Summary

Extra Cellular Matrix-baserade och extra cellulära Matrix-Free Generation av Murine Testikelorganoider

Published: October 07, 2020
doi:

Summary

Här beskrivs fyra metoder för att generera testikelorganoider från primära neonatal murin testikelceller dvs, extracellulära matris (ECM) och ECM-fria 2D och 3D kultur miljöer. Dessa tekniker har flera forskningsapplikationer och är särskilt användbara för att studera testikelutveckling och fysiologi in vitro.

Abstract

Testikelorganoider ger ett verktyg för att studera testikelutveckling, spermatogenes, och endokrinologi in vitro. Flera metoder har utvecklats för att kunna skapa testikelorganoider. Många av dessa metoder förlitar sig på extracellulär matris (ECM) för att främja de novo vävnad montering, det finns dock skillnader mellan metoder i fråga om biomimetiska morfologi och funktion av vävnader. Dessutom finns det få direkta jämförelser av publicerade metoder. Här görs en direkt jämförelse genom att studera skillnader i organoid generation protokoll, med förutsatt resultat. Fyra arketypiska generationsmetoder: (1) 2D ECM-fri, (2) 2D ECM, (3) 3D ECM-fri, och (4) 3D ECM kultur beskrivs. Tre primära riktmärken användes för att bedöma testikelorganoid generation. Dessa är cellulära självmontering, införande av större celltyper (Sertoli, Leydig, groddar, och peritubular celler), och lämpligt uppdelade vävnad arkitektur. Av de fyra testade miljöerna genererade 2D ECM- och 3D ECM-fria kulturer organoider med interna morfologier som mest liknar inhemska testiklar, inklusive de novo-delutrymmet av tubular kontra interstitiell celltyper, utveckling av tubuli-liknande-strukturer, och en etablerad långsiktig endokrina funktion. Alla studerade metoder utnyttjas osorterade, primära murine testikelcell suspensioner och används vanligen tillgängliga kultur resurser. Dessa testikelorganoida generationen tekniker ger en mycket tillgänglig och reproducerbar verktygslåda för forskningsinitiativ i testikelorganogenes och fysiologi in vitro.

Introduction

Testikelorganoider är en banbrytande teknik för att studera testikelutveckling, spermatogenes, och fysiologi in vitro1,2,3,4. Flera metoder har utforskats för organoid generation; dessa inkluderar en mängd olika extracellulära matrissystem (ECM) och ECM-fria odlingssystem, i både tvådimensionella (2D) och tredimensionella (3D) orienteringar. Olika generationsmetoder kan främja distinkta cellulära monteringsstrategier; detta resulterar i en hög nivå av morfologiska och funktionella variabilitet mellan publicerade organoidmodeller. Syftet med denna artikel är att diskutera det aktuella läget för in vitro testikelmodeller, och att fungera som en mall för framtida utredare, när man utformar testikelorganoida experiment. Inom den föreliggande studien definieras fyra olika kultursystems arketyper och karakteriseras i experimentell process och biologiskt utfall. Dessa inkluderar: 2D ECM-Free, 2D ECM, 3D ECM-Free, och 3D ECM-odlingsmetoder. De strategier som presenteras häri är avsedda att vara enkla, tillgängliga och mycket reproducerbara mellan olika laboratorier och forskargrupper.

