الوصول إلى دماغ الخنزير عن طريق استئصال القحف عالي السرعة بالهواء المضغوط
Summary
يصف هذا البروتوكول إجراء استئصال الجمجمة باستخدام مثقاب هوائي عالي السرعة على خنزير Landrace الدنماركي البالغ من العمر 3 أشهر. يتم الوصول من خلال العظم الجبهي ويكشف عن الأم الجافية البطنية ونصفي الكرة المخية الأساسيين. يسمح هذا الإجراء بالوصول إلى جزء كبير من دماغ الخنزير.
Abstract
يعد استخدام الخنازير كنموذج حيواني تجريبي ذا أهمية خاصة في أبحاث علم الأعصاب ، حيث يشترك الخنازير والجهاز العصبي المركزي البشري (CNS) في العديد من الخصائص الوظيفية والمعمارية المهمة. وبالتالي ، من المتوقع أن يكون للخنازير دور متزايد الأهمية في الأبحاث المستقبلية حول الأمراض العصبية المختلفة. هنا ، يتم وصف طريقة لإجراء استئصال القحف الأمامي من خلال العظم الجبهي الخنازير. بعد شق خط الوسط والتعرض اللاحق للعظم الجبهي للخنزير ، يتم استخدام المعالم التشريحية لضمان الموقع الأمثل لاستئصال القحف. من خلال التخفيف الدقيق والتدريجي للعظم الجبهي باستخدام مثقاب مستدير ، يتم تحقيق فتحة مستطيلة للأم الجافية ونصفي الكرة المخية الأساسيين. تتطلب الطريقة المقدمة مواد جراحية معينة ، بما في ذلك مثقاب هوائي عالي السرعة ، ودرجة معينة من الخبرة الجراحية. تشمل المضاعفات المحتملة آفات غير مقصودة في الأم الجافية أو الجيب السهمي الظهري. ومع ذلك ، فإن الطريقة بسيطة وفعالة من حيث الوقت وتوفر درجة عالية من التكرار للباحثين. إذا تم إجراؤها بشكل صحيح ، فإن هذه التقنية تكشف جزءا كبيرا من دماغ الخنزير غير المتأثر لمختلف عمليات المراقبة العصبية أو التحليلات.
Introduction
بشكل عام ، يتم استخدام النماذج الحيوانية عندما تحظر القيود العملية و / أو الأخلاقية استخدام المرضى من البشر لفحص الأمراض أو اختبار الأساليب الجراحية. يتم إنشاء نماذج حيوانية جديدة بشكل عام لتوفير معرفة جديدة ذات قيمة انتقالية للظروف البشرية. غالبا ما تستخدم القوارض لاعتبارات عملية ومالية ، ولكن لها قيمة متعدية محدودة للبشر ، خاصة بسبب الاختلافات التشريحية الكبيرة1. الخنازير ، ومع ذلك ، تقدم العديد من المزايا مقارنة بالقوارض. لا تشترك الخنازير فقط في العديد من السمات التشريحية والفسيولوجية والأيضية والوراثية الرئيسية مع البشر ، ولكن يمكن مطابقة حجم أنظمة أعضاء الخنازير لتشبه الأعضاء البشرية 2,3. هذا يعطي الخنازير دورا فريدا بين النماذج الحيوانية الجراحية وفي التدريب الإجرائي4. على الرغم من أن استخدام نماذج الخنازير يتطلب قدرات عملية ومالية معينة مقارنة باستخدام القوارض ، إلا أن الخنازير تقدم خيارا أكثر قبولا من الناحية المالية والأخلاقية مقارنة باستخدام الرئيسيات غير البشرية.
دماغ الخنزير له أهمية خاصة في أبحاث علم الأعصاب الانتقالية. أولا ، تشبه بنية دماغ الخنزير بنية الدماغ البشري ، حيث أن كلاهما سائد في المادة البيضاء و gyrencephalic3،5،6. ثانيا ، يسمح حجم الدماغ الأكبر في الخنازير مقارنة بالقوارض باستخدام المعدات الجراحية وطرق التصوير المختلفة المكافئة لتلك المستخدمة في الإعدادات السريرية 7,8. وبالتالي ، تم استخدام نماذج الخنازير المختلفة على نطاق واسع في أبحاث علم الأعصاب على مدى العقود الأخيرة9. ومع ذلك ، تتطلب غالبية نماذج الجهاز العصبي المركزي الخنازير هذه تحليلا مباشرا لأنسجة المخ ، والتي يمكن الحصول عليها بطرق مختلفة (على سبيل المثال ، زرع القسطرة أو الأقطاب الكهربائية ، وخزعات الأنسجة ، وما إلى ذلك) 10. نظرا لأن معظم هذه الطرائق تتطلب درجة معينة من الاستخدام والوصول المباشر إلى الدماغ ، يجب النظر في طرق مختلفة للوصول الجراحي.
