Summary

Extracelular alambre Tetrodo grabación en el cerebro de Libremente caminar Insectos

Published: April 01, 2014
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Summary

Anteriormente desarrolló una técnica para la implantación de cables tetrodo en el complejo central de los cerebros de las cucarachas que nos permite monitorear la actividad en unidades individuales de cucarachas atados. A continuación les presentamos una versión modificada de esa técnica que nos permite también registrar la actividad cerebral en el movimiento libre de insectos.

Abstract

El creciente interés en el papel de la actividad cerebral en el control motor de insectos requiere que seamos capaces de controlar la actividad neuronal mientras que los insectos realizan comportamiento natural. Anteriormente desarrolló una técnica para la implantación de cables tetrodo en el complejo central de los cerebros de las cucarachas que nos permitió registrar la actividad de múltiples neuronas simultáneamente mientras una cucaracha tethered resultó alterada o la velocidad al caminar. Mientras que un gran avance, los preparativos atados proporcionan acceso a los comportamientos limitados ya menudo carecen de procesos de retroalimentación que se producen en animales libres de movimiento. Ahora presentamos una versión modificada de la técnica que nos permite grabar desde el complejo central de moverse libremente cucarachas, ya que caminar en una arena y hacer frente a los obstáculos girando, subiendo o túneles. Junto con el vídeo de alta velocidad y el corte de clúster, ahora podemos relacionar la actividad cerebral a diversos parámetros del movimiento de los insectos comportarse libremente.

Introduction

En este artículo se describe un sistema exitoso para la grabación de las neuronas en el complejo central (CC) de la cucaracha, discoidalis Blaberus, como el insecto camina en una arena y se ocupa de los objetos que hacen que la vuelta, túnel bajo, o pasar por encima de obstáculos. Los cables también pueden ser conectados a un estimulador para evocar la actividad en el neuropilo circundante con los consiguientes cambios de comportamiento.

Durante la última década una considerable atención se ha dirigido a las funciones que desempeñan las diversas regiones del cerebro en el control del comportamiento de los insectos. Gran parte de esta atención se ha dirigido hacia los neuropils cerebrales de la línea media que se conocen colectivamente como el complejo central (CC). El progreso ha sido hecha como resultado de la amplia variedad de técnicas dirigidas a preguntas sobre el papel de la CC en el comportamiento. Esas técnicas van desde la manipulación neurogenéticos, principalmente en Drosophila, junto con behavianálisis oral de 1-3, a las técnicas electrofisiológicas que supervisan la actividad de los nervios dentro de la CC y el intento de relacionar esta actividad con los parámetros de comportamiento pertinentes.

Técnicas electrofisiológicas incluyen registro intracelular de las neuronas individuales identificadas 4-9 y registro extracelular, a menudo con sondas multicanal 10,11. Estas dos técnicas son complementarias. Registro intracelular con electrodos afilados o parche de células enteras ofrece datos muy detallados sobre las neuronas identificadas, pero se limita a una o dos celdas a la vez, requiere un movimiento limitado o no, y puede mantenerse durante períodos de tiempo relativamente cortos. Registros extracelulares se pueden configurar fácilmente, no requieren moderación, y se puede mantener durante horas. Con tetrodos multicanal y de corte clúster, bastante grandes poblaciones de neuronas se pueden analizar simultáneamente 9,12. Mientras patc células enterash ha sido utilizado con éxito en los insectos cautivos 13, nos parece que también hay una necesidad de técnicas que nos permiten grabar la actividad neuronal en el cerebro durante largos períodos de tiempo en comportarse libremente insectos ya que frente a las barreras al movimiento de avance.

La necesidad de registrar como los movimientos de insectos y sube y baja nos empujó hacia métodos de grabación extracelular. Hemos tenido buena grabación éxito en preparaciones y fijados con los disponibles comercialmente sondas de 16 canales de silicio 11, sin embargo, el pequeño tamaño de incluso cucarachas grandes significa que las sondas tienen que ser montado fuera del cuerpo. Eso, junto con la delicadeza de las puntas de la sonda, los hacía inapropiados para una preparación gratuita a pie. En dos proyectos anteriores, se utilizaron fardos de alambres finos que forman un tetrodo de lograr propiedades de grabación similares pero en un acuerdo más sólido. Estos paquetes tetrodo nos permitieron grabar desde cucarachas atados unad relacionar la actividad de la unidad de CC a los cambios en la velocidad al caminar 14 y girando el comportamiento resultante del contacto antenal con una varilla de 10.

