Summary

発電所からの炭素回収と微細藻類栽培用の半自動オープンレースウェイ池の結合

Published: August 14, 2020
doi:

Summary

天然ガス発電所の煙道ガス中の二酸化炭素を利用して、オープンな軌道上の池で微細藻類を栽培するためのプロトコルが記載されている。煙道ガス注入はpHセンサーで制御され、微細藻類の成長は光学密度のリアルタイム測定で監視されます。

Abstract

米国では、総二酸化炭素(CO2)排出量の35%が電力業界から発生し、そのうち30%が天然ガス発電を表しています。微細藻類は、植物よりも10〜15倍速くCO2をバイオフィックスし、藻類バイオマスをバイオ燃料などの目的の製品に変換することができます。したがって、この研究は、高温の半乾燥気候の米国南西部に位置する天然ガス発電所との微細藻類栽培の潜在的な相乗効果を実証するプロトコルを提示する。最先端の技術は、バイオ燃料にさらに加工することができる緑の藻類種クロレラソロキニアナを介して炭素の回収と利用を強化するために使用されます。半自動化されたオープンレースウェイ池を含むプロトコルを説明し、アリゾナ州ツーソンのツーソン発電所でテストされたときのその性能の結果について議論します。pHを制御するための主な炭素源として排煙を使用し、クロレラソロキニアナを栽培しました。最適化された培地を使用して藻類を増殖させた。時間の関数としてシステムに添加されたCO2の量は、綿密に監視された。さらに、藻類の成長速度、バイオマス生産性、炭素固定に影響を与える他の物理化学的要因(光学濃度、溶存酸素(DO)、電気伝導率(EC)、空気および池の温度など)がモニターされました。この結果は、脂質含有量が24%で、最大0.385g/Lの灰を含まない乾燥重量の微細藻類収量が達成可能であることを示している。CO2排出者と藻類農家との間の相乗的な機会を活用することで、藻類バイオ燃料およびバイオ製品の持続可能な生産を支援しながら、炭素回収を増加させるために必要な資源を提供することができる。

Introduction

地球温暖化は、現在、世界が直面している最も重要な環境問題の一つです1。研究によると、主な原因は、人間活動による大気中の温室効果ガス(GHG)排出量、主にCO2の増加である2,3,4,5,6,7。米国では、CO2排出量の最大の密度は、主にエネルギー部門、特に発電プラント3789における化石燃料の燃焼に由来する。したがって、炭素回収利用(CCU)技術は、GHG排出量2,7,10を削減するための主要な戦略の1つとして浮上しています。これらには、日光を利用して、栄養素の存在下で光合成を介してCO2と水をバイオマスに変換する生物学的システムが含まれる。微細藻類の使用は、速い増殖速度、高いCO2固定能力、および高い生産能力のために提案されている。さらに、微細藻類は、バイオマスを化石燃料7910、1112を置き換えることができるバイオ燃料などの関心のある製品に変換することができるため、幅広いバイオエネルギーの可能性を秘めている。

微細藻類は、開放軌道池および閉鎖型フォトバイオリアクター13、14、1516171819を含む様々な栽培システムまたは反応器において増殖および生物学的変換を達成することができる。研究者らは、屋内または屋外の条件下で、両方の栽培システムにおけるバイオプロセスの成功を決定する利点と限界を研究しました5,6,16,20,21,22,23,24,25.オープンレースウェイ池は、煙道ガスをスタックから直接分配できる状況での炭素回収と利用のための最も一般的な栽培システムです。このタイプの栽培システムは、比較的安価であり、スケールアップが容易であり、エネルギーコストが低く、混合のためのエネルギー要件が低い。さらに、これらのシステムは発電所と簡単に共存できるため、CCUプロセスをより効率的に行うことができます。しかし、CO2気体/液体物質移動の制限など、考慮する必要があるいくつかの欠点があります。制限はあるものの、屋外の微細藻類バイオ燃料生産に最も適したシステムとして、開放的な軌道池が提案されている5,9,11,16,20。