Historiskt för testisen, beteckningen “in vitro”, har använts för flera olika odlingsmetoder av testikelvävnader och celler. Dessa inkluderar organotypisk vävnad/organ odling metoder (dvs. explant kultur)5, isolerade seminiferous tubule kultur6, testikelcellsodling7, och metoder för de novo vävnad morphogenesis (dvs, biologiska konstruktioner och organoider)1. De första undersökningarna av in vitro-spermatogenes utfördes för ungefär 100 år sedan, med kulturen av kanintestis explants i 19208, och senare i 1937 med mus explants9. Inom dessa inledande experiment spermatogonia observerades till stor del urarta under den första veckan av kultur, även om vissa meiotically differentiera celler identifierades. Påminner om dessa historiska rapporter, testis explant kultur återupplivades och optimerades 2011 för att bli en genomförbar teknik för att studera testis10. Sedan 2011, explant kultur har producerat fertilitet kompetent spermie i flera rapporter11,12,13. Men på grund av explant kulturens beroende av redan existerande inhemska testis tubuli, dessa senaste framsteg är mer exakt beskrivs som exempel på “ex vivo” testikelfunktion och spermatogenes, vävnadsfunktion som bibehölls eller återupptogs vid avlägsnande från en organism kropp. Trots dess prevalens i litteraturen, långsiktiga könsceller underhåll och differentiering inom testikel explants är utmanande att replikera14,15,16,17,18, särskilt över tidsramar tillräckligt länge för att fullt ut observera in vitro spermatogenes (~ 35 dagar i möss19 och 74 hos människor20). Det är spännande att inse att många av de utmaningar som upplevdes för 100 år sedan, fortfarande upplevs inom ex vivo spermatogenes idag.

Annorlunda än ex vivo tillvägagångssätt, testikelorganoider är de novo monterade mikrotissues genereras helt in vitro från cellulära källor (dvs. primära testikelceller). Testikelorganoider ger en kreativ strategi för att kringgå fältets historiska tillit till redan existerande inhemska vävnad, och att rekapitulera testikelbiologi helt in vitro. Det finns flera krav som delas av de flesta organoid vävnadsmodeller; dessa inkluderar (1) in vivo-mimetic vävnad morfologi eller arkitektur, (2) flera större celltyper av den representerade vävnaden, (3) självmontering eller självorganisation i sin generation, och (4) förmågan att simulera en viss nivå av den representerade vävnadens funktion och fysiologi21,22,23,24. För testierna kan detta fångas upp i fyra större kännetecken: (1) införandet av större testikelcellstyper, groddar, Sertoli, Leydig, peritubular och andra interstitialceller, (2) cell-directed tissue assembly, (3) lämpligt-compartmentalized celltyper i separata tubular fack (könsceller och Sertoli) och interstitial regioner (alla andra celltyper), och (4) någon grad av vävnad funktion (t.ex., reproduktiv hormonsekretion eller vävnad svar, och könsceller underhåll och differentiering). Med tanke på de historiska utmaningarna i att upprätthålla könscellsdifferentiering ex vivo och in vitro, rekapitulation av in vivo-mimetic testikelarkitekturer (dvs strukturer som liknar seminiferous tubules) med ytterligare markörer som tyder på simulering av testikelfysiologi (t.ex. endokrina funktion), är prioriterade milstolpar mot att generera organoider som en dag kan upprätthålla i vitro spermaogenes.

Majoriteten av publicerade testikelorganoida metoder dra nytta av kommersiellt tillgängliga ECM (t.ex. kollagen eller egenutvecklade ECM formuleringar)25,26,27 eller custom-sourced ECMs (dvs, decellularized testis ECM-derived hydrogels)28,29,30. Exogen ECM främjar de novo vävnadsbildning genom att tillhandahålla en monterings-stödjande byggnadsställning för vävnadsgenerering. ECM metoder har gett en imponerande nivå av vävnadsbildning, inklusive vissa groddcell närvaro och vävnad-mimetic morfologi25,28. Men de ECM de utnyttjar är inte alltid allmänt tillgängliga (dvs. decellularized ECM-härledda hydrogels), och vissa metoder kräver sofistikerade gel och cell seedning orienteringar (t.ex. 3-lagers lutningar av ECM och 3D-utskrift)25,31,32. Byggnadsställningsfria metoder (t.ex. hängande droppe och nonadherent odlingsplattor)33,34,35 har också genererat robusta och mycket reproducerbara organoider utan behov av ECM-geler eller byggnadsställningar. Men vävnad morfologi av dessa byggnadsställning-fria organoider är ofta olika till in vivo testiklar, och de flesta av dessa rapporter införliva en biokemisk ECM tillsats för att främja vävnadsbildning33,34,36, eller alternativt, förlita sig på centrifugation för påtvingad cell aggregering och packning34, vilket gör dem mindre idealisk för att studera cell-riktad migration och självorganisering.

