Summary

Injeções intracerebroventriculares à mão livre em camundongos

Published: January 12, 2024
doi:

Summary

Aqui, uma abordagem simples e rápida para a realização de injeções intracerebroventriculares em camundongos usando uma abordagem à mão livre (ou seja, sem um dispositivo estereotáxico) é descrita.

Abstract

A investigação de sistemas neuroendócrinos muitas vezes requer a entrega de drogas, vírus ou outros agentes experimentais diretamente no cérebro de camundongos. Uma injeção intracerebroventricular (ICV) permite a entrega generalizada do agente experimental em todo o cérebro (particularmente nas estruturas próximas aos ventrículos). Aqui, métodos para fazer injeções de ICV à mão livre em camundongos adultos são descritos. Usando pontos de referência visuais e táteis nas cabeças de camundongos, as injeções nos ventrículos laterais podem ser feitas de forma rápida e confiável. As injeções são feitas com uma seringa de vidro mantida na mão do experimentador e colocada a distâncias aproximadas dos pontos de referência. Assim, esta técnica não requer um quadro estereotáxico. Além disso, essa técnica requer apenas uma breve anestesia com isoflurano, o que permite a avaliação subsequente do comportamento e/ou fisiologia de camundongos em camundongos acordados e com comportamento livre. A injeção de ICV à mão livre é uma ferramenta poderosa para a entrega eficiente de agentes experimentais no cérebro de camundongos vivos e pode ser combinada com outras técnicas, como amostragem frequente de sangue, manipulação de circuitos neurais ou gravação in vivo para investigar processos neuroendócrinos.

Introduction

A entrega de agentes experimentais, como drogas1, vírus2 ou células3, ao cérebro é muitas vezes necessária para a pesquisa neuroendócrina. Se o agente não atravessar prontamente a barreira hematoencefálica ou o objetivo experimental for testar especificamente os efeitos centrais do agente, é importante ter um método confiável para administrar injeções no cérebro. Além disso, a injeção no espaço intracerebroventricular (ICV) oferece a oportunidade de distribuir amplamente o agente no cérebro e fornece uma grande área alvo, aumentando assim a probabilidade de injeção bem-sucedida2.

Um método comum para fazer injeções de ICV envolve a colocação de uma cânula de permanência permanente. Nesta abordagem, uma estrutura estereotáxica é necessária para posicionar a cânula comercialmente disponível ou feita sob medida, pois a cânula é colada ou cimentada no lugar. Muitas vezes, após a recuperação, uma dose suprafisiológica de angiotensina II é administrada através da cânula e, se o comportamento de beber for imediatamente observado, a cânula é considerada corretamente colocada4. Esta abordagem tem muitas vantagens, incluindo a capacidade de realizar infusão a longo prazo e a capacidade de injetar o mesmo animal várias vezes; além disso, se a angiotensina II for empregada, o posicionamento correto pode ser confirmado antes da administração de compostos experimentais. No entanto, existem algumas limitações para a colocação de uma cânula permanente, incluindo a necessidade de equipamentos caros (estrutura estereotáxica), a possibilidade de danos à cânula após a colocação (por exemplo, ratos podem mastigar a cânula de um companheiro de gaiola) e a possibilidade de infecções ao redor da cânula permanente. Injeções únicas de VCI podem ser feitas com o uso de um quadro estereotáxico3, que, embora eficaz, requer exposição substancial à anestesia e, portanto, pode obscurecer alguns efeitos fisiológicos e comportamentais agudos do tratamento. Além disso, a colocação de camundongos em um quadro estereotáxico requer treinamento substancial para alcançar uma colocação estável e evitar o rompimento dos canais auditivos.

Aqui, um método estabelecido para fazer injeções à mão livre em camundongos é descrito. Esse método é baseado em relatos anteriores 5,6. As vantagens dessa técnica são que ela é simples, rápida e não requer equipamentos especializados, como uma armação estereotáxica. Como descrito a seguir, esse procedimento envolve a manipulação de uma seringa de vidro em relação a pontos na cabeça do camundongo para fazer as injeções, o que pode ser feito rapidamente e, portanto, requer apenas alguns minutos de anestesia gasosa no dia do experimento.

Protocol

Todos os procedimentos foram aprovados pelos Comitês Institucionais de Cuidados e Uso de Animais da Colorado State University (#3960) e da University of California San Diego, onde os dados representativos foram coletados (S13235, PI Kellie Breen Church). Os dados de cinco camundongos adultos fêmeas e dois machos adultos C57/BL6 (9-16 semanas de idade) são mostrados na seção de dados representativos. Camundongos fêmeas foram ovariectomizados 3-4 semanas antes da injeção de ICV e coleta de sangue, como descrito ant…

Representative Results

Quando realizada com sucesso, essa técnica permite a rápida liberação de um agente experimental no sistema ventricular. Um perfil de pulso do hormônio luteinizante (LH) de uma camundongo ovariectomizada que recebeu uma injeção ICV de 3 μL de solução salina isotônica estéril, o veículo para muitos compostos farmacológicos, é mostrado na Figura 2A. Este exemplo demonstra que a breve exposição à anestesia gasosa e a injeção isolada de 3 μL de líquido no sistema ventricular…

Discussion

Aqui, um meio simples e eficaz para fazer injeções de ICV em camundongos é descrito. Uma vez que esta técnica não requer uma estrutura estereotáxica, esta abordagem para a entrega central de drogas e agentes experimentais é acessível a mais pesquisadores. Além disso, essa abordagem é relativamente alta, uma vez que o procedimento de preparação e injeção pode ser realizado rapidamente.

Como esse procedimento requer a manipulação manual de agulhas e seringas de vidro utilizando d…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gostaríamos de agradecer à Dra. Kellie Breen Church, ao Sr. Michael Kreisman e à Sra. Jessica Jang por suas contribuições para a coleta dos dados mostrados nos resultados representativos. Este trabalho foi apoiado pelo National Institutes of Health (NIH) R00 HD104994 (R.B.M.).

Materials

18-gauge blunt needles SAI Infusion B18-150
18-gauge needles BD Medical 305195
Alcohol pads Fisher Scientific 22-363-750
Bench pad Fisher Scientific 14-206-62AC22
Betadine solution Fisher Scientific NC1696484
Buprenorphine Patterson Vet Supply 07-892-5235 Controlled substance
Eyelube Fisher Scientific 50-218-8442
Glass syringe Hamilton 7634-01
Injection needle Hamilton 7803-01 27 gauge, Small Hub RN needle, point style: 4, Needle length: 10cm, Angle: 45
Isoflurane   Patterson Vet Supply 07-893-8441
Isoflurane vaporizer Vet Equip V-10
Laboratory Tape VWR 89098-128
Medical grade oxygen Airgas OX USPEA
Paraformaldehyde Millipore-Sigma 8.18715.1000
Phosphate Buffered Saline Fisher Scientific J67802.K2
PulsaR Software Open source, University of Otago See ref 9
Ruler Fisher Scientific 12-00-152
Silastic tubing (0.040" I.D.) DOW 508-005
Silastic tubing (0.078" I.D.) DOW 508-009
Sterile saline VWR 101320-574
Sucrose  Fisher Scientific S5-500

Referenzen

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Diesen Artikel zitieren
McCosh, R. B., Young, L. A. Free-Hand Intracerebroventricular Injections in Mice. J. Vis. Exp. (203), e65324, doi:10.3791/65324 (2024).

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