Summary

Cultivo de<em> Heligmosomoides polygyrus:</em> Um imunomodulador Nematode Parasite e seus produtos secretados

Published: April 06, 2015
doi:

Summary

Heligmosomoides polygyrus é um nematóide murino com poderosos recursos de imunomoduladores que se assemelham aos da infecção por helmintos humano altamente prevalente. Aqui, descrevemos um protocolo para a manutenção a longo prazo da H. ciclo de vida polygyrus.

Abstract

Heligmosomoides polygyrus (anteriormente conhecido como Nematospiroides dubius, e também conhecido por alguns como H. bakeri) é um helminto gastrointestinal que emprega vários mecanismos imunomoduladores para estabelecer infecção crônica em camundongos e se assemelha infecções por helmintos humanos prevalentes. H. polygyrus tem sido extensivamente estudado na área de regulação imune derivada-helmíntico e foi encontrado para suprimir potentemente modelos experimentais de autoimunidade e alergia (ambos com infecção activa e produtos secretados isolado). O protocolo descrito no presente documento descreve gestão do H. ciclo de vida polygyrus para uma produção consistente de larvas L3, recuperação de parasitas adultos e coleta de seus produtos de excreção e secreção (HES).

Introduction

Heligmosomoides polygyrus é um helminto gastrointestinal murino natural que está intimamente relacionado com altamente prevalentes nematóides parasitos humanos 1. Em contraste com outros modelos de nematóides tais como Nippostrongylus brasiliensis, H. polygyrus consistentemente estabelece a infecção crônica em camundongos como um resultado direto de múltiplos mecanismos poderosos imunomoduladores que emprega para suprimir a resposta imune do hospedeiro 2.

H. polygyrus tem um ciclo de vida direto: larvas L3 infectantes são ingeridos por transmissão FECO-oral (ou administrada por sonda oral no ambiente de laboratório), após o que eles migram para a camada subserosal do duodeno e enquistam antes de voltar para o lúmen intestinal como vermes adultos cerca de oito dias após a infecção inicial. Acasalamento e produção de ovos ocorre no dia 10 e é possível colher vermes adultos para a cultura e recolha de produtos de excreção e secreção de Day 14 em diante 3. H. polygyrus também interage com a microflora comensal, com aumento lactobacilos presentes em camundongos susceptíveis infectados 4-6, e aumento dos níveis de H. polygyrus infecção após a exposição de ratos para Lactobacilli 6.

Infecção ativa com H. polygyrus tem demonstrado proteger contra a imunopatologia em diversos modelos animais de autoimunidade 7-10, colite 11,12 alergia e 13-16. Houve, consequentemente, grande interesse no potencial de moléculas de excreção e secreção de este parasita ("HES") para down-modular patologia in vivo 17,18. De fato, os efeitos protetores são vistos após o tratamento de camundongos com produtos HES 19 através de vias que estão agora a ser identificados 18,20. Aqui nós descrevemos um protocolo para a produção confiável de Heligmosomoides polygyrus e recuperação de seus produtos secretadosque pode ainda ser utilizada para uma série de investigações bioquímicas e imunológicas funcionais.

