.

Introduction

Snelle fotochemische oxidatie van eiwitten (FPOP) is een opkomende techniek voor de bepaling van eiwittopografische veranderingen door ultrasnelle covalente modificatie van het oplosmiddel blootgestelde oppervlak van eiwitten, gevolgd door detectie door LC-MS1. FPOP genereert een hoge concentratie hydroxylradicalen in situ door UV-laserflitsfotolyse van waterstofperoxide. Deze hydroxyl radicalen zijn zeer reactief en van korte duur, verbruikt op ongeveer een microseconde tijdschaal onder FPOP voorwaarden2. Deze hydroxylradicalen verspreiden zich door water en oxideren verschillende organische componenten in oplossing tegen kinetische snelheden die over het algemeen variëren van snel (~106 M-1 s-1) tot diffusiegecontroleerde3. Wanneer de hydroxylradical een eiwitoppervlak tegenkomt, oxideert de radicaal de aminozuurzijketens op het eiwitoppervlak, wat resulteert in een massaverschuiving van dat aminozuur (meestal de netto toevoeging van één zuurstofatoom)4. De snelheid van de oxidatiereactie bij elk aminozuur hangt af van twee factoren: de inherente reactiviteit van dat aminozuur (dat afhankelijk is van de zijketen en de volgordecontext)4,5 en de toegankelijkheid van die zijketen aan de diffuserende hydroxylradica, die nauw correleert met het gemiddelde oplosmiddel toegankelijk oppervlak6,7. Alle standaard aminozuren, behalve glycine, zijn waargenomen zoals gelabeld door deze zeer reactieve hydroxylradicalen in FPOP-experimenten, zij het bij zeer uiteenlopende opbrengsten; in de praktijk worden Ser, Thr, Asn en Ala zelden gezien als geoxideerd in de meeste monsters, behalve onder hoge radicale doses en geïdentificeerd door zorgvuldige en gevoelige gerichte ETD fragmentatie8,9. Na oxidatie worden monsters gedoofd om waterstofperoxide en secundaire oxidanten (superoxide, singlet oxygen, peptidylhydrperoxiden, enz.) te verwijderen De gedoofde monsters worden vervolgens proteolytisch verteerd om mengsels van geoxideerde peptiden te genereren, waarbij de structurele informatie wordt bevroren als een chemische “momentopname” in de patronen van oxidatieproducten van de verschillende peptiden(figuur 1). Vloeibare chromatografie gekoppeld aan massaspectrometrie (LC-MS) wordt gebruikt om de hoeveelheid oxidatie van aminozuren in een bepaald proteolytisch peptide te meten op basis van de relatieve intensiteiten van de geoxideerde en niet-geoxideerde versies van dat peptide. Door deze oxidatieve voetafdruk van hetzelfde eiwit te vergelijken die onder verschillende conformatieomstandigheden wordt verkregen (bijvoorbeeld ligand-gebonden versus ligand-vrij), kunnen verschillen in de mate van oxidatie van een bepaald eiwitgebied direct worden gecorreleerd met verschillen in het oplosmiddel-toegankelijke oppervlakte van dat gebied6,7. De mogelijkheid om eiwittopografische informatie te verstrekken maakt FPOP een aantrekkelijke technologie voor de hogere orde structuur bepaling van eiwitten, ook in eiwit therapeutische ontdekking en ontwikkeling10,11.