De fyra organoida generationsmetoderna som presenteras i detta manuskript omfattar både ECM-beroende och oberoende strategier, var och en med hjälp av enkel cellsådd som möjliggör observation av celldriven organoid självmontering. Alla fyra tekniker kan utföras från samma cell suspensioner eller kan använda sig av anpassade och cell-typ berikade populationer. En styrka av dessa metoder är förmågan att observera organoider självmontera i realtid, och att direkt jämföra hur testikelstrukturer själv montera mellan olika kultur mikromiljöer. De fenotypiska skillnaderna mellan dessa fyra odlingsmetoder bör övervägas för deras inverkan på forskningsfrågan eller föremål för prövaren. Varje metod producerar biologiska konstruktioner eller organoider inom 24 h eller mindre. Sammanfattningsvis de metoder som presenteras här ger en verktygslåda av organoid montering tekniker för att studera testikelorganoida församling, vävnad utveckling och testikelfysiologi in vitro.

Protocol

Alla musexperiment godkändes av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) vid Northwestern University, och alla procedurer utfördes enligt IACUC-godkända protokoll. 1. Beredning av enzymatiska vävnad-dissociation lösningar Använd två olika enzymatiska lösningar (Lösning 1 och lösning 2), båda gjorda med hjälp av en basal odlingsmedletlösning (BM). För att förbereda BM, tillsätt serum och penicillin-streptomycin till minsta väsentliga medelhöga ti…

Representative Results

Organoid generation ansågs misslyckas om testikelceller inte själv montera inom 72 h av kultur, dock alla metoder som presenteras här montera inom 24 h när du använder juvenil (5 dpp) murin celler. Fel på biologisk konstruera generationen presenteras som en fortsättning av fritt upphängda celler (0 h kolumn i figur 1) även efter utökad kultur (72 h). I avsaknad av vävnad självmontering, någon uppenbar cell kluster lätt spridda i enskilda celler på ens mild manipulation (dvs. p…

Discussion

Med slutförandet av denna organoid generation protokoll, kommer användaren att ha fyra olika kultur tekniker tillgängliga för dem för montering testikelkonstruktioner och organoider i antingen ECM eller ECM-fria miljöer. Viktigt, alla fyra metoder tillåter forskaren att icke-invasivt observera organoid självmontering över tiden genom time-lapse imaging eller videoinspelning, och att noninvasively samla betingade medier för analys av utsöndrade hormoner och cytokiner, utan störande vävnader under kultur. I al…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta arbete finansierades av National Institutes of Health, National Institute of Child Health and Human Development (NICHD) F31 HD089693, National Institute for Environmental Health Sciences / National Center for Advancing Translational Sciences (NIEHS/NCATS) UH3TR001207 och 4UH3ES029073-03, och Thomas J. Watkin’s Memorial Professorship.

Författarna vill tacka Eric W. Roth för deras hjälp med transmissionselektronmikroskopi. Detta arbete använt sig av BioCryo anläggningen i Northwestern University’s NUANCE Center, som har fått stöd från Soft och Hybrid Nanotechnology Experimental (SHyNE) Resource (NSF ECCS-1542205); MRSEC-programmet (NSF DMR-1720139) vid Materials Research Center; internationella institutet för nanoteknik (IIN); och staten Illinois, genom IIN. Det gjorde också använda av CryoCluster utrustning, som har fått stöd från MRI programmet (NSF DMR-1229693). Grafik i figur 1 utformades med hjälp av BioRender.com.