Tan útil como estos preparados cautivos han sido y seguirán siendo, lo hacen presentar algunas limitaciones. En primer lugar, los comportamientos que el insecto puede realizar se limitan a un plano. Es decir, podríamos evocar fácilmente los cambios en la velocidad al caminar o de inflexión, pero las acciones de escalada y túneles no fuera posible, al menos con la disposición típica correa. En segundo lugar, los preparativos están atados "lazo abierto". Es decir, que no permiten la normal de movimiento relacionados con retroalimentación al sistema. Por lo tanto, como la cucaracha encendido nuestra correa de sujeción, su mundo visual no se alteró en consecuencia. Es posible construir sistemas de sujeción de lazo cerrado para introducir este tipo de comentarios. Sin embargo, están limitados por la complejidad de la programación y el hardware del entorno visual simulado. Nevertheless, sentimos que podíamos mejorar nuestros métodos de grabación atados existentes mediante el registro del animal, ya que caminaba libremente en un escenario o pista y objetos encontrados como lo haría en su entorno natural.

Aunque los sistemas inalámbricos para el registro de la actividad cerebral 15 sería ideal, los sistemas actuales tienen limitaciones en el número de canales de grabación, el tiempo de adquisición de datos, la vida de la batería y el peso. Nosotros, por lo tanto, optamos por tratar de adaptar nuestro sistema de registro tethered para su uso en el movimiento libremente preparativos. Como mejores sistemas inalámbricos estén disponibles, esta técnica se puede adaptar fácilmente a tales dispositivos. El sistema que se describe en este artículo es de peso ligero, funciona muy bien y parece tener poco efecto perjudicial sobre el comportamiento de la cucaracha. Con una cámara de alta velocidad de bajo costo y software de corte de clúster, la actividad en las neuronas individuales del cerebro puede estar relacionado con el movimiento. Aquí se describe la prepación de los cables tetrodo y su implantación en el cerebro del insecto, así como las técnicas de grabación de la actividad eléctrica y el movimiento y cómo esos datos pueden ser reunidos para su posterior análisis.

Protocol

1. Preparación de Cables tetrodo Saque un alambre de nicrom muy delgada (12 m de diámetro, revestimiento PAC) de alrededor de 1,1 m de longitud. Adjunte una etiqueta de cinta a cada extremo. Colgar el alambre sobre una varilla roscada horizontal de tal manera que los dos extremos están a la misma altura, cerca de la mesa de trabajo. Repita el paso 1.1 para un segundo cable, haciendo dos extremos más para un total de 4, y colocarlo al lado del primer alambre (aproximadamente 1 cm entre ellas). </…

Representative Results

Se registró la actividad neuronal de 50 unidades de la CC en 27 preparativos para experimentos para caminar. Para 15 de esos preparados (23 unidades), también se llevaron a cabo experimentos de escalada. Las unidades individuales se nombran de acuerdo a los números de la preparación y de la unidad (por ejemplo, unidad de 1-2 indica la preparación 1, unidad 2). Las instantáneas de vídeo de un ensayo de escalada se muestran en la Figura 4. Todo el video está d…

Discussion

Mientras que los estudios electrofisiológicos anteriores sobre la CC o de otras regiones del cerebro del insecto nos han proporcionado conocimientos sobre la central de control de la conducta, la mayoría de ellos fueron realizados en cualquiera de los preparativos restringidos 9,11 o los atados 10,14. Como resultado, el de la experiencia sensorial y el estado fisiológico del animal podrían ser muy diferentes de los de un entorno natural. Por otra parte, las tareas de comportamiento que el anima…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Los autores agradecen a Nick Kathman para sugerencias y ayuda en la preparación para el manuscrito. Esta técnica fue desarrollada en conjunto con el trabajo apoyado por el AFOSR bajo la subvención FA9550-10-1 hasta 0054 y la National Science Foundation con la subvención No. IOS-1120305 al RER.