Figure 1
Figuur 1: Overzicht van FPOP. Het oppervlak van het eiwit wordt covalent gewijzigd door zeer reactieve hydroxylradicalen. De hydroxylradicalen zullen reageren met aminozuurzijketens van het eiwit in een tempo dat sterk wordt beïnvloed door de oplosmiddel toegankelijkheid van de zijketen. Topografische veranderingen (bijvoorbeeld als gevolg van de binding van een ligand zoals hierboven afgebeeld) zullen aminozuren in het interactiegebied beschermen tegen reageren met hydroxylradicalen, wat resulteert in een afname van de intensiteit van gemodificeerd peptide in het LC-MS-signaal. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Verschillende bestanddelen die aanwezig zijn in de FPOP-oplossing (bijvoorbeeld liganden, excipiënten, buffers) hebben verschillende opruimingsactiviteit naar de hydroxylradicalen gegenereerd op de laserfotolyse van waterstofperoxide3. Op dezelfde manier kan een kleine verandering in peroxideconcentratie, laserfluence en buffersamenstelling de effectieve radicale dosis veranderen, waardoor de reproductie van FPOP-gegevens uitdagend is voor de monsters en tussen verschillende laboratoria. Daarom is het belangrijk om de hydroxylradicale dosis die beschikbaar is om te reageren met eiwitten in elk monster te kunnen vergelijken met een van de verschillende beschikbare hydroxylradicale dosimeters12,13,14,15,16. Hydroxyl radicale dosimeters handelen door te concurreren met de analyt (en met alle aaseters in oplossing) voor de pool van hydroxyl radicalen; de effectieve dosis hydroxylradicalen wordt gemeten door de hoeveelheid oxidatie van de dosimeter te meten. Merk op dat “effectieve hydroxyl radicale dosis” is een functie van zowel de initiële concentratie van hydroxyl radicaal gegenereerd en de halftijds van de radicale. Deze twee parameters zijn gedeeltelijk afhankelijk van elkaar, waardoor de theoretische kinetische modellering enigszins complex is (figuur 2). Twee monsters zouden een wild verschillende initiële halflevenshelft kunnen hebben, terwijl ze nog steeds dezelfde effectieve radicale dosis behouden door de initiële concentratie hydroxylradicalen te veranderen; ze zullen nog steeds identieke voetafdrukken genereren17. Adenine13 en Tris12 zijn handige hydroxyl radicale dosimeters omdat hun niveau van oxidatie kan worden gemeten door UV-spectroscopie in real-time, waardoor onderzoekers snel te identificeren wanneer er een probleem is met effectieve hydroxyl radicale dosis en om hun probleem op te lossen. Om dit probleem op te lossen, is een inline dosimeter die zich direct na de plaats van bestraling in het stroomsysteem bevindt die het signaal van adenine-absorptieveranderingen in real-time kan controleren, belangrijk. Dit helpt bij het uitvoeren van FPOP experimenten in buffers of een andere excipiënt met zeer uiteenlopende niveaus van hydroxyl radicale opruimcapaciteit17. Deze radicale dosering compensatie kan worden uitgevoerd in real-time, waardoor statistisch niet te onderscheiden resultaten voor dezelfde conformer door het aanpassen van de effectieve radicale dosis.

In dit protocol hebben we gedetailleerde procedures voor het uitvoeren van een typisch FPOP-experiment met radicale doseringscompensatie met adenine als interne optische radicale dosimeter. Met deze methode kunnen onderzoekers voetafdrukken vergelijken tussen FPOP-omstandigheden die verschillende opruimcapaciteit hebben door compensatie in real-time uit te voeren.

Figure 2
Figuur 2: Kinetische simulatie van op dosimetrie gebaseerde compensatie. 1 mM adenine dosimeter respons wordt gemeten in 5 μM lysozyme analyt met een 1 mM initiële hydroxyl radicale concentratie (▪OH t1/2=53 ns), en ingesteld als een doel dosimeter respons (zwart). Na de toevoeging van 1 mM van de aasgier excipiënt histidine, de dosimeter respons (blauw) afneemt samen met de hoeveelheid eiwit oxidatie op een evenredige manier (cyaan). De halftijd van de hydroxylradicalen neemt ook af (▪OH t1/2=39 ns). Wanneer de hoeveelheid hydroxylradical gegenereerde wordt verhoogd om een gelijkwaardige opbrengst van geoxideerde dosimeter in het monster te geven met 1 mM histidine-aasgier zoals bereikt met 1 mM hydroxylradical bij afwezigheid van aaseters (rood), wordt de hoeveelheid eiwitoxidatie die op dezelfde manier optreedt identiek (magenta), terwijl de hydroxylradicale halfwaardetijd nog verder afneemt (▪OH t1/2=29 ns). Aangepast met toestemming van Sharp J.S., Am Pharmaceut Rev 22, 50-55, 2019. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Protocol