Materials

0.22 um Media Sterile Filters Millipore Sigma scgpu05re For sterile filtering media
3βHSD primary antibody Cosmo Bio Co K0607 Leydig cell marker, 1:500 dilution
AlexaFluor 568 α-Mouse Thermo Fisher Scientific A-21202 Fluorescence-tagged secondary antibody
AlexaFluor 568 α-Rabbit Thermo Fisher Scientific A10042 Fluorescence-tagged secondary antibody
Alpha Minimum Essential Medium Thermo Fisher Scientific 11-095-080 Base of culture media
Collagenase I Worthington Bio LS004197 For dissociation solution 1
Corning Matrigel Membrane Matrix, LDEV-free Corning 354234 Extracellular matrix used for casting 2D and 3D ECM culture gels
Countess Cell counter Thermo Fisher Scientific C10227 Autmated cell counter (hemacytometer machine)
Countess Cell Counting Chamber Slides Thermo Fisher Scientific C10228 Hemacytometer slide for use with Countess automated counter
DDX4 primary antibody Abcam 138540 Spermatogonia marker, 1:500 dilution
Deoxyribonuclease I (2,280 u/mgDW) Worthington Bio LS002140 For dissociation solution 1
DPBS 1X, + CaCl + MgCl Thermo Fisher Scientific 14040182 For reconstituting Hyaluronidase
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline +Ca/+Mg Thermo Fisher Scientific 14040117 PBS
Embryo Grade H2O MIllipore Sigma W1503 For reconstituting Collagenase I and Dnase I
Fetal Bovine Serum Thermo Fisher Scientific 16000044 For quencing enzyme dissocation solutions
Follicle stimulating hormone Abcam ab51888 For long-term organoid culture
Human chorionic gonadotropin Millipore Sigma C1063 For long-term organoid culture
Hyaluronidase, from bovine testes Millipore Sigma H4272 For dissociation solution 2
Inhibin B Enzyme-linked Immunosorbent Assay Ansh Labs AL-107 Inhibin B ELISA Kit
KnockOut Serum Replacement Thermo Fisher Scientific 10828-028 Serum source for Basal media
MicroTissues 3D Petri Dish micro-mold spheroids (24-35, 5×7 array) Millipore Sigma Z764051 For 3D ECM-Free organoid fabrication
Nunc, Lab Tek II Chamber Slide System, 4-well Thermo Fisher Scientific 12-565-7 For 2D ECM-free, and 2D, 3D ECM culture
Penicillin/Streptomycin Thermo Fisher Scientific 15-140-122 Antibiotic for media
Richard-Allan Scientific; Histogel, Specimen processing gel Thermo Fisher Scientific HG-4000-012 For aiding paraffin embedding
SOX9 primary antibody Millipore Sigma AB5535 Sertoli Marker, 1:500 dilution
Tedklad Global Mouse Chow (Breeder) Teklad Global 2920 Mouse food without phytoestrogens
Tedklad Global Mouse Chow (Maintenance) Teklad Global 2916 Mouse food without phytoestrogens
Testosterone Enzyme-linked Immunosorbent Assay Calbiotech TE373S Testosterone ELISA Kit
Trypan Blue Solution, 0.4% Thermo Fisher Scientific 15250061 For cell counting
αSMA primary antibody Millipore Sigma A2547 Peritubular marker, 1:500 dilution
βCatenin primary antibody BD Biosciences 610154 Sertoli Cytoplasm marker, 1:100 dilution