この記事では、天然ガス発電所の煙道ガスからの炭素回収を組み合わせた、オープンな軌道上の池での微細藻類栽培方法を詳述します。この方法は、培養pHに基づいて煙道ガス注入を制御する半自動化システムからなる。このシステムは、光学密度、溶存酸素(DO)、電気伝導度(EC)、空気および池の温度センサーを使用して、 クロレラ・ソロキニアナ の培養状態をリアルタイムで監視および記録します。藻類バイオマスと排煙注入データは、ツーソン電力施設で10分ごとにデータロガーによって収集されます。藻類株の維持、スケールアップ、品質管理測定、バイオマス特性評価(光学密度、g/L、脂質含有量の相関など)は、アリゾナ大学の研究室で行われます。以前のプロトコルは、コンピュータシミュレーション26を介してフォトバイオリアクターにおける微細藻類の成長を促進するために煙道ガス設定を最適化する方法を概説した。ここで提示されたプロトコルは、オープンな軌道池を利用し、生産された煙道ガスを直接利用するために天然ガス発電所で現場で実装されるように設計されています。さらに、リアルタイムの光学密度測定もプロトコルの一部です。記載されているように、このシステムは暑い半乾燥気候(ケッペンBSh)に最適化されており、降水量が少なく、降水量が年々大きく変動し、相対湿度が低く、蒸発率が高く、晴天し、強い日射量が強い27

Protocol

1.成長システム:屋外オープンレースウェイ池の設定 煙道ガス源(8~10%CO2を含む)の近くにオープンな軌道池を設置する。池の原子炉の場所で水と電気が利用可能であり、原子炉が一日の大半を日陰にないことを確認します(図1)。 燃焼後プロセスでは、煙道ガスが煙突に入って大気中に排出される数メートル前に、0.95cmの燃料ホースを使用して煙道ガ…

Representative Results

私たちの研究室からの以前の実験結果は、半自動化されたオープンレースウェイ池を使用した微細藻類培養が炭素回収プロセスと組み合わせることができることを示しています。これら2つのプロセスの相乗効果をよりよく理解するために(図2)、我々はプロトコルを開発し、暑い半乾燥気候の屋外条件下で緑藻類種 クロレラ・ソロキニアナ を栽培するためにそれ?…

Discussion

本研究では、高温の半乾燥気候において、排煙の炭素回収と微細藻類の培養を相乗的に結合させることが可能であることを実証する。半自動化された軌道池システムの実験プロトコルは、炭素源として煙道ガスを使用する場合に藻類の成長に相関する関連パラメータをリアルタイムで監視するための最先端の技術を統合しています。提案されたプロトコルは、軌道池20</s…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作業は、米国エネルギー省DE-EE0006269の地域藻類原料テストベッドプロジェクトを通じて支援されました。また、エステバン・ヒメネス、ジェシカ・ピーブルズ、フランシスコ・アセド、ホセ・シスネロス、RAFTチーム、マーク・マンスフィールド、UA発電所スタッフ、TEP発電所スタッフの協力にも感謝します。

