Summary

Sinpses de fita de imunolabeling e contagem em jovens adultos e cócleas de Gerbil Envelhecido

Published: April 21, 2022
doi:

Summary

Um protocolo para processar a cópula gerbil jovem e envelhecida imunolabelando as estruturas sinápticas e células ciliadas anciavelmente, saciando a autofluorescência no tecido envelhecido, dissecando e estimando o comprimento da cóclea, e quantificando as sinapses em pilhas de imagens obtidas com imagens confocalas.

Abstract

A perda de sinapses de fita que conectam células ciliares internas e fibras nervosas auditivas diferentes é considerada uma das causas da perda auditiva relacionada à idade. O método mais comum para detectar a perda de sinapses de fita é o imunolabeling porque permite a amostragem quantitativa de vários locais tonotópicos em uma cóclea individual. No entanto, as estruturas de interesse estão enterradas no interior da cóclea óssea. Gerbils são usados como modelo animal para perda auditiva relacionada à idade. Aqui, protocolos de rotina para fixação, montagens inteiras de gerbil coclear de imunolabeling, imagens confocal e números e volumes de sinapse de fita quantificando são descritos. Além disso, destacam-se os desafios particulares associados à obtenção de bons materiais de indivíduos valiosos do envelhecimento.

Gerbils são eutanizados e ou perfundidos cardiovascularmente, ou suas bípricas timpânicas são cuidadosamente dissecadas para fora do crânio. A cóclea é aberta no ápice e base e diretamente transferida para o fixador. Independentemente do método inicial, a cóclea é postfixada e posteriormente descalcificada. O tecido é então rotulado com anticorpos primários contra estruturas pré e postiáticas e células ciliadas. Em seguida, a cóclea é incubada com anticorpos com marca de fluorescência secundária que são específicos contra seus respectivos primários. A cóclea de gerbils envelhecidos é então tratada com uma quencher de autofluorescência para reduzir a fluorescência de fundo tipicamente substancial dos tecidos dos animais mais velhos.

Finalmente, a cóclea é dissecada em segmentos 6-11. Todo o comprimento coclear é reconstruído de tal forma que locais cocleares específicos podem ser determinados de forma confiável entre os indivíduos. Pilhas de imagens confocal, adquiridas sequencialmente, ajudam a visualizar células ciliadas e sinapses nos locais escolhidos. As pilhas confocal são desconvolvadas, e as sinapses são contadas manualmente usando ImageJ, ou a quantificação mais extensa de estruturas sinápticas é realizada com procedimentos de análise de imagem escritos sob medida no Matlab.

Introduction

A perda auditiva relacionada à idade é uma das doenças mais prevalentes do mundo que afeta mais de um terço da população mundial com 65 anos oumais de 1 ano. As causas subjacentes ainda estão em debate e estão sendo investigadas ativamente, mas podem incluir a perda das sinapses especializadas que conectam células ciliadas internas (IHCs) com diferentes fibras nervosas auditivas2. Estas sinapses de fita compreendem uma estrutura pré-sináptica que tem vesículas preenchidas com o glutamato neurotransmissor amarrado a ele, bem como receptores de glutamato α-amino-3-hidroxi-5-metil-4-isoxazolepropionic ácido (AMPA)receptores de glutamato 3,4,5. No gerbil, ~20 fibras nervosas auditivas diferentes entram em contato com um IHC 6,7,8. As fibras no IHC voltadas para o modiólus se opõem a grandes fitas sinápticas, enquanto as fibras que se conectam no lado do pilar do IHC enfrentam pequenas fitas sinápticas (ou seja, em gatos9, gerbils7, cobaias10 e ratos 3,11,12,13,14). Além disso, no gerbil, o tamanho das fitas pré-sinápticas e as manchas de glutamato postsintáptico estão correlacionados positivamente 7,14. As fibras que se opõem a grandes fitas no lado modiolar do IHC são pequenas de calibre e têm baixas taxas espontâneas e limiares elevados15. Há evidências de que as fibras de baixa taxa espontânea são mais vulneráveis à exposição ao ruído10 e drogas ototóxias16 do que fibras de baixo limiar espontâneos, que estão localizadas no lado pilar dos IHCs15.

