Summary

Faible densité primaire hippocampique Neuron Culture

Published: April 18, 2017
doi:

Summary

Cet article décrit le protocole pour la culture de neurones hippocampiques primaires de basse densité en croissance sur des lamelles de verre inversées sur une monocouche de cellules gliales. Les couches de neurones et de cellules gliales sont séparés par des billes de cire de paraffine. Les neurones cultivés par ce procédé sont appropriés pour l'imagerie optique à haute résolution et des essais fonctionnels.

Abstract

La capacité à sonder la structure et de la physiologie des cellules nerveuses individuelles dans la culture est essentielle pour l'étude de la neurobiologie, et permet une certaine souplesse dans la manipulation génétique et chimique des cellules individuelles ou des réseaux définis. Une telle facilité de manipulation est plus simple dans le système de culture réduite par rapport au tissu cérébral intact. Bien que de nombreuses méthodes pour l'isolement et la croissance de ces neurones primaires existent, chacun a ses propres limites. Ce protocole décrit un procédé de culture de faible densité et de haute pureté rongeurs embryonnaires neurones hippocampiques sur des lamelles de verre, qui sont ensuite mises en suspension sur une monocouche de cellules gliales. Cette « culture sandwich » permet une croissance exclusive à long terme d'une population de neurones tout en permettant un soutien trophique de la monocouche gliales sous-jacente. Lorsque les neurones sont suffisamment âgé ou au niveau de la maturité, les lamelles de neurones peut être basculé-out du plat gliale et utilisés dans l'imagerie ou des analyses fonctionnelles. g neuronesrown par cette méthode survivent généralement pendant plusieurs semaines et développer de vastes tonnelles, les connexions synaptiques et les propriétés du réseau.

Introduction

Le cerveau est organisé en réseaux complexes de neurones. La contribution des neurones individuels à l'activité du réseau et la fonction cérébrale peut être étudiée par une altération sélective de leur composition moléculaire et perturbance de leurs propriétés physiologiques. La manipulation génétique et chimique des neurones individuels est sans doute plus facile dans les neurones en culture que dans le tissu cérébral intact, non grevé par l'hétérogénéité et la complexité cellulaire de ce dernier. Neurones dans la culture se développent axonale bien définis et arborisation dendritique et forment de vastes connexions synaptiques entre eux.

Alors que la culture des neurones des animaux adultes ou d'autres régions du système nerveux est possible, les cultures hippocampiques embryonnaires sont souvent préférées en raison de leur population cellulaire pyramidale définie et relativement faible densité gliale 1, 2. neurones hippocampiques cultivés à faible densité dans la culture sont particulièrement ammenable à l'étude de la localisation subcellulaire, le trafic des protéines, la polarité neuronale et le développement des synapses. Les neurones de culture ont également été largement utilisé dans l' étude des processus moléculaires dans la plasticité synaptique 3, 4, 5, 6. Préparations de culture Neuron de souris avec des délétions génétiques globales qui ne survivent pas postnatal ont été particulièrement utiles dans l' étude des rôles cellulaires et synaptiques de certains gènes 7.

Comme dans le cerveau, les neurones hippocampiques en culture dépendent du soutien des cellules gliales trophique. Cela complique leur culture, et a conduit au développement de plusieurs méthodes différentes par lesquelles ce soutien est fourni. Une méthode couramment utilisée consiste à plaquer directement les neurones sur une monocouche de cellules gliales 8, ou qui permettent à des cellules gliales contaminant du hipp acquisocampal tissu à proliférer et à former une monocouche sous les neurones 9. Bien que cette méthode a trouvé un certain succès, l'impureté de la culture neuronale résultante est désavantageux pour des expériences d'imagerie. Une autre méthode couramment utilisée pour la culture de neurones est de laisser-out de la couche d' alimentation de cellules gliales au total, et au lieu de fournir un support trophique sous la forme d'un milieu de croissance défini 10.

