Summary

Farelerde Cerrahi Lomber Sempatektomi

Published: July 05, 2024
doi:

Summary

Bu el yazması, postganglionik lomber sempatik nöronların bir fareden cerrahi olarak çıkarılması için bir protokol sunmaktadır. Bu prosedür, distal doku hedeflerinde sempatik innervasyonun rolünü araştırmayı amaçlayan çok sayıda çalışmayı kolaylaştıracaktır.

Abstract

Periferik sinir yaralanmaları sık görülür ve hastaların sadece %10’unda yaralanma sonrası tam fonksiyonel iyileşme sağlanır. Sempatik sinir sistemi, bedensel homeostazın korunmasında birçok kritik rol oynar, ancak nadiren periferik sinir hasarı bağlamında incelenmiştir. Periferdeki distal hedeflerde postganglionik sempatik nöronal fonksiyonların kapsamı şu anda belirsizdir. Periferik hedeflerin sempatik innervasyonunun rolünü daha iyi araştırmak için, cerrahi bir “nakavt” modeli alternatif bir yaklaşım sağlar. Bu kimyasal olarak elde edilebilse de, postganglionik sempatik nöronların kimyasal yıkımı spesifik olmayabilir ve doza bağımlı olabilir. Bir zamanlar küçük hayvanlarda “neredeyse uygulanamaz” olduğu düşünülen farelerde cerrahi lomber sempatektominin kullanılması, arka bacakları innerve eden postganglionik sempatik nöronların spesifik olarak hedeflenmesine izin verir. Bu el yazması, L2-L5 lomber sempatik gangliyonların, arka pençe ter tepkisini ve siyatik sinirdeki sempatik akson sayısını güvenilir bir şekilde azaltan bir sağkalım ameliyatı olarak bir fareden cerrahi olarak nasıl çıkarılacağını açıklamaktadır.

Introduction

Periferik sinir yaralanmaları (PNI’ler) distal doku hedeflerinde nadiren fonksiyonel olarak tam olarak iyileşen motor, duyusal ve sempatik defisitlere yol açabilir1. PNI araştırması genellikle motor ve duyusal yenilenme üzerine odaklanmıştır; Bununla birlikte, sıçan siyatik sinirinin yaklaşık dörtte biri miyelinsiz sempatik aksonlardan oluşur2. Bununla birlikte, periferik dokularda sempatik innervasyonun rolü tam olarak anlaşılamamıştır3. Sempatik sinir sistemi, bedensel homeostazın korunmasında, bağışıklık regülasyonuna, termoregülasyona, vasküler tonusa, mitokondriyal biyogeneze ve daha fazlasına katılmada önemli bir rol oynar 4,5,6,7,8,9,10,11 . Nöromüsküler kavşakta sempatik innervasyon kaybolduğunda, motonöron innervasyonunun korunmasına rağmen kalıcı kas güçsüzlüğü ve sinaptik instabilite gözlenir12. Nöromüsküler kavşaktaki sinaptik iletimin bu sempatik regülasyonunun yaşlanma ile azaldığı gösterilmiştir 13,14, bu da kas kütlesi, kuvveti ve gücünde yaşa bağlı azalma olarak tanımlanan sarkopeniye katkıda bulunur15. Periferik dokuların sempatik innervasyonunun rolünün daha iyi anlaşılması, PNI’ler ve diğer sempatik disfonksiyon formları olan hastalar için fonksiyonel sonuçları optimize edecek tedavilerin geliştirilmesi için gereklidir.

Sempatektomi, distal hedef dokularda sempatik innervasyonun rolünün araştırılmasına izin verecek güçlü bir deneysel araçtır. Spesifik olarak, L2-L5 seviyesindeki sempatik gangliyonların çıkarılması, alt ekstremitelere sempatik innervasyonun çoğunu ortadan kaldırır, bu da özellikle siyatik sinirle ilgilenen araştırmacılar için yararlıdır.