Protocol

NOTA: Todos os procedimentos descritos neste protocolo são realizadas em conformidade com as diretrizes estabelecidas pelo Reino Unido Home Office ea Universidade de Edimburgo Serviços Veterinários. 1. infecção de camundongos por sonda Loja larvas Heligmosomoides polygyrus L3 em água destilada por até seis meses a 4 ° C. Antes da utilização, lavar larvas L3 três vezes em água destilada: centrifugar a 300 xg durante 10 min (com freio), mas remover todos os 500 ul de água (para evitar larvas L3 perturbador peletizada) e ressuspender o sedimento de cada vez. Para a terceira lavagem, adicionar água a um volume exato (normalmente 40 ml) e aspirado de 20 l com uma ponta de corte de 200 mL de alargar a sua abertura. Colocar duas amostras de 20 ul sobre a superfície de um prato de cultura de 60 mm e contar as larvas L3 (geralmente móvel, e melhor visualizado sob 50X de ampliação com um microscópio de dissecção). Ressuspender o sedimento final em água destilada a uma Concentraçãn de 2.000 larvas L3 por ml. Para a produção de ciclo de vida, infectar F1 (C57BL / 6xCBA) ratos oito semanas de idade, com 400 H. polygyrus larvas L3 em 200 mL de água destilada por sonda oral (ratos conter na posição vertical pela nuca do pescoço e passar suavemente a agulha de gavagem romba através da boca e do esófago para o estômago). Agitar bem antes de cada infecção (larvas resolver rapidamente em água) e 200 ul de aspirado numa seringa de 1 ml; utilizar uma agulha de gavagem dedicado com uma extremidade arredondada. Para a infecção experimental de ratos mais jovens (6-8 semanas de idade), ou outras estirpes puras (por exemplo, ratinhos C57BL / 6 ou BalbC), infectar ratinhos com 200 larvas L3. 2. Propagação e Manutenção de H. polygyrus Coloque carvão no centro de uma grande banheira de plástico e deixe a água fria da torneira a correr sobre ele para um mínimo de 30 min (carvão ativado unwashed é tóxica para as larvas L3). Escorra a água da banheira e coloque o carvão vegetal em two camadas de papel absorvente, deixando-o exposto ao ar ambiente até ficar completamente seca. Se forem necessários ovos, raspar fezes primeiro fora do cólon com uma pinça e tesouras (se necessário). Se for necessário um grande número de larvas L3, colocar em ratinhos uma grelha de arame e recolher partículas fecais ao longo de vários dias. Misturar as fezes com carvão granulado numa proporção de pelo menos 1: 1, para atingir uma consistência suficiente para amortecer apenas aderir a papel de filtro. Espalhar uma camada fina sobre o centro de algum papel de filtro umedecido em uma placa de Petri e colocar isso em uma caixa úmido (adicione um pouco de toalha de papel úmido e um prato de água) no escuro durante 12-14 dias. Remover larvas L3 a partir do dia 7 em diante, e recolhê-las em pelo menos duas ocasiões antes do papel ser descartado. As larvas formar um anel em torno da borda do papel de filtro; levantar o papel de filtro para fora do prato de petri e enxaguar as larvas que estão à esquerda da placa (usando uma pipeta, 5 ml de água estéril por placa) para um tubo de 50 ml. Elevadorfora do papel de filtro e colher as larvas restante deixado na placa com água destilada para um tubo de 50 ml. Centrifuga-se a solução efluente a 300 xg durante 10 min. Lavar as larvas três vezes com água destilada e, em seguida, armazenar a 4 ° C no máximo de 50 ml de água destilada, até ser necessário. NOTA: As larvas permanecem viáveis ​​e infectantes por pelo menos 6 meses. 3. Cobrança de Adulto H. polygyrus Worms Prepare o Aparelho de Baermann modificado com antecedência como mostrado na Figura 1. Cull ratinhos 14 dias após a infecção. Lavar o abdómen com etanol a 70%. Corte a pele sobre o abdômen e puxar para trás para revelar a parede abdominal anterior. Fazer incisão na linha média para entrar na cavidade peritoneal. Remover todo o intestino delgado e grande (a partir de duodeno proximal para distal recto). Colocar num prato de Petri e seco. Endireitar o intestino ao longo de todo o seu comprimento; excisar o cólon fezes contendo; colocar isso em um prato separado para ovos preparações posteriores. Extirpar o proximais 20 cm de intestino delgado que contém os vermes adultos -identified pela parede relativamente espessa do duodeno e muitas vezes uma aparência vermelho devido aos vermes intra-luminais. Colocar em um (100 mm de diâmetro) caixa de Petri com 5 ml de solução de Hanks, aquecido a 37 ° C (dois espécimes por prato). Abra a porção proximal do intestino cheio de verme longitudinalmente com a tesoura (tesoura redondas-ended são os melhores para isso), e raspar para baixo dentro do intestino alinhando com duas lâminas de vidro para remover os vermes. Em seguida, descartar a parede do intestino limpo. Dica vermes em pequenos sacos de musselina, grampo fechado e seguro, com clipes de papel ao redor da borda do funil de vidro (Figura 1). Preencha funil com solução de Hanks e adicionar cerca de 4 placas de Petri de vermes em cada funil. Local aparelho em 37 ° C incubadora durante 1-2 horas, agitando suavemente a meio