تتضمن هذه الطريقة إجراء استئصال القحف الأمامي من خلال العظم الجبهي على أنثى خنزير Landrace الدنماركي المخدر البالغ من العمر 3 أشهر. الغرض العام من هذه المخطوطة هو وصف طريقة لتعريض نسبة كبيرة من دماغ الخنزير البطني من خلال استئصال القحف باستخدام مثقاب هوائي عالي السرعة. الخطوة الأولى هي وضع الموضوع في وضع مناسب برأس مرتفع. نظرا لأن جمجمة الخنازير تختلف تماما عن جمجمة البشر ، فإن الخطوة الثانية تتضمن التخطيط لوضع استئصال الجمجمة باستخدام معالم تشريحية مختلفة. الخطوة الثالثة هي الوصول إلى الأم الجافية الأساسية التي تغطي نصفي الكرة الأرضية دون إتلافها.
Protocol
Representative Results
Discussion
يتضمن الإجراء الموضح عدة خطوات حاسمة. أولا ، يعد التخطيط الدقيق لموقع استئصال القحف أمرا بالغ الأهمية بسبب تكوين جمجمة الخنازير. نظرا لأن سمك العظم الجبهي للخنزير يزداد عند الحواف الجانبية ، فإن وضع الفتحة بشكل جانبيللغاية 11 يمكن أن يجعل من الصعب الوصول إلى الأم الجافية أثنا?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
يود المؤلفون أن يعربوا عن امتناننا للدعم والخبرة التقنية التي شاركها الموظفون في مختبر الطب الحيوي ، مستشفى جامعة ألبورغ ، الدنمارك.
Materials
| 10 mL plastic syrringes | Becton, Dickinson and Company | 303219 | |
| 107 Microdialysis pump | M Dialysis | P000127 | 107 Microdialysis Pump |
| 2 mL plastic syrringes | Becton, Dickinson and Company | 300928 | |
| 25 mm, 18 G needles | Becton, Dickinson and Company | 304100 | |
| Bair Hugger heater | 3M | B5005241003 | |
| Bair Hugger heating blanket | 3M | B5005241003 | |
| Batery for microdialysis pump | M Dialysis | 8001788 | Battery 6V, 106 & MD Pump |
| Dissector | Karl Storz | 223535 | Flattended 3 mm dissector |
| Endotracheal tube size 6.5 | DVMed | DVM-107860 | Cuffed endotracheal tube |
| Euthasol Vet | Dechra Veterinary Products A/S | 380019 | phentobarbital for euthanazia, 400 mg/mL |
| Farabeuf Rougine | Mahr Surgical | Flat headed rougine (12 mm) | |
| Foley Catheter 12 F | Becton, Dickinson and Company | D175812E | Catherter with in-built thermosensor |
| Intravenous sheath | Coris Avanti | Avanti Cordis Femoral Sheath 6 F | |
| Microdialysis brain catheters | M Dialysis | P000050 | membrane length 10 mm -shaft 100 mm 4/pkg |
| Microdialysis syringe | M Dialysis | 8010191 | 106 Pump Syringe 20/pkg |
| Microvials for microdialysis sampling | M Dialysis | P000001 | Microvials 250/pkg |
| Operating table | |||
| Pneumatic high-speed drill | Medtronic | Medtronic Midas Rex 7 drill | |
| Primus respirator | Dräger | Respirator with in-built vaporiser for supplementary Sevofluran anesthesia | |
| Rounded diamond drill | Medtronic | 7BA40D-MN | |
| Self-retaining retractor | World Precission Instruments | 501722 | Weitlander retractor, self-retaining, 14 cm blunt |
| Sterile Saline | Fresnius Kabi | 805541 | 1000 mL |
| Sterile surgical swaps | |||
| Surgical scalpel no 24 | Swann Morton | 5.03396E+12 | Swann Morton Sterile Disposable Scalpel No. 24 |
| Zoletil Vet | Virbac | Medical mixture for induction of anesthesia |
References
- Mariager, T., Bjarkam, C., Nielsen, H., Bodilsen, J. Experimental animal models for brain abscess: a systematic review. Br J Neurosurg. , (2022).
- Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin Appl. 8, 715-731 (2014).
- Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: A model for human infectious diseases. Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Vet Pathol. 49 (2), 344-356 (2012).
- Lind, N. M., et al. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).
- Hoffe, B., Holahan, M. R. The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases. Front Physiol. 10, 838 (2019).
- Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. J Vis Exp. 52, e2652 (2011).
- Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., Sørensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. The telencephalon of the Göttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy. Brain Struct Funct. 222 (5), 2093-2114 (2017).
- Hou, N., Du, X., Wu, S. Advances in pig models of human diseases. Animal Model Exp Med. 5 (2), 141-152 (2022).
- Munk, M., Poulsen, F. R., Larsen, L., Nordström, C. H., Nielsen, T. H. Cerebral metabolic changes related to oxidative metabolism in a model of bacterial meningitis induced by lipopolysaccharide. Neurocrit Care. 29 (3), 496-503 (2018).
- Kyllar, M., et al. Radiography, computed tomography and magnetic resonance imaging of craniofacial structures in pig. J Vet Med C: Anat Histol Embryol. 43 (6), 435-452 (2014).
- Mariager, T., et al. Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: A novel porcine model. J Antimicrobial Chemother. , (2024).
.