References

  1. Alves-Lopes, J. P., Stukenborg, J. B. Testicular organoids: a new model to study the testicular microenvironment in vitro. Human Reproduction Update. 24 (2), 176-191 (2018).
  2. Komeya, M., Sato, T., Ogawa, T. In vitro spermatogenesis: A century-long research journey, still half way around. Reproductive Medicine and Biology. 17 (4), 407-420 (2018).
  3. Sakib, S., Goldsmith, T., Voigt, A., Dobrinski, I. Testicular organoids to study cell-cell interactions in the mammalian testis. Andrology. , 12680 (2019).
  4. Gargus, E. S., Rogers, H. B., McKinnon, K. E., Edmonds, M. E., Woodruff, T. K. Engineered reproductive tissues. Nature Biomedical Engineering. 4 (4), 381-393 (2020).
  5. Sato, T., et al. In vitro production of functional sperm in cultured neonatal mouse testes. Nature. 471 (7339), 504-507 (2011).
  6. Eddy, E. M., Kahri, A. I. Cell associations and surface features in cultures of juvenile rat seminiferous tubules. The Anatomical Record. 185 (3), 333-357 (1976).
  7. Dietrich, A., SCholten, R., Vink, A., Oud, J. Testicular cell suspensions of the mouse in vitro. Andrologia. 15, 236-246 (1983).
  8. Champy, C. De la méthode de culture des tissus. VI. Le testicule. Archives de Zoologie Experimentale Generale. 60, 461-500 (1920).
  9. Martinovitch, P. The development in vitro of the mammalian gonad. Ovary and ovogenesis. Proceedings of the Royal Society B of Biological Sciences. 125, 232-249 (1938).
  10. Sato, T., et al. In vitro production of fertile sperm from murine spermatogonial stem cell lines. Nature communications. 2, 472 (2011).
  11. Komeya, M., et al. Long-term ex vivo maintenance of testis tissues producing fertile sperm in a microfluidic device. Scientific Reports. 6 (1), 21472 (2016).
  12. Sanjo, H., et al. In vitro mouse spermatogenesis with an organ culture method in chemically defined medium. PLoS One. 13 (2), 0192884 (2018).
  13. Komeya, M., et al. In vitro spermatogenesis in two-dimensionally spread mouse testis tissues. Reproductive Medicine and Biology. 18 (4), 362-369 (2019).
  14. Reda, A., et al. In vitro differentiation of rat spermatogonia into round spermatids in tissue culture. Molecular Human Reproduction. 22 (9), 601-612 (2016).
  15. Reda, A., et al. Knock-Out Serum Replacement and Melatonin Effects on Germ Cell Differentiation in Murine Testicular Explant Cultures. Annals of Biomedical Engineering. 45 (7), 1783-1794 (2017).
  16. Chapin, R. E., et al. Lost in translation: The search for an in vitro screen for spermatogenic toxicity. Birth Defects Research Part B – Developmental and Reproductive Toxicology. 107 (6), 225-242 (2016).
  17. Portela, J. M. D., et al. Strains matter: Success of murine in vitro spermatogenesis is dependent on genetic background. 发育生物学. 456 (1), 25-30 (2019).
  18. Gholami, K., et al. The air-liquid interface culture of the mechanically isolated seminiferous tubules embedded in agarose or alginate improves in vitro spermatogenesis at the expense of attenuating their integrity. In Vitro Cellular & Developmental Biology. Animal. 56 (3), 261-270 (2020).
  19. Oakberg, E. F. Duration of spermatogenesis in the mouse and timing of stages of the cycle of the seminiferous epithelium. American Journal of Anatomy. 99 (3), 507-516 (1956).
  20. Amann, R. P. The cycle of the seminiferous epithelium in humans: A need to revisit. Journal of Andrology. 29 (5), 469-487 (2008).
  21. Clevers, H. Modeling Development and Disease with Organoids. Cell. 165 (7), 1586-1597 (2016).
  22. Lancaster, M. A., Knoblich, J. A. Organogenesis in a dish: Modeling development and disease using organoid technologies. Science. 345 (6194), 1247125 (2014).
  23. Rossi, G., Manfrin, A., Lutolf, M. P. Progress and potential in organoid research. Nature Reviews Genetics. 19 (11), 671-687 (2018).
  24. Takahashi, T. Organoids for Drug Discovery and Personalized Medicine. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 59, 447-462 (2019).
  25. Alves-Lopes, J. P., Söder, O., Stukenborg, J. B. Testicular organoid generation by a novel in vitro three-layer gradient system. Biomaterials. 130, 76-89 (2017).