para desalojardetritos a partir da preparação do intestino que podem ocluir o filtro de musselina. Tome cuidado para evitar o derramamento de detritos fora do saco de musselina – isso fará com que a contaminação da preparação final HES. Os vermes adultos deveria ter migrado lentamente através do pano de musselina e estabeleceu-se na parte inferior do tubo de ensaio de vidro. Retirar cuidadosamente o tubo de ensaio da mangueira de borracha que liga em cima da pia (tendo o cuidado de evitar a perda de vermes neste momento). Usando uma pipeta de plástico, transferir os vermes em um tubo de 50 ml e lavar seis vezes com Hanks Solution (permitir vermes de se contentar com a gravidade, ao remover a mídia com um stripette, adicione 40 ml de Hanks Solution e repita cinco vezes). NOTA: cultura verme deve ser mantido estéril a partir deste ponto em diante. Mover para uma câmara de fluxo laminar e lavar mais seis vezes em solução estéril de Hank suplementado com 100 U / ml de penicilina e 100 ug / ml de estreptomicina, pronto para a cultura in vitro. Contar overmes adultos recuperados por tomar duas amostras de 20 l retomado com um corte de ponta amarela de alargar a sua abertura; esperar que aproximadamente 50% da quantidade de larvas inoculadas. 4. Configurando culturas para HES: Preparação Médio, lavagem vermes adultos Embeber os vermes de 3,11 em cerca de 10 ml de RPMI suplementado com 10% de gentamicina durante 20 min, deixando o tubo de repouso em um ângulo para assegurar vermes são totalmente cobertas. Executar esta numa câmara de fluxo laminar: lavar novamente seis vezes com a solução de Hanks (suplementado com 5 U / ml de penicilina e 5 ug / ml de estreptomicina). Prepare H. media polygrus. A manutenção de esterilidade numa capela de fluxo laminar, para 500 ml de RPMI 1640, adicionar 11,1 mL de 45% de glucose (concentração final 1,2% em RPMI1640 contém 0,2% de glucose), 5 ml de 100x Peniclllin-Estreptomicina (concentração final de 5 U / ml de penicilina, 5 ug / ml de estreptomicina), 5 mL de L-glutamina (concentração final 2 mM), e5 ml de gentamicina (concentração final de 1%). Não adicione FCS. Vermes alíquotas em frascos T25 ventilados, aprox. 1.000 vermes em 15 ml H. polygyrus media por frasco, e coloque na posição vertical em 37 ° C incubadora (5% de CO 2) por 3 semanas. 5. Preparação de HES Recolha HES contendo meio de cultura a partir de culturas em intervalos de não mais do que duas vezes por semana, deixando de lado a primeira coleção após 24 horas de cultura (devido aos altos níveis de contaminação LPS e proteínas do hospedeiro – podem ser processados ​​separadamente ou descartados). Mantenha cada recolha selectiva e claramente marcado com a data e número do lote. Substitua-o por um volume igual de H. polygyrus media em cada ocasião. Centrífuga-HES contendo meio a 400 x g durante 5 min. Em seguida, filtrar esterilizar através 0,2 mm filtros de baixa proteína de ligação em tubos de 50 ml. Loja no freezer -20 ° C claramente identificada com data de verme colheita e data de HES collection. Após 21 dias de coleta de HES de cultura, descarte worms. Piscina 500-1000 ml de HES sobrenadante (geralmente a partir de estoque congelado, e não incluindo a recolha hr primeiro 24) e se concentram sobre um filtro 3000 MWCO no dispositivo de ultrafiltração sob pressão de azoto. NOTA: Tenha muito cuidado para não deixar a corrida filtro seco. Para configurar o dispositivo de filtro, primeiro lave 3 membrana kDa lado do brilhante para baixo num copo de 1 litro com água destilada por 3 x 20 min com agitação. Monte o dispositivo de ultrafiltração, conforme as instruções do fabricante, com membrana de filtro lado brilhante para cima. Em lugar do armário, a 4 ° C e passar 50 ml de água destilada através antes de começar a concentrar HES reunidas. Adicionar a cada tubo de HES no dispositivo de filtração, conforme necessário (100-140 mL por dia), até que o volume é concentrada até 2-5 ml. A fim de remover os contaminantes do meio de cultura contendo HES, adicionar 50 ml de pirogénio-PBS livre para o dispositivo de filtração e, em seguida, concentrar e para baixo a cerca de 2 ml. Repetir este passo duas vezes (150 ml de PBS no total). Transferir HES em um tubo de 15 ml, esterilizar filtro (com um filtro de 0,2 um) numa câmara de fluxo laminar e medir a concentração de proteína usando um espectrofotómetro (E 280 = 10) ou pelo ensaio de Bradford. Aliquota, a etiqueta com o número de lote e data, e congelamento a -80 ° C. Realizar um ensaio de LAL cromogénico de acordo com os protocolos do fabricante em cada lote de HES antes da utilização. Se os níveis de LPS são maiores do que 1 U LPS por 1 mg de proteína, considere não usar este lote para experimentos in vivo ou em culturas in vitro. Processar os HES recolhidos às 24 h separadamente da mesma maneira; ele conterá LPS e algumas proteínas do hospedeiro e, enquanto não é adequado para experiências funcionais, é uma fonte útil de moléculas individuais que podem ser isolados por purificação de afinidade de anticorpo monoclonal. </ol>