Bu protokol, hayatta kalma ameliyatı olarak bir fareden L2-L5 seviyesi postganglionik sempatik nöronların çıkarılmasını detaylandırır. Bu prosedür, kemirgen mikrocerrahi becerileri ve fare anatomisine aşinalık gerektirir ve etkili bir şekilde uygulandığında, herhangi bir görünür fenotipik farklılığa neden olmaz. Kemirgen araştırmalarında cerrahi lomber sempatektomi kullanılmıştır, sıçanlarda farelere göre daha fazla 16,17,18,19,20,21; Ancak, protokolü açıklayan ayrıntılı bir protokol şu anda mevcut değildir. Lomber sempatektomiyi kullanan önceki çalışmalar, öncelikle çeşitli sinir yaralanması modellerinde genellikle sempatektomi ile zayıflatılan ağrı yanıtında sempatik innervasyonun rolüne odaklanmıştır. Farelerdebu tekniği 22 kullanmıştır, muhtemelen anatomik işaretlerin daha küçük boyutu nedeniyle, cerrahi sempatektomi kullanımının küçük hayvanlarda “neredeyse uygulanabilir olmadığına” inanılmaktadır23,24. Mikrosempatiektomiler şeklindeki lokalize sempatikektomiler, kemirgen modellerinde, çoğunlukla ağrı davranışları bağlamında da kullanılmıştır 25,26,27. Mikrosempatektomi, total lomber sempatektominin aksine, gri ramusun belirli bir spinal sinire giden bir segmentinin bağlantısının kesildiği ve çıkarıldığı bir dorsal yaklaşım kullanır ve bu da daha geniş yayılımlı yan etkilerden kaçınacak çok hedefli bir sempatektomiye izin verir.

Fare modelleri, genetik manipülasyon gerektiren birçok çalışma için kritik öneme sahip olduğundan, bu prosedür periferik sinir yaralanmalarının genişliğinin ötesinde de çok yönlü uygulamalara sahip olacaktır. Transabdominal bir yaklaşım kullanılarak, lomber sempatik gangliyonlar, belirgin bir yan etki olmaksızın fareden güvenilir bir şekilde görüntülenebilir ve rezeke edilebilir. Postganglionik sempatik nöronların kimyasal yıkımı için 6-hidroksidopamin (6-OHDA) kullanımı gibi protokoller mevcut olmasına rağmen23,24, bu cerrahi prosedür postganglionik lomber sempatik ganglionların anatomik olarak spesifik hedeflenmesine izin verir. Cerrahi sempatektomi kullanımı, farmakolojik yöntemlerle ilgili spesifik olmayan ve doza bağlı endişeleri de ortadan kaldırır28,29.

6-OHDA uygulaması yoluyla kimyasal sempatiektomilerin kullanımı, 1967’de küçük hayvanlarda cerrahi sempatiektomiler tercih edilmediğinden, adrenerjik sinir uçlarının seçici yıkımını sağlamanın basit bir yolu olarak tanımlanmıştır23,24. 6-OHDA, Parkinson hastalığı olan hastalarda endojen olarak oluşan katekolaminerjik bir nörotoksindir ve toksisitesi, mitokondride serbest radikaller oluşturma ve elektron taşıma zincirini inhibe etme yeteneğinden kaynaklanır30,31. Norepinefrin alımı-1 taşıma mekanizmaları sayesinde, 6-OHDA, postganglionik sempatik nöronlar28 gibi noradrenerjik nöronlar içinde birikebilir. Sonunda, nöron 6-OHDA tarafından yok edilir; Bununla birlikte, periferik sinir sistemindeki terminaller, amin seviyeleri hala azaldığında bile fonksiyonel aktivitenin restorasyonu ile yenilenir. 6-OHDA’ya yanıt olarak farklı organlar için farklı dozaj eşikleri de mevcuttur ve daha yüksek dozlarda 6-OHDA’nın daha spesifik olmayan etkiler sergilediği, nörotoksik sonuçlarını katekolamin içermeyen nöronlara ve hatta nöronal olmayan hücrelere genişlettiği gösterilmiştir. Noradrenerjik nöronların yanı sıra, dopaminerjik nöronlar da 6-OHDA’danetkilenir 29, bu da kimyasal sempatektomiyi postganglionik sempatik nöronlara cerrahi sempatektomiden daha az spesifik hale getirir.

Bu nedenle, cerrahi bir lomber sempatektomi, sempatik sinir sisteminin çeşitli yaralanma ve hastalık durumlarına nasıl katkıda bulunduğunu incelemek için farede çeşitli deneysel teknikler ve genetik manipülasyonlarla birleştirilebilen, sempatik innervasyonun alt ekstremitelere hedefli ablasyonunu sağlar.