1. Bereid de optische bank en de capillaire voor FPOP LET OP: KrF excimer lasers zijn extreme oogrisico’s, en direct of gereflecteerd licht kan leiden tot blijvende oogschade. Draag altijd de juiste oogbescherming, vermijd de aanwezigheid van reflecterende objecten in de buurt van het bundelpad waar mogelijk, en gebruik technische bedieningselementen om ongeoorloofde toegang tot een actieve laser te voorkomen en om eventuele verdwaalde reflecties te beperken. Bereid de FPOP optische …

Representative Results

Vergelijking van de zware keten peptide voetafdruk van de adalimumab biosimilar in fosfaat buffer en bij verhitting bij 55 °C voor 1 uur tonen interessante resultaten. Student t-test wordt gebruikt voor de identificatie van peptiden die aanzienlijk worden veranderd in deze twee voorwaarden (p ≤ 0,05). De peptiden 20-38, 99-125, 215-222, 223-252, 260-278, 376-413 en 414-420 tonen aanzienlijke bescherming tegen oplosmiddel wanneer het eiwit wordt verwarmd tot aggregaten(figuur 5)<sup class=…

Discussion

Mass spectrometrie gebaseerde structurele technieken, met inbegrip van waterstof-deuterium uitwisseling, chemische cross-linking, covalente etikettering, en native spray massaspectrometrie en ionen mobiliteit zijn snel groeiende in populariteit als gevolg van hun flexibiliteit, gevoeligheid, en het vermogen om complexe mengsels te behandelen. FPOP heeft verschillende voordelen die zijn populariteit op het gebied van massaspectrometrie gebaseerde structurele technieken heeft versterkt. Net als de meeste covalente etikette…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We erkennen onderzoeksfinanciering van het National Institute of General Medical Sciences grant R43GM125420-01to ter ondersteuning van commerciële ontwikkeling van een benchtop FPOP-apparaat en R01GM127267 voor de ontwikkeling van standaardisatie- en dosimetrieprotocollen voor hoogenergetische FPOP.