Representative Results

A susceptibilidade à infecção por H. polygyrus é controlada em grande medida pelo fundo genético da estirpe de ratinho (Tabela 1); Camundongos C57BL / 6 e CBA são altamente suscetíveis 21,22. Para a manutenção do ciclo de vida do parasita, o híbrido F1 entre estas duas estirpes foi escolhido pela sua capacidade para suportar carga parasitária muito mais elevadas, sem morbidez (dano epitelial intestinal excessiva) em comparação com as estirpes parentais. Gavagem oral de 400 larvas L3 é usado para manter o ciclo de vida em ratinhos F1 (resultando em fardos de vermes adultos, mostrados na Figura 2), enquanto que uma dose de 200 larvas L3 é geralmente utilizado para experiências em estirpes puras homozigóticas (por exemplo, ratinhos C57BL / 6 ou BalbC). No entanto, esta dose pode ter de ser reduzida de acordo com os co-factores ambientais que podem diferir entre as instalações de animais, tais como variações na flora intestinal. Os lotes de HES provaram efi reprodutívelcácia em ensaios funcionais e na composição das proteínas; Além disso, quando foram analisados ​​os sobrenadantes de cada semana sucessiva de cultura, até um total de 4 semanas, os perfis de proteínas foram encontrados para ser muito semelhante (Figura 3). Quando a concentração de HES é medida pelo ensaio de Bradford (ver 5.5), o total proteína é geralmente cerca de 1 mg / mL (Figura 4). Um método alternativo de se concentrar HES é com um concentrador centrífugo (por exemplo, 3-kDa membrana de corte Vivaspin), em que as amostras são centrifugadas a até 4.000 g numa centrifugadora de rotor basculante para fora, remoção de sais do tampão e os componentes de baixo peso molecular. Concentração centrífuga é o mais adequado para processamento de volumes pequenos (1-10 ml) e são limitados a um máximo factor de concentração de aproximadamente 30x. Ao coletar HES, prevenção da contaminação é crítica. Para evitar a contaminação com moléculas do hospedeiro, descartamos HES-containing meios de cultura a partir do primeiro de 24 horas após a colheita verme adulto a partir do intestino mouse. Nós também quantificar o nível de contaminação por LPS em cada lote de HES com um ensaio cromogénico de LAL (ver 5.7). 1 U de LPS equivale a ~ 100 pg LPS e níveis abaixo desta são consideradas insignificantes 23. Em nossas mãos, a maioria dos lotes de HES são significativamente abaixo deste limite, a concentração média de LPS em HES sendo 0,23 U / g (Figura 5). Os efeitos de LPS em modelos in vivo de patologia (por exemplo, a supressão de respostas asmáticas) requer, pelo menos, 10 ng de LPS 23. Daí a administração in vivo de 5 ug HES de um lote com 100 pg LPS / ug HES vai incluir 500 LPS pg, bem abaixo da concentração eficaz onde LPS se torna um problema. Figura 1: Aparelho de Baermann Baerconfiguração Aparelho mann para a coleta de adulto H. polygyrus (como descrito na seção 2). Figura 2: A média de Worm Burden 14 dias após a infecção com 400 L3 Larvas Média verme pesa 14 dias após a infecção com 400 larvas L3. Os pontos de dados mostrados são de 19 rodadas separadas de infecção de camundongos C57BL / 6xCBA. A média ± SEM mostrado. Figura 3: Perfis de proteínas de HES de semanas sucessivas em cultura perfil de SDS-PAGE de proteínas de HES recolhidos em semanas sucessivas de cultura. Figura 4: </strong> Quantidade final de HES a partir de 500 ml contendo meio de ES-Rendimento de proteína a partir de HES 11 lotes diferentes derivadas de cerca de 500 ml de sobrenadante da cultura. A média ± SEM mostrado. Figura 5: Níveis de contaminação por LPS de HES de contaminação por LPS em 41 lotes de HES medidos pelo ensaio de Limulus ameobocyte. Concentração de LPS Média = 86 U por mg de HES. Figura 6: Animated esquemática do H. polygyrus Ciclo de Vida Resumo das principais fases do ciclo de vida de sonda oral de larvas L3, através da recuperação de larvas e vermes adultos para isolamento de HES. <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = "always"> Figura 7: Animated esquemática do HES e suas funções efeitos imunomoduladores chave de mediadores solúveis e exosomes contidos HES. Genótipo (e fundo tensão) Fenótipo Infecção Primária Referência Linhagens puras A / J, CBA, C3H Altamente suscetíveis 22,29 C57BL / 6 e C57BL / 10 Suscetível 22,30 BALB / c, DBA / 2, 129 / J Intermediário 22,31 NIH, SJL, SWR </td> Baixa susceptibilidade 22,32 Transgênico para citocinas ou receptores de citocinas IL-1β – / – Mais susceptíveis 33 IL-1R – / – Menos suscetível (a); nenhuma mudança na susceptibilidade mas aumentou granulomas (b) (A) 33 (B) 34 IL-2Rp transgénico (C57BL / 6) Resistente 35 IL-4 – / – Fecundidade Superior 36 IL-4R – / – (ratinhos C57BL / 6 ou BALB / c) Altamente suscetíveis 22 IL-6 – / – (ratinho BALB / c ou C57BL / 6) Altamente resistente 37 IL-9 transgénico(FVB) Resistente 38 IL-21R – / – (C57BL / 6) Deficiência de Th2, diminuiu granuloma gormation 39,40 IL-25 – / – (ratinho BALB / c) Mais susceptíveis 33 IL-33R (T1 / ST2) – / – (ratinho BALB / c) Nenhuma mudança na susceptibilidade 33 TGFβRIIdn (C57BL / 6) Alta Th1, aumento da susceptibilidade 41,42 Transgênico para marcadores de células T CD28 – / – (ratinho BALB / c) Marginalmente maior fecundidade 43 CD86 (B7-2) – / – (ratinho BALB / c) Fecundidade Superior 44 OX40L – / – (ratinho BALB / c) Fecundidade Higher &# 160; 45 Transgênico para loci imune inata Tipo 1 do receptor de interferão (IFNAR) – / – (C57BL / 6) Fecundidade mais elevada, mais granulomas 34 MyD88 – / – (C57BL / 6) Mais resistentes, mais granulomas 34 C-KitW / Wv (WBB6) Mais susceptíveis 46,47 Tabela 1: As infecções primárias com H. polygyrus em geneticamente diferentes e gene-targetted linhagens de camundongos.

