Summary

Stimulation transcrânienne courant continu (CDV) chez la souris

Published: September 23, 2018
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Summary

La stimulation transcrânienne courant continu (CDV) est une technique thérapeutique proposée pour traiter les maladies psychiatriques. Un modèle animal est essentiel pour comprendre les altérations biologiques spécifiques évoquées par STD. Ce protocole décrit un modèle de souris de CDV qui utilise une électrode chroniquement implantée.

Abstract

La stimulation transcrânienne courant continu (CDV) est une technique non invasive de neuromodulation proposée comme un traitement alternatif ou complémentaire pour plusieurs maladies neuropsychiatriques. Les effets biologiques des CDV ne sont pas totalement comprises, qui s’explique en partie en raison de la difficulté à obtenir des tissus cérébraux humains. Ce protocole décrit un modèle de souris de CDV qui utilise une électrode chroniquement implantée permettant l’étude des effets biologiques durables de STD. Dans ce modèle expérimental, tDCS modifie l’expression des gènes corticale et offre une contribution importante à la compréhension de la justification de son utilisation thérapeutique.

Introduction

La Stimulation transcrânienne courant continu (CDV) est une technique non invasive, peu coûteux, thérapeutique, qui met l’accent sur la modulation neuronale par l’utilisation de courant continu de faible intensité1. Il y a actuellement deux configurations (anodiques et cathodiques) pour CDV. Tandis que la stimulation anodique exerce un champ électrique courant trop faible pour déclencher des potentiels d’action, les études électrophysiologiques ont montré que cette méthode produit des changements dans la plasticité synaptique2. Par exemple, les éléments de preuve montrent que tDCS induit des effets de potentialisation (pp) à long terme tels que l’amplitude de crête accrue des potentiels postsynaptiques excitateurs3,4 et la modulation de l’excitabilité corticale5.

À l’inverse, cathodique stimulation induit une inhibition, résultant dans hyperpolarisation de la membrane6. Une hypothèse pour ce mécanisme repose sur les constatations physiologiques où tDCS est décrite pour moduler la fréquence de potentiel d’action et la durée dans le corps neuronaux3. Notamment, cet effet n’évoque pas directement les potentiels d’action, même si elle peut passer le seuil de dépolarisation et faciliter ou entraver neuronale tir7. Ces effets contrastants ont été précédemment démontrés. Par exemple, stimulation anodique et cathodique produit des effets adverses conditionné réponses enregistrées par électromyographie activité lapins8. Cependant, les études ont également montré que des séances de stimulation anodiques prolongée peuvent diminuent l’excitabilité tandis qu’augmentant courants cathodiques peut conduire à l’excitabilité, présentant Self contrastées effets3.

Des stimuli fois anodiques et cathodiques agrègent l’utilisation de paires d’électrodes. Par exemple, stimulation anodique, « actif » ou « anode » électrode est placée au-dessus de la région du cerveau pour être modulé, tandis que l’électrode « référence » ou « cathode » est situé dans une région où l’effet du courant est censé pour être insignifiante9. Dans la stimulation cathodique, disposition de l’électrode est inversée. L’intensité de stimulation pour tDCS efficace dépend de l’intensité du courant et dimensions des électrodes, qui affectent l’électrique sur le terrain différemment10. Dans la plupart des études publiées, l’intensité du courant moyenne est entre 0,10 à 2,0 mA et 0,1 mA à 0,8 mA pour l’homme et la souris, respectivement de6,11. Bien que la taille de l’électrode de 35 cm2 est généralement utilisée chez l’homme, il n’y a aucune bonne compréhension concernant les dimensions de l’électrode pour rongeurs et une enquête plus approfondie est nécessaire6.

TDC a été proposé dans les études cliniques avec la tentative de proposer un traitement alternatif ou complémentaire pour plusieurs troubles neurologiques et neuropsychiatriques11 tels que l’épilepsie12/12,13de trouble bipolaire, AVC5 , major dépression,14,15de la maladie d’Alzheimer, sclérose en plaques,16 et17de la maladie de Parkinson. Malgré l’intérêt croissant STD et son utilisation dans des essais cliniques, cellulaire détaillée et des altérations moléculaires évoquées dans le tissu cérébral, court et effets de longue durée, ainsi que résultats comportements, sont encore pour être plus profondément étudié18, 19. comme une approche humaine directe à étudier en profondeur tDCS n’est pas viable, l’utilisation d’un modèle animal de la TDC peut offrir des renseignements précieux sur les événements cellulaires et moléculaires qui sous-tendent les mécanismes thérapeutiques de STD en raison de l’accessibilité à la tissus cérébraux de l’animal.

Éléments de preuve disponibles est limitée concernant les modèles de CDV chez la souris. La plupart des modèles signalés utilisé différentes mises en page implanter, les dimensions de l’électrode et matériaux. Par exemple, Winkler et al. (2017) implanté l’électrode tête (Ag/AgCl, 4 mm de diamètre) rempli de solution saline et fixé au crâne avec vis et ciment acrylique20. Différent de notre approche, les électrodes de la poitrine a été implanté (platine, 20 x 1, 5 mm). Ngoudjou et al. (2017) a utilisé une procédure très semblable aux nôtres, même si l’électrode thoracique était issu d’une éponge imbibée d’une solution saline (carbone remplis, 9,5 cm2)21. Une autre étude implanté les deux électrodes dans la tête de l’animal, qui a été réalisée en utilisant des plaques fixes et couvrant la tête de l’animal avec un hydrogel conducteur22. Nous décrivons ici un modèle de souris de CDV qui utilise une électrode chroniquement implantée par simple configuration TDC et les procédures chirurgicale (Figure 1).