A perda de sinapses de fita é o mais antigo evento degenerativo na perda auditiva relacionada à idade neural coclear, enquanto a perda de células de gânglio espiral e suas diferentes fibras nervosas auditivas fica atrásde 17,18. Correlações eletrofisiológicas incluem gravações de respostas auditivas do troncocerebral 17 e potenciais de ação composta8; entretanto, não refletem as sutilezas da perda de sinapse, uma vez que as fibras de baixa taxa espontânea não contribuem para essas medidas16. Métricas eletrofisiológicas mais promissoras são o índice neural derivado de massa19 e a resposta ao tempo peristimulus20. No entanto, estes só são confiáveis se o animal não tiver outras patologias cocleares, além da perda auditiva de fibras nervosas, que afetam a atividade das fibras nervosas auditivas restantes8. Além disso, os limiares avaliados comportamentalmente no gerbil não foram correlacionados com os números da sinapse21. Portanto, a quantificação confiável das sinapses de fita sobreviventes e, assim, o número de fibras nervosas auditivas funcionais só é possível mediante o exame direto do tecido coclear.

O gerbil mongol (Meriones unguiculatus) é um modelo animal adequado para estudar a perda auditiva relacionada à idade. Tem uma vida útil curta, tem audição de baixa frequência semelhante aos humanos, é fácil de manter, e mostra semelhanças com patologias humanas relacionadas à perda auditiva relacionada à idade 2,22,23,24. Os gerbils são considerados idosos quando chegam aos 36 meses de idade, o que está perto do fim de sua média de vida22. É importante ressaltar que uma perda relacionada à idade das sinapses de fita tem sido demonstrada em gerbils criados e envelhecidos em ambientes tranquilos 8,21.

Aqui, é apresentado um protocolo para imunolabel, dissecar e analisar cócleas de gerbils de diferentes idades, de adultos jovens a idosos. Anticorpos direcionados contra componentes da presinapse (CtBP2), patches de receptor de glutamato postânaptic (GluA2) e IHCs (myoVIIa). Aplica-se um quencher de autofluorescência que reduz o fundo em cóclea envelhecida e deixa o sinal de fluorescência intacto. Além disso, é dada uma descrição de como dissecar a cóclea para examinar tanto o epitélio sensorial quanto a estria vascularis. O comprimento coclear é medido para permitir a seleção de locais cocleares distintos que correspondem às melhores frequências específicas25. A quantificação dos números da sinapse é realizada com o software disponível livremente ImageJ26. A quantificação adicional de volumes e locais de sinapse dentro do HC individual é realizada com software personalizado escrito no Matlab. Este software não é disponibilizado publicamente, pois os autores não têm recursos para fornecer documentação profissional e suporte.

Protocol

Todos os protocolos e procedimentos foram aprovados pelas autoridades competentes da Baixa Saxônia, Alemanha, com números de licenças AZ 33.19-42502-04-15/1828 e 33.19-42502-04-15/1990. Este protocolo é para gerbils mongóis (M. unguiculatus) de ambos os sexos. O adulto jovem refere-se à idade de 3-12 meses, enquanto os gerbils são considerados com idade aos 36 meses ou mais. Quando não indicado o contrário, buffers e soluções podem ser preparados e armazenados na geladeira por até vários meses (4-8 …

Representative Results

A cóclea foi colhida após perfusão cardiovascular com fixação de todo o animal ou rapidamente dissecada após eutanásia do animal e imersão fixada. Com este último método, os IHCs permaneceram no lugar durante a dissecção, enquanto, em casos de perfusão mal sucedida e, portanto, tecido insuficientemente fixo, o epitélio sensorial foi muitas vezes destruído. Note-se que os autores encontraram casos em que a fixação da cóclea após a perfusão transcárlica foi insuficiente enquanto a fixação do cérebro…