Discussion

O ciclo de vida de H. polygyrus procede de maneira consistente com fiabilidade. Após a ingestão singular ou gavagem oral de larvas L3 no dia 0, começam a formar cistos sob a serosa duodenal por dia 5, progredindo para moults larvais e, em seguida, como vermes adultos emergentes para o lúmen do intestino desde o dia 10, os ovos podem ser vista nas fezes, a partir de dia 14 e granulomas são visíveis na superfície serosa do duodeno a partir do dia 21. O protocolo descrito acima (e resumidos na Figura 6) permite a produção de elevado rendimento de H. polygyrus produtos de excreção e secreção (HES), além de recuperação de confiança de larvas L3 viável para futuras infecções experimentais e de ciclo de vida.

Infecção polygyrus H. demonstrou ser protectora em modelos de asma dependentes OVA ou Der p 1 (Casa alérgeno dos ácaros do pó) 14. Além disso, a supressão da inflamação das vias aéreas pode ser transferido com CD4 + CD25 + </sup> células T reguladoras 14 ou CD19 + CD23 hi células B reguladoras 24 de não-sensibilizados, H. polygyrus ratinhos infectados. Em modelos de auto-imunidade, H. polygyrus infecção tem sido mostrado para ser supressiva no modelo de encefalomielite autoimune experimental (EAE) de esclerose múltipla 9 e supressão pode ser transferido com a utilização de células CD4 + T ou células B CD19 + a partir de ratinhos infectados 24.

Heligmosomoides polygyrus produtos de excreção e secreção (HES) modulam a resposta imune do hospedeiro e suprimir a inflamação mediada por Th2 por um número de mecanismos (esboçado na Figura 7), incluindo: a) A inibição da capacidade de resposta à estimulação de células dendríticas 25, b) indução de células T CD4 + Foxp3 + células T reguladoras 18. e c) o bloqueio da produção de IL-33 20. HES tem sido mostrado para ser protectora quando administrada umat sensibilização ou desafio no modelo OVA-alum de asma 19 e também quando administrado por via intranasal com extrato de Alternaria alérgeno 20, através da supressão de início de IL-33 release. Evitar a contaminação LPS de HES é muitas vezes crucial para o sucesso de futuras experiências imunológicas. No protocolo descrito aqui, os passos críticos para atingir este são para garantir que os detritos contidos dentro dos sacos de musselina do aparelho Baermann não entra na preparação HES final (ver 2.10) e deixar de lado solução ES a partir da primeira 24 horas de cultura (ver 5.1).