Protocol

Tüm deneyler, Emory Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) tarafından onaylandı (IACUC protokol numarası PROTO201700371 altında). Bu çalışmada 14 haftalık ve 16-21 g ağırlığında dört yetişkin dişi vahşi tip C57BL / 6J faresi kullanıldı. Burada kullanılan reaktiflerin ve ekipmanların ayrıntıları Malzeme Tablosunda listelenmiştir. 1. Ameliyat öncesi hazırlık Cerrahi aletleri otoklavlayın: 1 …

Representative Results

Bu protokol, postganglionik lomber sempatik nöronların bir fareden cerrahi olarak çıkarılmasını tanımlar. İki fareye lomber sempatiektomi yapıldı ve iki fare kontrol olarak görev yaptı. Başarılı bir cerrahi lomber sempatektomi elde etmek için, Şekil 1’de görüldüğü gibi en azından L2 ve L3 bilateral lomber sempatik gangliyonların yeterli görüntülenmesi sağlanmalıdır. L4 ve L5 gangliyonlarının çıkarılması, alt gövdenin tamamen sempatik denervasyonunu sağl…

Discussion

Lomber sempatik gangliyonlar, birçok kritik karın organının ve büyük damarların arkasında yer alan çok küçük yapılardır. Bu nedenle, bu prosedür önemli bir hassasiyet ve doğruluk gerektirir. Zorluğun çoğu, intraoperatif olarak sempatik gangliyonların tanımlanmasında yatmaktadır. Öğrencinin, bu prosedürü canlı bir farede denemeden önce bir fare kadavrasındaki gangliyonu tanımlayabilmesi önerilir. Bağırsakların saptırılmasından sonra sempatik gangliyonları tanımlarken sorun gidermen…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Bu çalışma, NIH Ulusal Nörolojik Bozukluklar ve İnme Enstitüsü tarafından K01NS124912 numaralı ödül altında ve kısmen NIH tarafından finanse edilen Emory Cinsiyet Farklılıklarında Araştırma Mükemmeliyet İhtisas Merkezi U54AG062334 ve Emory Üniversitesi Tıp Bilimcisi Eğitim Programı’ndan gelişimsel bir hibe ile desteklenmiştir. Siyatik sinirleri kesitlere ayırdığı için lisans sonrası David Kim’e ve videonun çekilmesine izin veren stereo mikroskobumuz için bir telefon yuvasını 3D yazdırdığı için araştırma uzmanı HaoMin SiMa’ya teşekkür ederiz.

Materials

5-0 absorable suture CP Medical 421A
5-0 nylon suture Med-Vet International MV-661
70% ethanol Sigma-Aldrich E7023-4L
Anesthesia Induction Chamber Kent Scientific VetFlo VetFlo-0530XS
Anesthesia Vaporizer Kent Scientific VetFlo 13-005-202
Betadine HealthyPets BET16OZ
C57BL/6J mice Jackson Laboratory #000664
Chicken anti-neurofilament-heavy Abcam ab72996
Cryostat Leica CM1850
Data Analysis Software Prism
Eye lubricant Refresh Refresh P.M.
Fine-tipped tweezers World Precision Instruments 500233
Fluorescent microscope Nikon Ti-E
Goat anti-chicken 488 Invitrogen A32931
Goat anti-rabbit 647 Invitrogen A21245
Heating pad Braintree Scientific 39DP
Image Analysis Software Fiji
Imaging Software Nikon NIS-Elements
Isoflurane Med-Vet International RXISO-250
Meloxicam Med-Vet International RXMELOXIDYL32
Needle driver Roboz Surgical Store RS-7894
Normal Goat Serum Abcam ab7481
Phox2bCre:tdTomato mutant mice Jackson Laboratory  #016223, #007914
Pilocarpine hydrochloride Sigma-Aldrich P6503
Rabbit anti-tyrosine hydroxylase Abcam ab112
Small straight scissors  Fine Science Tools 14084-09
Sterile cotton swabs 2×2 Dynarex 3252
Sterile cotton tipped applicators Dynarex 4301
Sterile drape Med-Vet International DR4042
Sterile saline solution Med-Vet International 1070988-BX
ThCre:mTmG mutant mice Mutant Mouse Resource and Research Centers strain #017262-UCD Jackson Laboratory, strain #007576
ThCre:tdTomato mutant mice European Mouse Mutant Archive strain #00254 Jackson Laboratory, strain #007914