Materials

Nichrome wire  Sandvik Heating Technology Kanthal RO-800 Use for tetrode
Biomedical polyethylene tubing A-M Systems 800700 Use for tetrode tubing
Lynx-8 Neuralynx Use for multi-unit recording
Cheetah 32 Neuralynx Use for multi-unit recording
High speed camera Basler A602f Use fir video recording for walking experiments
High speed camera Casio EX-FC150  Use for video recording for climbing experiments
WINanalyze Winanalyze version 1.4 3D Use for video tracking 
Matlab MathWorks MATLAB R2012b Use for TTL pulse generation and off-line data analysis

Referencias

  1. Strauss, R. The central complex and the genetic dissection of locomotor behaviour. Curr. Opin. Neurobiol. 12, 633-638 (2002).
  2. Pick, S., Strauss, R. Goal-driven behavioral adaptations in gap-climbing Drosophila. Curr. Biol. 15, 1473-1478 (2005).
  3. Triphan, T., Poeck, B., Neuser, K., Strauss, R. Visual targeting of motor actions in climbing Drosophila. Curr. Biol. 20, 663-668 (2010).
  4. Heinze, S., Gotthardt, S., Homberg, U. Transformation of polarized light information in the central complex of the locust. J. Neuorosci. 29, 11783-11793 (2009).
  5. Heinze, S., Homberg, U. Maplike representation of celestial E-vector orientations in the brain of an insect. Science. 315, 995-997 (2007).
  6. Heinze, S., Homberg, U. Neuroarchitecture of the central complex of the desert locust: Intrinsic and columnar neurons. J. Comp. Neurol. 511, 454-478 (2008).
  7. Heinze, S., Homberg, U. Linking the input to the output: new sets of neurons complement the polarization vision network in the locust central complex. J. Neurosci. 29, 4911-4921 (2009).
  8. Heinze, S., Reppert, S. M. Sun compass integration of skylight cues in migratory monarch butterflies. Neuron. 69, 345-358 (2011).
  9. Brill, M. F., et al. Parallel processing via a dual olfactory pathway in the honeybee. J Neurosci. 33, 2443-2456 (2013).
  10. Guo, P., Ritzmann, R. E. Neural activity in the central complex of the cockroach brain is linked to turning behaviors. J. Exp. Biol. 216, 992-1002 (2013).
  11. Ritzmann, R. E., Ridgel, A. L., Pollack, A. J. Multi-unit recording of antennal mechanosensitive units in the central complex of the cockroach, Blaberus discoidalis. J. Comp. Physiol. A. 194, 341-360 (2008).
  12. Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neurosci. 7.5, 446-445 (2004).
  13. Huston, S. J., Jayaraman, V. Studying sensorimotor integration in insects. Curr. Opin. Neurobiol. 21, 527-534 (2011).
  14. Bender, J. A., Pollack, A. J., Ritzmann, R. E. Neural activity in the central complex of the insect brain is linked to locomotor changes. Curr. Biol. 20, 921-926 (2010).
  15. Harrison, R. R., et al. Wireless Neural/EMG telemetry systems for small freely moving animals. IEEE. 5, 103-111 (2011).
  16. Straw, A. D., Dickinson, M. H. Motmot, an open-source toolkit for realtime video acquisition and analysis. Source Code Biol. Med. 4, 5 (2009).
  17. Tyrer, N. M., Shaw, M. K., Altman, J. S., Strausfeld, N. J., Miller, T. A. . Neuroanatomical Techniques. Insect Nervous System. , (1980).
  18. Daly, K., Wright, G., Smith, B. Molecular features of odorants systematically influence slow temporal responses across clusters of coordinated antennal lobe units in the moth, Manduca sexta. J. Neurophsyiol. 92, 236-254 (2004).
  19. Branson, K., Robie, A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. High-throughput ethomics in large groups of Drosophila. Nat Methods. 6, 451-457 (2009).
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Citar este artículo
Guo, P., Pollack, A. J., Varga, A. G., Martin, J. P., Ritzmann, R. E. Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects. J. Vis. Exp. (86), e51337, doi:10.3791/51337 (2014).

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