Nos últimos anos, HES foi completamente caracterizado a nível da proteômica com mais de 370 proteínas distintas identificadas 26,27. Além disso, as larvas de ES fase 4 foi submetida a análise proteómica 28. Os trabalhos em curso inclui a caracterização dos principais componentes de glicanos de HES, conhecido por ser fortemente imunogênica 3, e secretada micro-RNComo que são encapsulados em 50-100 vesículas nm ou exossomos (Buck et al., Submetido para publicação). Com o estabelecimento de protocolos reprodutíveis para a recolha de ES a partir deste parasita altamente imunomodulador, e com grande quantidade de dados de proteômica que identificam os componentes moleculares do HES, o palco já está definido para a identificação e teste terapêutico de moléculas individuais de H. polygyrus que podem mediar os efeitos principais sobre o sistema imunitário do hospedeiro.

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors are funded by the Wellcome Trust through the Edinburgh Clinical Academic Track (C.J.C.J.) and Programme Grant (Y.H., and R.M.M.) and Fellowship (J.R.G) funding, the BBSRC (G.C.), the American Asthma Foundation (E.R., H.J.McS. and R.M.M.), Asthma UK (H.J.McS.) and the Rainin Foundation (D.J.S. and R.M.M.).

Materials

Material Name Company Catalogue Number Comments
Amicon concentrator Millipore 5112 Model 8050 50 ml
http://www.emdmillipore.com/INTL/en/product/Stirred-Cell-Model-8050,-50%C2%A0mL,MM
_NF-5122
Hanks’ buffered salt solution Sigma H9394 500 ml
http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/h9394?lang=en&region=GB
Penicillin streptomycin Invitrogen 15070-063 100 ml
http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/15070063
L-glutamine Invitrogen 25030-081 200 MM 100ml
https://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/25030081?ICID=search-25030081
Activated charcoal Merck 1.09624.0500 18-35 mesh
http://www.merckmillipore.com/GB/en/product/Charcoal-activated,MDA_CHEM-109624
Glucose solution Sigma G8769 100 ml 45% solution
http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/g8769?lang=en&region=GB
Falcon tubes Sarstedt 62.547.254 50 ml
http://www.scribd.com/doc/124320105/Sarstedt-Falcon
T25 Flasks Sigma CLS430639  25cm vented flask
http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/cls430639?lang=en&region=GB
Chromogenic LAL assay Lonza 50-647U QCL-1000 assay
http://www.lonza.com/products-services/pharma-biotech/endotoxin-detection/endotoxin-detection-assays/endpoint-chromogenic-lal-assay.aspx
Gentamicin Gibco 15710-049 100 ml
http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/15710072
Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Gibco 11875093 500 ml; without L-glutamine
http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/11875093