Referenzen

  1. Scholz, T., et al. Peripheral nerve injuries: An international survey of current treatments and future perspectives. J Reconstr Microsurg. 25 (06), 339-344 (2009).
  2. Schmalbruch, H. Fiber composition of the rat sciatic nerve. Anat Rec. 215 (1), 71-81 (1986).
  3. Tian, T., Moore, A. M., Ghareeb, P. A., Boulis, N. M., Ward, P. J. A perspective on electrical stimulation and sympathetic regeneration in peripheral nerve injuries. Neurotrauma Rep. 5 (1), 172-180 (2024).
  4. Gagnon, D., Crandall, C. G. Sweating as a heat loss thermoeffector. Hand Clin Neurol. 156, 211-232 (2018).
  5. Grassi, G. Role of the sympathetic nervous system in human hypertension. J Hypertens. 16 (12), 1979-1987 (1998).
  6. Dibona, G. F. Sympathetic nervous system and the kidney in hypertension. Curr Opin Nephrol Hypertens. 11 (2), 197-200 (2002).
  7. Elenkov, I. J., Wilder, R. L., Chrousos, G. P., Vizi, E. S. The sympathetic nerve-An integrative interface between two supersystems: The brain and the immune system. Pharmacol Rev. 52 (4), 595-638 (2000).
  8. Besedovsky, H. O., Del Rey, A., Sorkin, E., Da Prada, M., Keller, H. Immunoregulation mediated by the sympathetic nervous system. Cell Immunol. 48 (2), 346-355 (1979).
  9. Straka, T., et al. Postnatal development and distribution of sympathetic innervation in mouse skeletal muscle. Int J Mol Sci. 19 (7), 1935 (2018).
  10. Geng, T., et al. Pgc-1α plays a functional role in exercise-induced mitochondrial biogenesis and angiogenesis but not fiber-type transformation in mouse skeletal muscle. Am J Physiol Cell Physiol. 298 (3), C572-C579 (2010).
  11. Lin, J., Handschin, C., Spiegelman, B. M. Metabolic control through the pgc-1 family of transcription coactivators. Cell Metab. 1 (6), 361-370 (2005).
  12. Khan, M. M., et al. Sympathetic innervation controls homeostasis of neuromuscular junctions in health and disease. Proc Natl Acad Sci. 113 (3), 746-750 (2016).
  13. Delbono, O., Rodrigues, A. C. Z., Bonilla, H. J., Messi, M. L. The emerging role of the sympathetic nervous system in skeletal muscle motor innervation and sarcopenia. Ageing Res Rev. 67, 101305 (2021).
  14. Rodrigues, A. C. Z., et al. Heart and neural crest derivative 2-induced preservation of sympathetic neurons attenuates sarcopenia with aging. J Cachexia Sarcopenia Muscle. 12 (1), 91-108 (2021).
  15. Rosenberg, I. H. Summary comments. Am J Clin Nutr. 50 (5), 1231-1233 (1989).
  16. Murata, Y., Olmarker, K., Takahashi, I., Takahashi, K., Rydevik, B. Effects of lumbar sympathectomy on pain behavioral changes caused by nucleus pulposus-induced spinal nerve damage in rats. Eur Spine J. 15, 634-640 (2006).
  17. Xie, J., Park, S. K., Chung, K., Chung, J. M. The effect of lumbar sympathectomy in the spinal nerve ligation model of neuropathic pain. J Pain. 2 (5), 270-278 (2001).
  18. Lee, D. H., Katner, J., Iyengar, S., Lodge, D. The effect of lumbar sympathectomy on increased tactile sensitivity in spinal nerve ligated rats. Neurosci Lett. 298 (2), 99-102 (2001).
  19. Ringkamp, M., et al. Lumbar sympathectomy failed to reverse mechanical allodynia-and hyperalgesia-like behavior in rats with l5 spinal nerve injury. Pain. 79 (2-3), 143-153 (1999).
  20. Zhao, C., et al. Lumbar sympathectomy attenuates cold allodynia but not mechanical allodynia and hyperalgesia in rats with spared nerve injury. J Pain. 8 (12), 931-937 (2007).
  21. Zheng, Z. -. F., et al. Recovery of sympathetic nerve function after lumbar sympathectomy is slower in the hind limbs than in the torso. Neural Regen Res. 12 (7), 1177 (2017).
  22. Holmberg, K., Shi, T. -. J. S., Albers, K. M., Davis, B. M., Hökfelt, T. Effect of peripheral nerve lesion and lumbar sympathectomy on peptide regulation in dorsal root ganglia in the ngf-overexpressing mouse. Exp Neurol. 167 (2), 290-303 (2001).