Materials

Adenine Acros Organics 147440250 Soluble in water upto 3.5 mM
Aperture Edmund Optics 39-905 1000 μm Aperture Diameter, Gold-Plated Copper Aperture
Aperture holder Edmund Optics 53-287 25.8mm Outer Diameter, Precision Pinhole Mount
Catalse Sigma Aldrich C-40 Catalase from bovine liver, lyophilized powder, ≥10,000 units/mg protein
COMPex Pro laser Coherent 1113836 COMPexPRO 102, F-Vversion, KrF laser, No XeCl
Dithiotheitol (DTT) Promega V3151 DTT, Molecular Grade (DL-Dithiothreitol)
Fraction collector GenNext Technologies, Inc. N/A Automated fraction collector
Fused silica capillay Molex 1068150023 Polymicro Flexible Fused Silica Capillary Tubing, Inner Diameter 100 µm, Outer Diameter 375 µm, TSP100375
Glutamine Acros Organics 119951000 L(+)-Glutamine, 99%
Holder for lens Edmund Optics 03-668 53 mm Outer Diameter, Three-Screw Adjustable Ring Mount
Hydrogen peroxide Fisher Scientific H325-100 Hydrogen Peroxide, 30% (Certified ACS), Fisher Chemical
LC-MS/MS system Thermo Scientific IQLAAEGAAPFADBMBCX Dionex Ultimate 3000 coupled to Orbitap Fusion Tribrid mass spectrometer
Mas spec grade Acetonitrile Fisher Scientific A955-1 Acetonitrile, Optima LC/MS Grade, Fisher Chemical
Mass spec grade formic acid Fisher Scientific A117-50 Formic Acid, 99.0+%, Optima™ LC/MS Grade, Fisher Chemical
Mass spec grade water Fisher Scientific W6-4 Water, Optima LC/MS Grade, Fisher Chemical
MES buffer Sigma Aldrich M0164 MES hemisodium salt
Methionine amide Bachem 4000594.0005 H-met-NH2.HCl
Micro V clamp Thor Labs VK250 Micro V-clamp with stainless steel blades
Motorized stage Edmund Optics 68-638 50mm Travel Motorized Stage System with Manual Control
Nano C18 colum Thermo Scientific 164534 Acclaim PepMap 100 C18 HPLC Columns
Optical bench Edmund Optics 56-935 18" x 18" breadboard
Pioneer FPOP Module System GenNext Technologies, Inc. N/A Inline FPOP Radical Dosimetry System
Post holder Edmund Optics 58-979 3" Length, ¼-20 Thread, Post Holder
Sodium phosphate dibasic Fisher Scientific BP331-500 Sodium Phosphate Dibasic Heptahydrate (Colorless-to-White Crystals), Fisher BioReagents
Sodium phosphate monobasic Fisher Scientific BP330-500 Sodium Phosphate Monobasic Monohydrate (Colorless-to-white Crystals), Fisher BioReagents
Syringe Hamilton 81065 100 µL, Model 1710 RN SYR, Small Removable NDL, 22s ga, 2 in, point style 3
Syringe pump KD Scientific 788101 Legato 101 syringe pump
Trap C18 column Thermo Scientific 160454 Thermo Scientific Acclaim PepMap 100 C18 HPLC Columns
Tris Sigma Aldrich 252859 Tris(hydroxymethyl)aminomethane
Trypsin Promega V5111 Sequencing Grade Modified Trypsin
UV plano convex lens Edmund Optics 84-285 30 mm Dia. x 120 mm FL Uncoated, UV Plano-Convex Lens