  26. Lee, J. H., Kim, H. J., Kim, H., Lee, S. J., Gye, M. C. In vitro spermatogenesis by three-dimensional culture of rat testicular cells in collagen gel matrix. Biomaterials. 27 (14), 2845-2853 (2006).
  27. Zhang, J., Hatakeyama, J., Eto, K., Abe, S. I. Reconstruction of a seminiferous tubule-like structure in a 3 dimensional culture system of re-aggregated mouse neonatal testicular cells within a collagen matrix. General and Comparative Endocrinology. 205, 121-132 (2014).
  28. Vermeulen, M., et al. Development of a Cytocompatible Scaffold from Pig Immature Testicular Tissue Allowing Human Sertoli Cell Attachment, Proliferation and Functionality. International Journal of Molecular Sciences. 19 (1), 227 (2018).
  29. Baert, Y., et al. Derivation and characterization of a cytocompatible scaffold from human testis. Human Reproduction. , 1-12 (2014).
  30. Baert, Y., Rombaut, C., Goossens, E. Scaffold-Based and Scaffold-Free Testicular Organoids from Primary Human Testicular Cells. Methods in Molecular Biology. 1576, 283-290 (2019).
  31. Alves-Lopes, J. P., Söder, O., Stukenborg, J. B. Use of a three-layer gradient system of cells for rat testicular organoid generation. Nature Protocols. 13 (2), 248-259 (2018).
  32. Baert, Y., Dvorakova-Hortova, K., Margaryan, H., Goossens, E. Mouse in vitro spermatogenesis on alginate-based 3D bioprinted scaffolds. Biofabrication. 11 (3), 035011 (2019).
  33. Pendergraft, S. S., Sadri-Ardekani, H., Atala, A., Bishop, C. E. Three-dimensional testicular organoid: a novel tool for the study of human spermatogenesis and gonadotoxicity in vitro. Biology of Reproduction. 96 (3), 720-732 (2017).
  34. Sakib, S., et al. Formation of organotypic testicular organoids in microwell culture. Biology of Reproduction. 100 (6), 1648-1660 (2019).
  35. Cameron, D. F., et al. Formation of Sertoli Cell-Enriched Tissue Constructs Utilizing Simulated Microgravity Technology. Annals of the New York Academy of Sciences. 944 (1), 420-428 (2006).
  36. Strange, D. P., et al. Human testicular organoid system as a novel tool to study Zika virus pathogenesis. Emerging Microbes & Infections. 7 (1), 1-7 (2018).
  37. Edmonds, M. E., Woodruff, T. K. Testicular organoid formation is a property of immature somatic cells, which self-assemble and exhibit long-term hormone-responsive endocrine function. Biofabrication. 12 (4), 045002 (2020).
  38. Baert, Y. Primary Human Testicular Cells Self-Organize into Organoids with Testicular Properties. Stem Cell Reports. 8 (1), 30-38 (2017).
  39. Pinto, M. P., Jacobsen, B. M., Horwitz, K. B., Maggiolini, M. An immunohistochemical method to study breast cancer cell subpopulations and their growth regulation by hormones in three-dimensional cultures. Front Endocrinol (Lausanne). 2, 15 (2011).
  40. Brinster, R. L. Germline stem cell transplantation and transgenesis. Science. 296 (5576), 2174-2176 (2002).
  41. Hue, D., et al. Meiotic Differentiation of Germinal Cells in Three-Week Cultures of Whole Cell Population from Rat Seminiferous Tubules. Biology of Reproduction. 59 (2), 379-387 (1998).
  42. Zhou, Q., et al. Complete Meiosis from Embryonic Stem Cell-Derived Germ Cells in Vitro. Cell Stem Cell. 18 (3), 330-340 (2016).
  43. Kanatsu-Shinohara, M., et al. Long-Term Proliferation in Culture and Germline Transmission of Mouse Male Germline Stem Cells. Biology of Reproduction. 69 (2), 612-616 (2003).
  44. Helsel, A. R., Oatley, M. J., Oatley, J. M. Glycolysis-Optimized Conditions Enhance Maintenance of Regenerative Integrity in Mouse Spermatogonial Stem Cells during Long-Term Culture. Stem Cell Reports. 8 (5), 1430-1441 (2017).
  45. Sato, T., et al. In vitro spermatogenesis in explanted adult mouse testis tissues. PLoS One. 10 (6), 0130171 (2015).
  46. Xiao, S., et al. A microfluidic culture model of the human reproductive tract and 28-day menstrual cycle. Nature Communications. 8 (1), 1-13 (2017).
  47. Skardal, A., et al. Drug compound screening in single and integrated multi-organoid body-on-a-chip systems. Biofabrication. 12 (2), 025017 (2020).

Play Video

Cite This Article
Edmonds, M. E., Forshee, M. D., Woodruff, T. K. Extra Cellular Matrix-Based and Extra Cellular Matrix-Free Generation of Murine Testicular Organoids. J. Vis. Exp. (164), e61403, doi:10.3791/61403 (2020).

View Video