References

  1. Monroy, F. G., Enriquez, F. J. Heligmosomoides polygyrus : a model for chronic gastrointestinal helminthiasis. Parasitol. Today. 8, 49-54 (1992).
  2. Maizels, R. M., et al. Immune modulation and modulators in Heligmosomoides polygyrus infection. Exp. Parasitol. 132, 76-89 (2012).
  3. Hewitson, J. P., et al. Heligmosomoides polygyrus elicits a dominant nonprotective antibody response directed at restricted glycan and peptide epitopes. J Immunol. 187, 4764-4777 (2011).
  4. Walk, S. T., Blum, A. M., Ewing, S. A., Weinstock, J. V., Young, V. B. Alteration of the murine gut microbiota during infection with the parasitic helminth Heligmosomoides polygyrus. Inflamm Bowel Dis. 16, 1841-1849 (2010).
  5. Rausch, S., et al. Small intestinal nematode infection of mice Is associated with increased enterobacterial loads alongside the intestinal tract. PLoS ONE. 8, e74026 (2013).
  6. Reynolds, L. A., et al. Commensal-pathogen interactions in the intestinal tract: Lactobacilli promote infection with, and are promoted by, helminth parasites. Gut Microbes. 5, 10-19 (2014).
  7. Saunders, K. A., Raine, T., Cooke, A., Lawrence, C. E. Inhibition of autoimmune type 1 diabetes by gastrointestinal helminth infection. Infect Immun. 75, 397-407 (2007).
  8. Liu, Q., et al. Helminth infection can reduce insulitis and type 1 diabetes through CD25- and IL-10-independent mechanisms. Infect Immun. 77, 5347-5358 (2009).
  9. Donskow-Łysoniewska, K., Krawczak, K., Doligalska, M. Heligmosomoides polygyrus: EAE remission is correlated with different systemic cytokine profiles provoked by L4 and adult nematodes. Exp Parasitol. 132, 243-248 (2012).
  10. Mishra, P. K., Patel, N., Wu, W., Bleich, D., Gause, W. C. Prevention of type 1 diabetes through infection with an intestinal nematode parasite requires IL-10 in the absence of a Th2-type response. Mucosal Immunol. 6, 297-308 (2013).
  11. Sutton, T. L., et al. Anti-Inflammatory mechanisms of enteric Heligmosomoides polygyrus infection against trinitrobenzene sulfonic acid-induced colitis in a murine model. Infect Immun. 76, 4772-4782 (2008).
  12. Hang, L., et al. Heligmosomoides polygyrus bakeri infection activates colonic Foxp3+ T cells enhancing their capacity to prevent colitis. J Immunol. 191, 1927-1934 (2013).
  13. Bashir, M. E., Andersen, P., Fuss, I. J., Shi, H. N., Nagler-Anderson, C. An enteric helminth infection protects against an allergic response to dietary antigen. J Immunol. 169, 3284-3292 (2002).
  14. Wilson, M. S., et al. Suppression of allergic airway inflammation by helminth-induced regulatory T cells. J. Exp. Med. 202, 1199-1212 (2005).
  15. Kitagaki, K., et al. Intestinal helminths protect in a murine model of asthma. J Immunol. 177, 1628-1635 (2006).
  16. Hartmann, S., et al. Gastrointestinal nematode infection interferes with experimental allergic airway inflammation but not atopic dermatitis. Clin Exp Allergy. 39, 1585-1596 (2009).
  17. Pritchard, D. I., Lawrence, C. E., Appleby, P., Gibb, I. A., Glover, K. Immunosuppressive proteins secreted by the gastrointestinal nematode parasite Heligmosomoides polygyrus. Int. J. Parasitol. 24, 495-500 (1994).
  18. Grainger, J. R., et al. Helminth secretions induce de novo T cell Foxp3 expression and regulatory function through the TGF-β pathway. J Exp Med. 207, 2331-2341 (2010).
  19. McSorley, H. J., et al. Suppression of type 2 immunity and allergic airway inflammation by secreted products of the helminth Heligmosomoides polygyrus. Eur. J. Immunol. 42, 2667-2682 (2012).
  20. McSorley, H. J., Blair, N. F., Smith, K. A., McKenzie, A. N. J., Maizels, R. M. Blockade of IL-33 release and suppression of type 2 innate lymphoid cell responses by helminth secreted products in airway allergy. Mucosal Immunol. 7, 1068-1078 (2014).
  21. Behnke, J. M., Menge, D. M., Noyes, H. Heligmosomoides bakeri: a model for exploring the biology and genetics of restance to chronic gastrointestinal nematode infections. Parasitology. 136, 1565-1580 (2009).
  22. Filbey, K. J., et al. Innate and adaptive type 2 immune cell responses in genetically controlled resistance to intestinal helminth infection. Immunology and Cell Biology. 92, 436-448 (2014).
  23. Bortolatto, J., et al. Toll-like receptor 4 agonists adsorbed to aluminium hydroxide adjuvant attenuate ovalbumin-specific allergic airway disease: role of MyD88 adaptor molecule and interleukin-12/interferon-gamma axis. Clin Exp Allergy. 38, 1668-1679 (2008).
  24. Wilson, M. S., et al. Helminth-induced CD19+CD23hi B cells modulate experimental allergic and autoimmune inflammation. Eur J Immunol. 40, 1682-1696 (2010).
  25. Segura, M., Su, Z., Piccirillo, C., Stevenson, M. M. Impairment of dendritic cell function by excretory-secretory products: A potential mechanism for nematode-induced immunosuppression. Eur J Immunol. 37, 1887-1904 (2007).