Materials

Adjustable speed motor (paddle wheel system) Leeson 174307 Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10
Aluminum weight boats Fisher Scientific 08-732-102 Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes
Ammonium Iron (III) (NH₄)₅[Fe(C₆H₄O₇)₂] Fisher Scientific 1185 – 57 – 5 Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate
Ammonium Phosphate Sigma-Aldrich 7722-76-1 This chemical is used for the optimized medium
Ampicillin sodium salt Sigma Aldrich A9518-5G This chemical is used for avoiding algae contamination
Autoclave Amerex Instrument Inc Hirayama HA300MII
Bacto agar Fisher Scientific BP1423500 Fisher BioReagents Granulated Agar
Bleach Clorox Germicidal Bleach, concentrated clorox
Boric Acid (H3BO3) Fisher Scientific 10043-35-3 Trace Elelements: Boric acid
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O) Sigma-Aldrich 10035-04-8 Medium preparation. Calcium chloride dihydrate
Carboys (20 L) Nalgene – Thermo Fisher Scientific 2250-0050PK Polypropylene Carboy w/Handles
Centrifuge Beckman Coulter, Inc J2-21
Chloroform Sigma-Aldrich 67-66-3 This chemical is used for lipid extraction
Citraplex 20% Iron Loveland Products SDS No. 1000595582 -17-LPI https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info
Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O) Sigma-Aldrich 10026-22-9 Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate
Compressor Makita MAC700 This equipment is used for the injection CO2 system
Control Valve Sierra Instruments SmartTrak 100 This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture.
Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O) Sigma-Aldrich 7758-99-8 Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate
Data Logger: Campbell unit CR3000 Scientific Campbell CR3000 This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data
Dissolvde Oxygen Solution Campbell Scientific 14055 Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 – Lot No. 211085
Dissolved Oxygen probe Sensorex  DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication
Electroconductivity calibration solution Ricca Chemical Company 2245 – 32 ( R2245000-1A ) Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl)
Electroconductivity probe sensor Hanna Instruments HI3003/D Flow-thru Conductivity Probe – NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O) Sigma-Aldrich 6381-92-6 Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate
Filters Fisher Scientific 09-874-48 Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters
Flasks Fisher scientific 09-552-40 Pyrex Fernbach Flasks
Furnace Hogentogler Model: F6020C-80 Thermo Sicentific Thermolyne F6020C – 80 Muffle Furnace
Glass dessicator VWR International LLC 75871-430 Type 150, 140 mm of diameter
Glass funnel Fisher Scientific FB6005865 Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels
Laminar flow hood Fisher Hamilton Safeair Fisher Hamilton Stainless Safeair hume hood
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O) Fisher Scientific 10034 – 99 – 8 Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate
Methanol Sigma-Aldrich 67-56-1 Lipid extraction solvent
Micro bubble Diffuser Pentair Aquatic Eco-Systems 1PMBD075 This equipment is used for the injection CO2 system
Microalgae: Chlorella Sorokiniana NAABB DOE 1412
Microoscope Carl Zeiss 4291097
Microwave assistant extraction MARS, CEM Corportation CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601
MnCl2*4H2O Sigma-Aldrich 13446-34-9 Manganese(II) chloride tetrahydrate
Mortars Fisher Scientific FB961B Fisherbrand porcelein mortars
Nitrogen evaporator Organomation N-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System)
Oven VWR International LLC 89511-410 Forced Air Oven
Paddle Wheel 8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor.
Paddle wheel motor Leeson M1135042.00 Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM.
Pestles Fisher Scientific FB961M Fisherbrand porcelein pestles
pH and EC Transmitter Hanna Instruments HI98143 Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V.
pH calibration solutions Fisher Scientific 13-643-003 Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles
pH probe sensor Hanna Instruments HI1006-2005 Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m.
Pippete tips Fisher Scientific 1111-2821 1000 ul TipOne graduated blue tip in racks
Pippetter Fisher Scientific 13-690-032 Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel
Plastic cuvettes Fisher scientific 14377017 BrandTech BRAND Plastic Cuvettes
Plates Fisher scientific 08-757-100D Corning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid
Potash This chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company
Potassium phosphate dibasic (K2HPO4) Sigma-Aldrich 7758 -11 – 4 Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic
Pyrex reusable Media Storage Bottles Fisher scientific 06-414-2A 1 L and 2 L bottels – PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals
Raceway Pond Similar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products
Real Time Optical Density Sensor University of Arizona This equipment was design and build by a member of the group
RS232 Cable Sabrent Sabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P)
Shaker Table Algae agitation 150 rpm
Sodium Carbonate (Na2CO3) Sigma-Aldrich 497-19-8 Sodium carbonate
Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O) Sigma-Aldrich 10102-40-6 Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate
Sodium nitrate (NaNO3) Sigma-Aldrich 7631-99-4 Medium Preparation: Sodium nitrate
Spectophotometer Fisher Scientific Company 14-385-400 Thermo Fisher Scientific – 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically.
Test tubes Fisher Scientific 14-961-27 Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml)
Thermocouples type K Omega KMQXL-125G-6
Urea Sigma-Aldrich 2067-80-3 Urea
Vacuum filtration system Fisher Scientific XX1514700 MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask
Vacuum pump Grainger Marathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX – MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425
Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O) Sigma-Aldrich 7446-20-0 Zinc sulfate heptahydrate