  23. Thoenen, H., Tranzer, J. Chemical sympathectomy by selective destruction of adrenergic nerve endings with 6-hydroxydopamine. Naunyn Schmiedebergs Arch. Exp. Pathol. Pharmakol. 261, 271-288 (1968).
  24. Thoenen, H., Tranzer, J. P., Häusler, G. Chemical sympathectomy with 6-hydroxydopamine. New Aspects of Storage and Release Mechanisms of Catecholamines. , 130-143 (1970).
  25. Xie, W., et al. Localized sympathectomy reduces mechanical hypersensitivity by restoring normal immune homeostasis in rat models of inflammatory pain. J Neuroscience. 36 (33), 8712-8725 (2016).
  26. Zhu, X., Xie, W., Zhang, J., Strong, J. A., Zhang, J. -. M. Sympathectomy decreases pain behaviors and nerve regeneration by downregulating monocyte chemokine ccl2 in dorsal root ganglia in the rat tibial nerve crush model. Pain. 163 (1), e106-e120 (2022).
  27. Tonello, R., et al. Local sympathectomy promotes anti-inflammatory responses and relief of paclitaxel-induced mechanical and cold allodynia in mice. Anesthesiology. 132 (6), 1540-1553 (2020).
  28. Kostrzewa, R. M., Jacobowitz, D. M. Pharmacological actions of 6-hydroxydopamine. Pharmacol Rev. 26 (3), 199-288 (1974).
  29. Michel, P., Hefti, F. Toxicity of 6-hydroxydopamine and dopamine for dopaminergic neurons in culture. J Neuroscience Res. 26 (4), 428-435 (1990).
  30. Andrew, R., et al. The determination of hydroxydopamines and other trace amines in the urine of parkinsonian patients and normal controls. Neurochemical Res. 18, 1175-1177 (1993).
  31. Glinka, Y., Gassen, M., Youdim, M. Mechanism of 6-hydroxydopamine neurotoxicity. J Neural Transm Suppl. 5, 55-66 (1997).
  32. Treuting, P. M., Dintzis, S. M., Montine, K. S. . Comparative anatomy and histology: A mouse, rat, and human atlas. , (2017).
  33. Hweidi, S. A., Lee, S., Wolf, P. Effect of sympathectomy on microvascular anastomosis in the rat. Microsurgery. 6 (2), 9-96 (1985).
  34. Navarro, X., Kennedy, W. R. Sweat gland reinnervation by sudomotor regeneration after different types of lesions and graft repairs. Exp Neurol. 104 (3), 229-234 (1989).
  35. Gaudet, A. D., Popovich, P. G., Ramer, M. S. Wallerian degeneration: Gaining perspective on inflammatory events after peripheral nerve injury. J Neuroinflammation. 8 (1), 1-13 (2011).
  36. Babetto, E., et al. Targeting nmnat1 to axons and synapses transforms its neuroprotective potency in vivo. J Neuroscience. 30 (40), 13291-13304 (2010).
  37. Brumovsky, P. R. Dorsal root ganglion neurons and tyrosine hydroxylase-an intriguing association with implications for sensation and pain. Pain. 157 (2), 314 (2016).
  38. Tian, T., Harris, A., Owyoung, J., Sima, H., Ward, P. J. Conditioning electrical stimulation fails to enhance sympathetic axon regeneration. bioRxiv. , (2023).
  39. Tian, T., Ward, P. J. The ThCre: Mtmg mouse has sparse expression in the sympathetic nervous system. bioRxiv. , (2023).
  40. Ohman-Gault, L., Huang, T., Krimm, R. The transcription factor Phox2b distinguishes between oral and non-oral sensory neurons in the geniculate ganglion. J Comparative Neurol. 525 (18), 3935-3950 (2017).
  41. Pattyn, A., Morin, X., Cremer, H., Goridis, C., Brunet, J. -. F. The homeobox gene phox2b is essential for the development of autonomic neural crest derivatives. Nature. 399 (6734), 366-370 (1999).
  42. François, M., et al. Sympathetic innervation of the interscapular brown adipose tissue in mouse. Ann N Y Acad Sci. 1454 (1), 3-13 (2019).
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

Diesen Artikel zitieren
Tian, T., Ward, P. J. Surgical Lumbar Sympathectomy in Mice. J. Vis. Exp. (209), e66821, doi:10.3791/66821 (2024).

View Video