Protocol

Logement individuel mâle adulte (8-12 semaines) souris C57BL/6 ont été utilisés dans cette expérience. Les animaux ont reçu des soins appropriés avant, pendant et après les procédures expérimentales avec la nourriture et l’eau ad libitum. Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité de l’éthique animale de l’Université fédérale de Minas Gerais (protocole numéro 59/2014). 1. Placement des électrodes Sédatifs et fixer l?…

Representative Results

Le protocole chirurgical présente stabilité à long terme de l’implant pendant au moins un mois, aucun signal inflammatoire sur le site stimulé, ni tout autre effet indésirable. Tous les animaux ont survécu aux sessions de procédure et tDCS chirurgicales (n = 8). Dans cette expérience, tDCS implants ont été placés sur le cortex M1 et M2 (+1,0 mm antéro-postérieur et latéral de 0.0 mm à bregma). Une semaine plus tard, STD (n = 3-4) et sham (n = 3) souris ont été stimulés…

Discussion

Ces dernières années, les techniques de neurostimulation ont été entrant pratique clinique comme une procédure prometteur pour traiter les troubles neuropsychiatriques23. Pour réduire la contrainte imposée par le manque de connaissance des mécanismes de la neurostimulation, nous avons présenté ici un modèle de souris tDCS transportant une électrode qui peut cibler des régions du cerveau. L’électrode étant chroniquement implantable, ce modèle animal permet l’étude des effets bi…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous remercions M. Rodrigo de Souza pour assistance au maintien de colonies de souris. L.A.V.M est un postdoc CAPES. Ce travail a été soutenu par la subvention PRONEX (FAPEMIG : APQ-00476-14).

Materials

BD Ultra-Fine 50U Syringe BD 10033430026 For intraperitonially injection.
Shaver (Philips Multigroom) Philips (Brazil) QG3340/16 For surgical site trimming.
Surgical Equipment
Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console KOPF 940 For animal surgical restriction and positioning.
Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars KOPF 922 For animal surgical restriction and positioning.
Cannula Holder KOPF 1766-AP For implant positioning.
Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand WPI PZMIII-BS For bregma localization and implant positioning.
Temperature Control System Model  KOPF TCAT-2LV For animal thermal control.
Cold Light Source  WPI WA-12633 For focal brightness
Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging VetEquip 901820 For isoflurane delivery and safety.
VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter VetEquip 931401 Delivery system safety measures. 
Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder KOPF 923-B For animal restriction and O2 and isoflurane delivery.
Oxygen regulator, E-cylinder  VetEquip 901305 For O2 regulation and delivery.
Oxygen hose – green  VetEquip 931503 For O2 and isoflurane delivery.
Infrared Sterilizer 800 ºC Marconi MA1201 For instrument sterilization.
Surgical Instruments
Fine Scissors – ToughCut Fine Science Tools 14058-11 For incision.
Surgical Hooks INJEX 1636 In House Fabricated – Used to clear the surgical site from skin and fur.
Standard Tweezers or Forceps For skin grasping.
Surgical Consumables
Vetbond 3M SC-361931 For incision closing.
Cement and Catalyzer KIT (Duralay) Reliance 2OZ For implant fixation.
Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) JnJ 75U For surgical site antisepsis. 
24 Well Plate (Tissue Culture Plate) SARSTEDT 831,836 For cement preparation.
Application Brush parkell S286 For cement mixing and application.
Pharmaceutics
Xylazin (ANASEDAN 2%) Ceva Pharmaceutical (Brazil) P10160 For anesthesia induction.
Ketamine (DOPALEN 10%) Ceva Pharmaceutical (Brazil) P30101 For anesthesia induction.
Isoflurane (100%) Cristália (Brazil) 100ML For anesthesia maintenance.
Lidocaine (XYLESTESIN 5%) Cristal Pharma For post-surgical care.
Ketoprofen (PROFENID 100 mg) Sanofi Aventis 20ML For post-surgical care.
Ringer's Lactate Solution SANOBIOL LAB ############ For post-surgical care.
TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) Alcon 631 For eye lubrification and protection. 
Stimulation
Animal Transcranial Stimulator Soterix Medical 2100 For current generation.
Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) Soterix Medical 2100 Electrode support (Implant).
Pin-type electrode (Ag/AgCl) Soterix Medical 2100 For current delivery (electrode). 
Pin-type electrode cap Soterix Medical 2100 For implant protection.
Body Electrode (Ag/AgCl Coated) Soterix Medical 2100 For current delivery (electrode). 
Saline Solution (0.9%) FarmaX ############ Conducting medium for current delivery.
Standard Tweezers or Forceps For tDCS setup.
Real Time Polymerase Chain Reaction
BioRad CFX96 Real Time System BioRad C1000 For qPCR
SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) BioRad 1725271 For qPCR
Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 BioRad HSP9601 For qPCR
Microseal "B" seal pct c/ 100 BioRad MSB1001 For qPCR

Referencias

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Citar este artículo
de Souza Nicolau, E., de Alvarenga, K. A. F., Tenza-Ferrer, H., Nogueira, M. C. A., Rezende, F. D., Nicolau, N. F., Collodetti, M., de Miranda, D. M., Magno, L. A. V., Romano-Silva, M. A. Transcranial Direct Current Stimulation (tDCS) in Mice. J. Vis. Exp. (139), e58517, doi:10.3791/58517 (2018).

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