References

  1. . The Intergovernmental Panel on Climate Change Available from: https://www.ipcc.ch/ (2018)
  2. Songolzadeh, M., Soleimani, M., Ravanchi, M., Songolzadeh, R. Carbon Dioxide Separation from Flue Gases: A Technological, Review Emphasizing Reduction in Greenhouse Gas Emissions. The Scientific World Journal. 2014, 1-34 (2014).
  3. Litynski, J., Klara, S., McIlvried, H., Srivastava, R. The United States Department of Energy’s Regional Carbon Sequestration Partnerships program: A collaborative approach to carbon management. Environ International. 32 (1), 128-144 (2006).
  4. Cuellar-Bermudez, S., Garcia-Perez, J., Rittmann, B., Parra-Saldivar, R. Photosynthetic Bioenergy Utilizing CO2: an Approach on Flue Gases Utilization for Third Generation Biofuels. Journal of Clean Production. 98, 53-65 (2014).
  5. Cheah, W., Show, P., Chang, J., Ling, T., Juan, J. Biosequestration of Atmospheric CO2 and Flue Gas-Containing CO2 by Microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
  6. Kao, C., et al. Utilization of Carbon Dioxide in Industrial Flue Gases for the Cultivation of Microalga Chlorella sp. Bioresource Technology. 166, 485-493 (2014).
  7. White, C., Strazisar, B., Granite, E., Hoffman, S., Pennline, H. Separation and Capture of CO2 from Large Stationary Sources and Sequestration in Geological Formations. Journal of the Air and Waste Management Association. 53 (10), 1172-1182 (2003).
  8. Benemann, J. CO2 Mitigation with Microalgae Systems. Pergamon Energy Conversion Management Journal. 38, 475-479 (1997).
  9. U.S.Department of Energy. The Capture , Utilization and Disposal of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Fired Power Plants. Energy. 2, (1993).
  10. Granite, E., O’Brien, T. Review of Novel Methods for Carbon Dioxide Separation from Flue and Fuel Gases. Fuel Processesing Technology. 86 (14-15), 1423-1434 (2005).
  11. Benemann, J. Utilization of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Burning Power Plants with Biological Systems. Energy Conversion and Management. 34 (9-11), 999-1004 (1993).
  12. Joshi, C., Nookaraju, A. New Avenues of Bioenergy Production from Plants: Green Alternatives to Petroleum. Journal of Petroleum & Environmental Biotechnology. 03 (07), 3 (2012).
  13. Chisti, Y. Constraints to commercialization of algal fuels. Journal of Biotechnology. 22, 166-186 (2013).
  14. Han, S., Jin, W., Tu, R., Wu, W. Biofuel production from microalgae as feedstock: current status and potential. Critical Reviews in Biotechnology. 35 (2), 255-268 (2015).
  15. Lam, M., Lee, K. Potential of using organic fertilizer to cultivate Chlorella vulgaris for biodiesel production. Applied Energy. 94, 303-308 (2012).
  16. de Godos, I., et al. Evaluation of carbon dioxide mass transfer in raceway reactors for microalgae culture using flue gases. Bioresource Technology. 153, 307-314 (2014).
  17. Posten, C., Schaub, G. Microalgae and terrestrial biomass as source for fuels a process view. Journal of Biotechnology. 142 (1), 64-69 (2009).
  18. Demirbas, M. Biofuels from algae for sustainable development. Applied Energy. 88 (10), 3473-3480 (2011).
  19. Shelef, G., Sukenik, A., Green, M. . Microalgae Harvesting and Processing A Literature Review. , (1984).
  20. Pawlowski, A., Mendoza, J., Guzmán, J., Berenguel, J., Acién, F., Dormido, S. Effective utilization of flue gases in raceway reactor with event-based pH control for microalgae culture. Bioresource Technology. 170, 1-9 (2014).