Discussion

Com o método descrito neste protocolo, é possível imunolabel IHCs e estruturas sinápticas em cócleas de gerbils jovens adultos e idosos, identificar supostas sinapses funcionais por co-localização de elementos pré e post-sinápticos, alocá-los para IHCs individuais e quantificar seu número, volume e localização. Os anticorpos utilizados nesta abordagem também rotularam células ciliadas externas (OHCs; myoVIIa) e suas fitas pré-sinápticas. Além disso, uma alternativa viável para a imunolabelagem de ambo…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Os autores reconhecem Lichun Zhang por ajudar a estabelecer o método e a Unidade de Serviço de Microscopia de Fluorescência, Carl von Ossietzky University of Oldenburg, para o uso das instalações de imagem. Esta pesquisa foi financiada pela Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, German Research Foundation) sob a Estratégia de Excelência da Alemanha – EXC 2177/1.

Materials

Albumin Fraction V biotin-free Carl Roth 0163.2
anti-CtBP2 (IgG1 monoclonal mouse) BD Biosciences, Eysins 612044
anti-GluA2 (IgG2a monoclonal mouse) Millipore MAB39
anti-mouse (IgG1)-AF 488 Molecular Probes Inc. A21121
anti-MyosinVIIa (IgG polyclonal rabbit) Proteus Biosciences 25e6790
Blade Holder & Breaker – Flat Jaws Fine Science Tools 10052-11
Bonn Artery Scissors – Ball Tip Fine Science Tools 14086-09
Coverslip thickness 1.5H, 24 x 60 mm Carl Roth LH26.1
Disposable Surgical Blade Henry Schein 0473
donkey anti-rabbit (IgG)-AF647 Life Technologies-Molecular Probes A-31573
Dumont #5 – Fine Forceps Fine Science Tools 11254-20
Dumont #5SF Forceps Fine Science Tools 11252-00
Ethanol, absolute 99.8% Fisher Scientific 12468750
Ethylenediaminetetraacetic acid Carl Roth 8040.2
Excel Microsoft Corporation
Feather Double Edge Blade PLANO 112-9
G19 Cannula Henry Schein 9003633
goat anti-mouse (IgG2a)-AF568 Invitrogen A-21134
Heparin Ratiopharm N68542.04
Huygens Essentials Scientific Volume Imaging
ImageJ Fiji
Immersol, Immersion oil 518F Carl Zeiss 10539438
Intrafix Primeline Classic, 150 cm (mit Datamatrix Code auf der Sterilverpackung) Braun 4062957E
ISM596D Ismatec peristaltic pump
KL 1600 LED Schott 150.600 light source for stereomicroscope
Leica Application suite X Leica Microsystem CMS GmbH
Leica TCS SP8 system Leica Microsystem CMS GmbH
Matlab The Mathworks Inc.
Mayo Scissors Tungston Carbide ToghCut Fine Science Tools 14512-17
Mini-100 Orbital-Genie Scientific Industries SI-M100 for use in cold environment
Narcoren (pentobarbital) Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH
Nikon Eclipse Ni-Ei Nikon
NIS Elements Nikon Europe B.V.
Paraformaldehyde Carl Roth 0335.3
Petri dish without vents Avantor VWR 390-1375
Phosphate-buffered saline:
Disodium phosphate AppliChem A1046
Monopotassium phosphate Carl Roth 3904.1
Potassium chloride Carl Roth 6781.1
Sodium chloride Sigma Aldrich 31434-M
Screw Cap Containers Sarstedt 75.562.300
Sodium azide Carl Roth K305.1
Student Adson Forceps Fine Science Tools 91106-12
Student Halsted-Mosquito Hemostat Fine Science Tools 91308-12
Superfrost Adhesion Microscope Slides Epredia J1800AMNZ
Triton  X Carl Roth 3051.2
TrueBlack Lipofuscin Autofluorescence Quencher Biotium 23007
Vannas Spring Scissors, 3mm Fine Science Tools 15000-00
Vectashield Antifade Mounting Medium Vector Laboratories H-1000
Vibrax VXR basic IKA 0002819000
VX 7 Dish attachment for Vibrax VXR basic IKA 953300
Wild TYP 355110 (Stereomicroscope) Wild Heerbrugg not available anymore