Nous décrivons ici la méthode « sandwich » ou « Banker » de la culture des neurones 2, 11. Cette méthode consiste à plaquer les neurones de l'hippocampe sur des lamelles de verre, qui sont ensuite mises en suspension sur une monocouche de cellules gliales séparées par des perles de cire de paraffine. Cela facilite la culture à long terme d'une population homogène de neurones sans contaminer glie tout en permettant le soutien de la monocouche trophique gliales sous-jacente. Lorsque les neurones sont de niveau suffisant âge ou de maturité,les lamelles de neurones peut être basculé-out du plat gliale et utilisés dans l'imagerie ou des analyses fonctionnelles.

Protocol

Toutes les expériences et les protocoles des animaux de laboratoire ont été approuvés par le comité d'éthique animale Université du Manitoba et étaient conformes aux directives du Conseil canadien de protection des animaux. 1. Préparation des instruments, Tampons et solutions Stériliser par autoclavage tout l'équipement de dissection, pipettes Pasteur en verre, embouts de pipette, appareil de filtration, et de l'eau désionisée. Préparer 20% (p /…

Representative Results

Dans cette méthode « sandwich » de la culture des cellules nerveuses primaires, les neurones hippocampiques (figure 3) se développent sur un lit de cellules gliales (figure 1) séparées par des billes de paraffine (Figure 2). Cela garantit que la croissance des neurones de manière sélective sur des lamelles de verre à la contamination des cellules gliales minimale mais reçoivent un soutien adéquat de la glie trophique de plus e…

Discussion

Bien que la méthode « sandwich » de la culture des neurones a été bien décrit par ailleurs 2, 11, il y a plusieurs étapes dans le protocole qui sont assez difficiles à décrire seul dans le texte, ce qui peut conduire à la frustration pour les chercheurs qui souhaitent adopter.

La méthode peut être divisée en trois grands flux de travail: culture gliales, préparation de la culture et de couvre-neurone et de maintenance. …

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par les IRSC RdP-142209 à TJS.

Materials

Dissection Instruments
Micro Dissecting Scissors Roboz RS-5910
Micro Dissecting Spring Scissors Roboz RS-5650
Micro Dissecting Spring Scissors Roboz RS-5605
Dumont Forceps (#5) Roboz RS-5045
Dumont Forceps (#PP) Roboz RS-4950
Name Company Catalog Number Comments
Tissue Preparation
Trypsin (2.5%) Gibco 15-090-046
Trypsin-EDTA (0.25%) Gibco 25-200-072
Swinnex Filter Holder, 25 mm EMD Millipore SX0002500 Used as cell strainer. Assemble first with filter and autoclave
Isoflorane Pharmaceutical Partners of Canada Inc. CP0406V2
Hemocytometer Hausser Scientific 1492
Grade 105 Lens Cleaning Tissue GE Healthcare 2105-841 Used as cell strainer. Assemble first in filter holder and autoclave
Glass Pasteur pipettes with cotton filter VWR 14672-412
HEPES (1 M) Gibco 15-630-080
Hank's Balanced Salt Solution without Calcium, Magnesium, Phenol Red (HBSS, 10x) Gibco 14-185-052
Glass Pasteur pipettes VWR 14672-380
Deoxyribonuclease I from bovine pancreas (Dnase) Sigma-Aldrich DN25-100mg
Butane bunsen burner Wall-Lenk Mfg. Co. Model 65
Centrifuge Eppendorf 5810R
Name Company Catalog Number Comments
Tissue Culture
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Gibco 15-140-122
Petri Dish (100 mm) Fisher FB0875712
Petri Dish (60 mm) Fisher FB0875713A
Horse Serum Gibco 16050-122 Can be used in place of BGS, but each lot must be tested due to inter-lot variation. Heat-inactivation of serum is recommended.  
Sodium Hydroxide Fisher Scientific S318-1
Sodium Pyruvate Sigma-Aldrich P2256
Minimum Essential Medium (MEM) Gibco 11-095-080
Neurobasal Medium Gibco 21-103-049
L-Glutamine (200 mM) Gibco 25-030-081
GlutaMAX Supplement Gibco 35050061 Can be used in place of L-Glutamine in the NBG medium
Culture Dish (60 mm) Corning, Inc 353002
Culture Flasks (75 cm^2) Greiner Bio-One 658170
Cytarabine (Ara-C) Sigma-Aldrich C3350000
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G8270
Bovine Growth Serum (BGS) HyClone SH3054103 Heat-inactivation is recommended before use.
B27 Supplement (50x) Gibco 17-504-044
Dimethyl Sulfoxide (DMSO) Sigma-Aldrich D8418-100ml
Cryogenic Vials VWR 89094-806
DL-2-Amino-5-phosphonopentanoic acid (APV) Sigma-Aldrich A5282
Name Company Catalog Number Comments
Coverslip Preparation
Sodium tetraborate decahydrate (borax) Sigma-Aldrich B9876-1KG
Poly-L-Lysine Hydrobromide Sigma-Aldrich P2636
Histoplast Paraffin Wax Fisher 22-900-700
Gravity Convection Oven VWR 89511-404 Used for alternative coverslip cleaning method discussed in protocol
Ultrasonic Bath (Sonicator) Fisher Scientific 15337400
Nitric Acid Anachemia 62786-460
Ceramic Staining Racks Thomas Scientific 8542E40 Used for alternative coverslip cleaning method discussed in protocol
Coverslips Glaswarenfabrik Karl Hecht GmbH 1001/18 Manufacturer is very important, as neurons do not adhere well to lower quality glass 
Boric Acid Sigma-Aldrich B0252
Name Company Catalog Number Comments
Miscellaneous
Sterile Syringe Filters VWR 28145-477 Used with BD syringe for filter-sterilization
Syringe  BD 302832 Used with VWR sterile syringe filters for fliter-sterilization
Water Bath Fisher Scientific 15-460-16Q
Inverted Microscope Olympus CKX41
15 mL Conical Sterile Centrifuge Tubes ThermoScientific 339650
50 mL Conical Sterile Centrifuge Tubes ThermoScientific 339652