  21. Zhu, B., Sun, F., Yang, M., Lu, L., Yang, G., Pan, K. Large-scale biodiesel production using flue gas from coal-fired power plants with Nannochloropsis microalgal biomass in open raceway ponds. Bioresource Technology. 174, 53-59 (2014).
  22. Kaštánek, F., et al. In-field experimental verification of cultivation of microalgae Chlorella sp. using the flue gas from a cogeneration unit as a source of carbon dioxide. Waste Management & Research. 28 (11), 961-966 (2010).
  23. Yadav, G., Karemore, A., Dash, S., Sen, R. Performance evaluation of a green process for microalgal CO2 sequestration in closed photobioreactor using flue gas generated in-situ. Bioresource Technology. 191, 399-406 (2015).
  24. Zhao, B., Su, Y., Zhang, Y., Cui, G. Carbon dioxide fixation and biomass production from combustion flue gas using energy microalgae. Energy. 89, 347-357 (2015).
  25. He, L., Chen, A., Yu, Y., Kucera, L., Tang, Y. Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations. Journal of Visualized Experiments. (80), e50718 (2013).
  26. He, L., Subramanian, V., Tang, Y. Experimental analysis and model-based optimization of microalgae growth in photo-bioreactors using flue gas. Biomass and Bioenergy. 41, 131-138 (2012).
  27. Pidwirny, M. . Fundamentals of Physical Geography, 2nd ed. , (2006).
  28. Van Den Hende, S., Vervaeren, H., Boon, N. Flue gas compounds and microalgae: (Bio-) chemical interactions leading to biotechnological opportunities. Biotechnology Advances. 30 (2012), 1405-1424 (2012).
  29. Jia, F., Kacira, M., Ogden, K. Multi-wavelength based optical density sensor for autonomous monitoring of microalgae. Sensors (Switzerland). 15 (9), 22234-22248 (2015).
  30. Unkefer, C., et al. Review of the algal biology program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 187-215 (2017).
  31. Neofotis, P., et al. Characterization and classification of highly productive microalgae strains discovered for biofuel and bioproduct generation. Algal Research. 15, 164-178 (2016).
  32. Huesemann, M., Van Wagenen, J., Miller, T., Chavis, A., Hobbs, S., Crowe, B. A screening model to predict microalgae biomass growth in photobioreactors and raceway ponds. Biotechnology Bioengineering. 110 (6), 1583-1594 (2013).
  33. Huesemann, M., et al. Estimating the Maximum Achievable Productivity in Outdoor Ponds: Microalgae Biomass Growth Modeling and Climate Simulated Culturing. Microalgal Production for Biomass and High-Value Products. 28 (2016), 113-137 (2016).
  34. Ramezan, M., Skone, T., Nsakala, N., Lilijedahl, G. . Carbon Dioxide Capture from Existing Coal-Fired Power Plants. , 268 (2007).
  35. Huesemann, M., et al. A validated model to predict microalgae growth in outdoor pond cultures subjected to fluctuating light intensities and water temperatures. Algal Research. 13, 195-206 (2016).
  36. Mendoza, J., et al. Fluid-dynamic characterization of real-scale raceway reactors for microalgae production. Biomass and Bioenergy. 54, 267-275 (2013).
  37. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. . Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. , (2017).
  38. Park, J., Craggs, R., Shilton, A. Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology. 102 (1), 35-42 (2011).
  39. Mata, T., Martins, A., Caetano, N. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
  40. Qiu, R., Gao, S., Lopez, P., Ogden, K. Effects of pH on cell growth, lipid production and CO2 addition of microalgae Chlorella sorokiniana. Algal Research. 28, 192-199 (2017).