References

  1. Liberman, M. C. Noise-induced and age-related hearing loss: new perspectives and potential therapies [version 1; peer review. F1000Research. 6 (927), (2017).
  2. Heeringa, A. N., Koeppl, C. The aging cochlea: Towards unraveling the functional contributions of strial dysfunction and synaptopathy. Hearing. 376, 111-124 (2019).
  3. Liberman, L. D., Wang, H., Liberman, M. C. Opposing gradients of ribbon size and AMPA receptor expression underlie sensitivity differences among cochlear-nerve/hair-cell synapses. The Journal of Neuroscience. 31 (3), 801-808 (2011).
  4. Khimich, D., et al. Hair cell synaptic ribbons are essential for synchronous auditory signalling. Nature. 434 (7035), 889-894 (2005).
  5. Pangršič, T., et al. Hearing requires otoferlin-dependent efficient replenishment of synaptic vesicles in hair cells. Nature Neuroscience. 13 (7), 869-876 (2010).
  6. Meyer, A. C., et al. Tuning of synapse number, structure and function in the cochlea. Nature Neuroscience. 12 (4), 444-453 (2009).
  7. Zhang, L., Engler, S., Koepcke, L., Steenken, F., Koeppl, C. Concurrent gradients of ribbon volume and AMPA-receptor patch volume in cochlear afferent synapses on gerbil inner hair cells. Hearing Research. 364, 81-89 (2018).
  8. Steenken, F., et al. Age-related decline in cochlear ribbon synapses and its relation to different metrics of auditory-nerve activity. Neurobiology of Aging. 108, 133-145 (2021).
  9. Merchan-Perez, A., Liberman, M. C. Ultrastructural differences among afferent synapses on cochlear hair cells: Correlations with spontaneous discharge rate. Journal of Comparative Neurology. 371 (2), 208-221 (1996).
  10. Furman, A. C., Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Noise-induced cochlear neuropathy is selective for fibers with low spontaneous rates. Journal of Neurophysiology. 110 (3), 577-586 (2013).
  11. Gilels, F., Paquette, S. T., Zhang, J., Rahman, I., White, P. M. Mutation of Foxo3 causes adult onset auditory neuropathy and alters cochlear synapse architecture in mice. The Journal of Neuroscience. 33 (47), 18409-18424 (2013).
  12. Yin, Y., Liberman, L. D., Maison, S. F., Liberman, M. C. Olivocochlear innervation maintains the normal modiolar-pillar and habenular-cuticular gradients in cochlear synaptic morphology. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 15 (4), 571-583 (2014).
  13. Paquette, S. T., Gilels, F., White, P. M. Noise exposure modulates cochlear inner hair cell ribbon volumes, correlating with changes in auditory measures in the FVB/nJ mouse. Scientific Reports. 6 (1), 25056 (2016).
  14. Reijntjes, D. O. J., Köppl, C., Pyott, S. J. Volume gradients in inner hair cell-auditory nerve fiber pre- and postsynaptic proteins differ across mouse strains. Hearing Research. 390, 107933 (2020).
  15. Liberman, M. C. Single-neuron labeling in the cat auditory nerve. Science. 216 (4551), 1239-1241 (1982).
  16. Bourien, J., et al. Contribution of auditory nerve fibers to compound action potential of the auditory nerve. Journal of Neurophysiology. 112 (5), 1025-1039 (2014).
  17. Sergeyenko, Y., Lall, K., Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Age-related cochlear synaptopathy: An early-onset contributor to auditory functional decline. The Journal of Neuroscience. 33 (34), 13686-13694 (2013).