References

  1. Kaur, P., Kiselar, J., Yang, S., Chance, M. R. Quantitative protein topography analysis and high-resolution structure prediction using hydroxyl radical labeling and tandem-ion mass spectrometry (MS). Molecular & Cellular Proteomics. 14 (4), 1159-1168 (2015).
  2. Hambly, D. M., Gross, M. L. Laser flash photolysis of hydrogen peroxide to oxidize protein solvent-accessible residues on the microsecond timescale. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 16 (12), 2057-2063 (2005).
  3. Buxton, G. V., Greenstock, C. L., Helman, W. P., Ross, A. B. Critical review of rate constants for reactions of hydrated electrons, hydrogen atoms and hydroxyl radicals (·OH/·O- in Aqueous Solution. Journal of Physical and Chemical Reference Data. 17 (2), 513 (1988).
  4. Xu, G., Chance, M. R. Radiolytic modification and reactivity of amino acid residues serving as structural probes for protein footprinting. Analytical Chemistry. 77 (14), 4549-4555 (2005).
  5. Sharp, J. S., Tomer, K. B. Effects of anion proximity in peptide primary sequence on the rate and mechanism of leucine oxidation. Analytical Chemistry. 78 (14), 4885-4893 (2006).
  6. Huang, W., Ravikumar, K. M., Chance, M. R., Yang, S. Quantitative mapping of protein structure by hydroxyl radical footprinting-mediated structural mass spectrometry: a protection factor analysis. Biophysical Journal. 108 (1), 107-115 (2015).
  7. Xie, B., Sood, A., Woods, R. J., Sharp, J. S. Quantitative protein topography measurements by high resolution hydroxyl radical protein footprinting enable accurate molecular model selection. Scientific Reports. 7 (1), 4552 (2017).
  8. Li, Z., et al. High structural resolution hydroxyl radical protein footprinting reveals an extended Robo1-heparin binding interface. Journal of Biological Chemistry. 290 (17), 10729-10740 (2015).
  9. Li, X., et al. Structural analysis of the glycosylated intact HIV-1 gp120-b12 antibody complex using hydroxyl radical protein footprinting. Biochimie. 56 (7), 957-970 (2017).
  10. Li, K. S., Shi, L., Gross, M. L. Mass spectrometry-based fast photochemical oxidation of proteins (FPOP) for higher order structure characterization. Accounts of Chemical Research. 51 (3), 736-744 (2018).
  11. Li, J., Chen, G. The use of fast photochemical oxidation of proteins coupled with mass spectrometry in protein therapeutics discovery and development. Drug Discovery Today. 24 (3), 829-834 (2019).
  12. Roush, A. E., Riaz, M., Misra, S. K., Weinberger, S. R., Sharp, J. S. Intrinsic buffer hydroxyl radical dosimetry using Tris(hydroxymethyl)aminomethane. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 31 (2), 169-172 (2020).
  13. Xie, B., Sharp, J. S. Hydroxyl radical dosimetry for high flux hydroxyl radical protein footprinting applications using a simple optical detection method. Analytical Chemistry. 87 (21), 10719-10723 (2015).
  14. Niu, B., Zhang, H., Giblin, D., Rempel, D. L., Gross, M. L. Dosimetry determines the initial OH radical concentration in fast photochemical oxidation of proteins (FPOP). Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 26 (5), 843-846 (2015).
  15. Niu, B., et al. Incorporation of a reporter peptide in FPOP compensates for adventitious scavengers and permits time-dependent measurements. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 28 (2), 389-392 (2017).
  16. Garcia, N. K., Sreedhara, A., Deperalta, G., Wecksler, A. T. Optimizing hydroxyl radical footprinting analysis of biotherapeutics using internal standard dosimetry. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 31 (7), 1563-1571 (2020).
  17. Sharp, J. S., Misra, S. K., Persoff, J. J., Egan, R. W., Weinberger, S. R. Real time normalization of fast photochemical oxidation of proteins experiments by inline adenine radical dosimetry. Analytical Chemistry. 90 (21), 12625-12630 (2018).
  18. Zhang, B., Cheng, M., Rempel, D., Gross, M. L. Implementing fast photochemical oxidation of proteins (FPOP) as a footprinting approach to solve diverse problems in structural biology. Methods. 144, 94-103 (2018).
  19. Konermann, L., Stocks, B. B., Czarny, T. Laminar flow effects during laser-induced oxidative labeling for protein structural studies by mass spectrometry. Analytical Chemistry. 82 (15), 6667-6674 (2010).
  20. Gau, B. C., Sharp, J. S., Rempel, D. L., Gross, M. L. Fast photochemical oxidation of protein footprints faster than protein unfolding. Analytical Chemistry. 81 (16), 6563-6571 (2009).
  21. Li, K. S., et al. Hydrogen-Deuterium exchange and hydroxyl radical footprinting for mapping hydrophobic interactions of human bromodomain with a small molecule Inhibitor. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 30 (12), 2795-2804 (2019).