  41. Molina Grima, E., Fernández, F., Garcıa Camacho, F., Chisti, Y. Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. Journal of Biotechnology. 70 (1-3), 231-247 (1999).
  42. Padmanabhan, Y. P. Technical insight on the requirements for CO2-saturated growth of microalgae in photobioreactors. 3 Biotech. 7 (2), 1-7 (2017).
  43. Vonshak, A., Torzillo, G. Environmental Stress Physiology. Handbook of Microalgal Culture. 4 (2007), 57-82 (2007).
  44. Morales, M., Sánchez, L., Revah, S. The impact of environmental factors on carbon dioxide fixation by microalgae. Federation of European Microbiological Society Microbiology Letters. 365 (3), 1-11 (2018).
  45. Cuaresma, M., Janssen, M., Vílchez, C., Wijffels, R. Horizontal or vertical photobioreactors? How to improve microalgae photosynthetic efficiency. Bioresource Technology. 102 (8), 5129-5137 (2011).
  46. Richmond, A., Zou, N. Efficient utilisation of high photon irradiance for mass production of photoautotrophic micro-organisms. Journal of Applied Phycology. 11 (1), 123-127 (1999).
  47. Kurpan, D., Silva, A., Araújo, O., Chaloub, R. Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy. 72, 280-287 (2015).
  48. Maedal, K., Owadai, M., Kimura, N., Karubd, I. CO2 fixation from the flue gas on coal-fired thermal power plant by microalgae To screen microalgac which arc suitable for direct CO2 fixation , microalgae were sampled from. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 717-720 (1995).
  49. Sakai, N., Sakamoto, Y., Kishimoto, N., Chihara, M., Karube, I. Strain from Hot Springs Tolerant to High Temperature and high CO2. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 693-696 (1995).
  50. Lam, M., Lee, K., Mohamed, A. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture. International Journal of Greenhouse Gas Control. 10, 456-469 (2012).
  51. Raeesossadati, M., Ahmadzadeh, H., McHenry, M., Moheimani, N. CO2 Bioremediation by Microalgae in Photobioreactors: Impacts of Biomass and CO2 Concentrations, Light, and Temperature. Algal Research. 6, 78-85 (2014).
  52. Mendoza, J., et al. Oxygen transfer and evolution in microalgal culture in open raceways. Bioresource Technology. 137, 188-195 (2013).
  53. Carvalho, A., Malcata, F., Meireles, A. Microalgal Reactors A Review of Enclosed System Designs and Performances. Biotechnology Progress. 22 (6), 1490-1506 (2006).
  54. Pires, J., Alvim-Ferraz, M., Martins, F., Simões, M. Carbon dioxide capture from flue gases using microalgae: Engineering aspects and biorefinery concept. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 16 (5), 3043-3053 (2012).
  55. Lam, M., Lee, K. Microalgae biofuels: A critical review of issues, problems and the way forward. Biotechnology Advances. 30 (3), 673-690 (2012).
  56. Chisti, Y. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in Biotechnology. 26 (3), 126-131 (2008).
  57. K̈oppen, W., Volken, E., Brönnimann, S. The Thermal Zones of the Earth According to the duration of Hot, Moderate and Cold Periods and to the Impact of Heat on the Organic. Meteorologische Zeitschrift. 20 (3), 351-360 (2011).
  58. Lammers, P., et al. Review of the Cultivation Program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 166-186 (2017).

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Citer Cet Article
Acedo, M., Gonzalez Cena, J. R., Kiehlbaugh, K. M., Ogden, K. L. Coupling Carbon Capture from a Power Plant with Semi-automated Open Raceway Ponds for Microalgae Cultivation. J. Vis. Exp. (162), e61498, doi:10.3791/61498 (2020).

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