  18. Viana, L. M., et al. Cochlear neuropathy in human presbycusis: Confocal analysis of hidden hearing loss in post-mortem tissue. Hearing Research. 327, 78-88 (2015).
  19. Batrel, C., et al. Mass potentials recorded at the round window enable the detection of low spontaneous rate fibers in gerbil auditory nerve. PLoS ONE. 12 (1), 0169890 (2017).
  20. Jeffers, P. W. C., Bourien, J., Diuba, A., Puel, J. -. L., Kujawa, S. G. Noise-induced hearing loss in gerbil: Round window assays of synapse loss. Frontiers in Cellular Neuroscience. 15, 699978 (2021).
  21. Gleich, O., Semmler, P., Strutz, J. Behavioral auditory thresholds and loss of ribbon synapses at inner hair cells in aged gerbils. Experimental Gerontology. 84, 61-70 (2016).
  22. Cheal, M. The gerbil: A unique model for research on aging. Experimental Aging Research. 12 (1), 3-21 (1986).
  23. Gates, G. A., Mills, J. H. Presbycusis. The Lancet. 366 (9491), 1111-1120 (2005).
  24. Ryan, A. F. Hearing sensitivity of the gerbil, Meriones unguiculatis. The Journal of the Acoustical Society of America. 59 (5), 1222-1226 (1976).
  25. Müller, M. The cochlear place-frequency map of the adult and developing gerbil. Hearing Research. 94 (1-2), 148-156 (1996).
  26. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  27. Reijntjes, D. O. J., Breitzler, J. L., Persic, D., Pyott, S. J. Preparation of the intact rodent organ of Corti for RNAscope and immunolabeling, confocal microscopy, and quantitative analysis. STAR Protocols. 2 (2), 100544 (2021).
  28. Hickman, T. T., Hashimoto, K., Liberman, L. D., Liberman, M. C. Synaptic migration and reorganization after noise exposure suggests regeneration in a mature mammalian cochlea. Scientific Reports. 10 (1), 19945 (2020).
  29. Gray, D. A., Woulfe, J. Lipofuscin and aging: a matter of toxic waste. Science of Aging Knowledge Environment: SAGE KE. 2005 (5), 1 (2005).
  30. Li, H. -. S., Hultcrantz, M. Age-related degeneration of the organ of Corti in two genotypes of mice. ORL; Journal for Oto-rhino-laryngology and Its Related Specialties. 56 (2), 61-67 (1994).
  31. Kobrina, A., et al. Linking anatomical and physiological markers of auditory system degeneration with behavioral hearing assessments in a mouse (Mus musculus) model of age-related hearing loss. Neurobiology of Aging. 96, 87-103 (2020).
  32. Moreno-García, A., Kun, A., Calero, O., Medina, M., Calero, M. An overview of the role of lipofuscin in age-related neurodegeneration. Frontiers in Neuroscience. 12, 464 (2018).
  33. Jensen, T., Holten-Rossing, H., Svendsen, I., Jacobsen, C., Vainer, B. Quantitative analysis of myocardial tissue with digital autofluorescence microscopy. Journal of Pathology Informatics. 7, 15 (2016).
  34. Kalluri, R., Monges-Hernandez, M. Spatial gradients in the size of inner hair cell ribbons emerge before the onset of hearing in rats. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 18 (3), 399-413 (2017).
  35. Wu, P. Z., Liberman, L. D., Bennett, K., de Gruttola, V., O’Malley, J. T., Liberman, M. C. Primary neural degeneration in the human cochlea: Evidence for hidden hearing loss in the aging ear. 神经科学. 407, 8-20 (2019).

Play Video

Cite This Article
Steenken, F., Bovee, S., Köppl, C. Immunolabeling and Counting Ribbon Synapses in Young Adult and Aged Gerbil Cochleae. J. Vis. Exp. (182), e63874, doi:10.3791/63874 (2022).

View Video