  26. Hewitson, J. P., et al. Proteomic analysis of secretory products from the model gastrointestinal nematode Heligmosomoides polygyrus reveals dominance of Venom Allergen-Like (VAL) proteins. J Proteomics. 74, 1573-1594 (2011).
  27. Moreno, Y., et al. Proteomic analysis of excretory-secretory products of Heligmosomoides polygyrus assessed with next-generation sequencing transcriptomic information. PLoS Negl Trop Dis. 5, e1370 (2011).
  28. Hewitson, J. P., et al. Secretion of protective antigens by tissue-stage nematode larvae revealed by proteomic analysis and vaccination-induced sterile immunity. PLOS Pathogens. 9, e1003492 (2013).
  29. Prowse, S. J., Mitchell, G. F. On the choice of mice for dissection of strain variations in the development of resistance to infection with Nematospiroides dubius. Austral J Exp Biol Med. 58, 603-605 (1980).
  30. Behnke, J. M., Robinson, M. Genetic control of immunity to Nematospiroides dubius: a 9-day anthelmintic abbreviated immunizing regime which separates weak and strong responder strains of mice. Parasite Immunol. 7, 235-253 (1985).
  31. Zhong, S., Dobson, C. Heligmosomoides polygyrus: resistance in inbred, outbred, and selected mice. Exp. Parasitol. 82, 122-131 (1996).
  32. Behnke, J. M., et al. Genetic variation in resistance to repeated infections with Heligmosomoides polygyrus bakeri, in inbred mouse strains selected for the mouse genome project. Parasite Immunol. 28, 85-94 (2006).
  33. Zaiss, M. M., et al. IL-1β suppresses innate IL-25 and IL-33 production and maintains helminth chronicity. PLoS Pathog. 9, e1003531 (2013).
  34. Reynolds, L. A., et al. MyD88 signaling inhibits protective immunity to the gastrointestinal helminth parasite Heligmosomoides polygyrus. J Immunol. , (2014).
  35. Morimoto, M., Utsumiya, K. Enhanced protection against Heligmosomoides polygyrus in IL-2 receptor β-chain overexpressed transgenic mice with intestinal mastocytosis. J Vet Med Sci. 73, 849-851 (2011).
  36. Urban, J. F., Katona, I. M., Paul, W. E., Finkelman, F. D. Interleukin 4 is important in protective immunity to a gastrointestinal nematode infection in mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88, 5513-5517 (1991).
  37. Smith, K. A., Maizels, R. M. IL-6 controls susceptibility to helminth infection by impeding Th2 responsiveness and altering the Treg phenotype in vivo. Eur J Immunol. 44, 150-161 (2014).
  38. Hayes, K. S., Bancroft, A. J., Grencis, R. K. Immune-mediated regulation of chronic intestinal nematode infection. Immunol Rev. 201, 75-88 (2004).
  39. Fröhlich, A., et al. IL-21 receptor signaling is integral to the development of Th2 effector responses in vivo. Blood. 109, 2023-2031 (2007).
  40. King, I. L., Mohrs, K., Mohrs, M. A nonredundant role for IL-21 receptor signaling in plasma cell differentiation and protective type 2 immunity against gastrointestinal helminth infection. J Immunol. 185, 6138-6145 (2010).
  41. Ince, M. N., et al. Role of T cell TGF-β signaling in intestinal cytokine responses and helminthic immune modulation. Eur J Immunol. 39, 1870-1878 (2009).
  42. Reynolds, L. A., Maizels, R. M. Cutting Edge: In the absence of TGF-β signaling in T cells, fewer CD103+ regulatory T cells develop, but exuberant IFN-γ production renders mice more susceptible to helminth infection. J Immunol. 189, 1113-1117 (2012).
  43. Ekkens, M. J., et al. Memory Th2 effector cells can develop in the absence of B7-1/B7-2, CD28 interactions, and effector Th cells after priming with an intestinal nematode parasite. J Immunol. 168, 6344-6351 (2002).
  44. Greenwald, R. J., et al. B7-2 is required for the progression but not the initiation of the type 2 immune response to a gastrointestinal nematode parasite. J. Immunol. 162, 4133-4139 (1999).
  45. Ekkens, M. J., et al. The role of OX40 ligand interactions in the development of the Th2 response to the gastrointestinal nematode parasite Heligmosomoides polygyrus. J. Immunol. 170, 384-393 (2003).
  46. Hashimoto, K., et al. Immunity-mediated regulation of fecundity in the nematode Heligmosomoides polygyrus–the potential role of mast cells. Parasitology. 137, 881-887 (2010).
  47. Hepworth, M. R., et al. Mast cells orchestrate type 2 immunity to helminths through regulation of tissue-derived cytokines. Proc Natl Acad Sci U S A. 109, 6644-6649 (2012).

Play Video

Citer Cet Article
Johnston, C. J. C., Robertson, E., Harcus, Y., Grainger, J. R., Coakley, G., Smyth, D. J., McSorley, H. J., Maizels, R. Cultivation of Heligmosomoides Polygyrus: An Immunomodulatory Nematode Parasite and its Secreted Products. J. Vis. Exp. (98), e52412, doi:10.3791/52412 (2015).

View Video