  22. Espino, J. A., Jones, L. M. Illuminating biological interactions with in vivo protein footprinting. Analytical Chemistry. 91 (10), 6577-6584 (2019).
  23. Charvatova, O., et al. Quantifying protein interface footprinting by hydroxyl radical oxidation and molecular dynamics simulation: application to galectin-1. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 19 (11), 1692-1705 (2008).
  24. Gau, B., Garai, K., Frieden, C., Gross, M. L. Mass spectrometry-based protein footprinting characterizes the structures of oligomeric apolipoprotein E2, E3, and E4. Biochimie. 50 (38), 8117-8126 (2011).
  25. Gau, B. C., Chen, J., Gross, M. L. Fast photochemical oxidation of proteins for comparing solvent-accessibility changes accompanying protein folding: Data processing and application to barstar. Biochimica et Biophysica Acta. 1834 (6), 1230-1238 (2013).
  26. Garrison, W. M. Reaction mechanisms in the radiolysis of peptides, polypeptides, and proteins. Chemical Reviews. 87 (2), 381-398 (1987).
  27. Xu, G., Chance, M. R. Radiolytic modification of sulfur-containing amino acid residues in model peptides: fundamental studies for protein footprinting. Analytical Chemistry. 77 (8), 2437-2449 (2005).
  28. Xu, G., Chance, M. R. Radiolytic modification of acidic amino acid residues in peptides: probes for examining protein-protein interactions. Analytical Chemistry. 76 (5), 1213-1221 (2004).
  29. Xu, G., Takamoto, K., Chance, M. R. Radiolytic modification of basic amino acid residues in peptides: probes for examining protein-protein interactions. Analytical Chemistry. 75 (24), 6995-7007 (2003).
  30. Misra, S. K., Orlando, R., Weinberger, S. R., Sharp, J. S. Compensated hydroxyl radical protein footprinting measures buffer and excipient effects on conformation and aggregation in an adalimumab biosimilar. AAPS Journal. 21 (5), 87 (2019).
  31. Simmons, D. A., Konermann, L. Characterization of transient protein folding intermediates during myoglobin reconstitution by time-resolved electrospray mass spectrometry with on-line isotopic pulse labeling. Biochimie. 41 (6), 1906-1914 (2002).
  32. Vahidi, S., Konermann, L. Probing the time scale of FPOP (fast photochemical oxidation of proteins): radical reactions extend over tens of milliseconds. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 27 (7), 1156-1164 (2016).
  33. Chance, M. R. Unfolding of apomyoglobin examined by synchrotron footprinting. Biochemical and Biophysical Research Communications. 287 (3), 614-621 (2001).
  34. Xu, G., Chance, M. R. Hydroxyl radical-mediated modification of proteins as probes for structural proteomics. Chemical Reviews. 107 (8), 3514-3543 (2007).
  35. Zhang, Y., Rempel, D. L., Zhang, H., Gross, M. L. An improved fast photochemical oxidation of proteins (FPOP) platform for protein therapeutics. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 26 (3), 526-529 (2015).
  36. Cornwell, O., Radford, S. E., Ashcroft, A. E., Ault, J. R. Comparing hydrogen deuterium exchange and fast photochemical oxidation of proteins: a structural characterisation of wild-type and ΔN6 β(2)-microglobulin. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 29 (2), 2413-2426 (2018).
  37. Xie, B., Sharp, J. S. Relative Quantification of sites of peptide and protein modification using size exclusion chromatography coupled with electron transfer dissociation. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 27 (8), 1322-1327 (2016).
  38. Srikanth, R., Wilson, J., Vachet, R. W. Correct identification of oxidized histidine residues using electron-transfer dissociation. Journal of Mass Spectrometry. 44 (5), 755-762 (2009).
  39. Li, X., Li, Z., Xie, B., Sharp, J. S. Improved identification and relative quantification of sites of peptide and protein oxidation for hydroxyl radical footprinting. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 24 (11), 1767-1776 (2013).
  40. Li, X., Li, Z., Xie, B., Sharp, J. S. Supercharging by m-NBA Improves ETD-Based Quantification of Hydroxyl Radical Protein Footprinting. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 26 (8), 1424-1427 (2015).
  41. Khaje, N. A., Sharp, J. S. Rapid quantification of peptide oxidation isomers from complex mixtures. Analytical Chemistry. 92 (5), 3834-3843 (2020).

Play Video

Citer Cet Article
Misra, S. K., Sharp, J. S. Enabling Real-Time Compensation in Fast Photochemical Oxidations of Proteins for the Determination of Protein Topography Changes. J. Vis. Exp. (163), e61580, doi:10.3791/61580 (2020).

View Video