Referenzen

  1. Banker, G. A., Cowan, W. M. Rat hippocampal neurons in dispersed cell culture. Brain Res. 126, 397-425 (1977).
  2. Kaech, S., Banker, G. Culturing hippocampal neurons. Nat Protoc. 1, 2406-2415 (2006).
  3. Adamantidis, A., et al. Optogenetics: 10 years after ChR2 in neurons–views from the community. Nat Neurosci. 18, 1202-1212 (2015).
  4. Ho, V. M., Lee, J. A., Martin, K. C. The cell biology of synaptic plasticity. Science. 334, 623-628 (2011).
  5. Huganir, R. L., Nicoll, R. A. AMPARs and synaptic plasticity: the last 25 years. Neuron. 80, 704-717 (2013).
  6. Luscher, C., et al. Role of AMPA receptor cycling in synaptic transmission and plasticity. Neuron. 24, 649-658 (1999).
  7. Varoqueaux, F., et al. Neuroligins determine synapse maturation and function. Neuron. 51, 741-754 (2006).
  8. Huettner, J. E., Baughman, R. W. Primary culture of identified neurons from the visual cortex of postnatal rats. J Neurosci. 6, 3044-3060 (1986).
  9. Lester, R. A., Quarum, M. L., Parker, J. D., Weber, E., Jahr, C. E. Interaction of 6-cyano-7-nitroquinoxaline-2,3-dione with the N-methyl-D-aspartate receptor-associated glycine binding site. Mol Pharmacol. 35, 565-570 (1989).
  10. Brewer, G. J., Torricelli, J. R., Evege, E. K., Price, P. J. Optimized survival of hippocampal neurons in B27-supplemented Neurobasal, a new serum-free medium combination. J Neurosci Res. 35, 567-576 (1993).
  11. Goslin, K., Asmussen, H., Banker, G., Banker, G., Goslin, K. Rat hippocampal neurons in low-density culture. Culturing nerve cells. 2, 339-370 (1998).
  12. Hanisch, U. K. Microglia as a source and target of cytokines. Glia. 40, 140-155 (2002).

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Diesen Artikel zitieren
Roppongi, R. T., Champagne-Jorgensen, K. P., Siddiqui, T. J. Low-Density Primary Hippocampal Neuron Culture. J. Vis. Exp. (122), e55000, doi:10.3791/55000 (2017).

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