Summary

Isolering av humane myoblaster, vurdering av myogen differensiering og oppbevaringsoperert kalsiummåling

Published: July 26, 2017
doi:

Summary

Her beskriver vi en metode for å oppnå en ren populasjon av humane myoblaster fra voksen muskelvev. Disse cellene brukes til å studere in vitro skjelettmuskeldifferensiering og spesielt å studere proteiner involvert i Ca 2+ -signalering.

Abstract

Satellittceller (SC) er muskelstamceller plassert mellom plasmamembranen i muskelfibre og den omkringliggende basale lamina. De er essensielle for regenerering av muskler. Ved skade, som ofte forekommer i skjelettmuskler, aktiveres SC. De sprer seg som myoblaster og skiller seg for å reparere muskellesjoner. Blant mange hendelser som skjer under muskeldifferensiering, er cytosoliske Ca 2+ signaler av stor betydning. Disse Ca 2+ -signalene oppstår fra Ca 2+ -frigjøring fra interne Ca 2+ -butikker, samt fra Ca 2+ -oppføring fra det ekstracellulære rommet, særlig den store opererte Ca 2+ -inngangen (SOCE). Dette papiret beskriver en metode som brukes til å oppnå en ren populasjon av humane myoblaster fra muskelprøver samlet etter ortopedisk kirurgi. Vevet blir mekanisk og enzymatisk fordøyd, og cellene blir amplifisert og deretter sortert ved hjelp av flytcytometri i henhold til tilstedeværelsen av speciFic membran markører. Når man er oppnådd, blir menneskelige myoblaster utvidet og forpliktet til å differensiere ved å fjerne vekstfaktorer fra kulturmediet. Ekspresjonsnivåene av spesifikke transkripsjonsfaktorer og in vitro immunfluorescens brukes for å vurdere den myogene differensieringsprosessen i kontrollbetingelser og etter siling av proteiner involvert i Ca 2+ -signalering. Endelig beskriver vi bruken av Fura-2 som en ratiometrisk Ca 2+ -probe som gir pålitelige og reproducerbare målinger av SOCE.

Introduction

Menneskeskelettmuskulaturen består av grupper av kontraktile multinukleerte muskelfibre som er resultatet av fusjon av myogene forløperceller. Skelettmuskler har evne til å regenerere etter skade takket være forekomsten av SC, skjelettmuskelstamceller som ligger mellom plasmamembranen av myofibere (sarcolemma) og basallamina. I ubeskadigede muskler er SCs for det meste tilstede i en sovende tilstand. Som respons på mekanisk stress eller skade blir SCs aktivert (myoblaster), proliferere og undergå enten differensiering for å danne nye myofibere eller selvfornyelse for å fylle opp SC-bassenget 1 , 2 . Gjennom årene ble flere teknikker utviklet for å isolere SC og deres avkom, myoblaster, fra skjelettmuskelbiopsier. Med større forståelse av celleoverflate markørene uttrykt på disse cellene og metoden for fluorescensaktivert cellesortering (FACS) 3, 4 , 5 , er det nå mulig å isolere rene populasjoner av humane myoblaster fra muskelprøver.

Kalsiumsignaler regulerer skjelettmuskelutvikling, homeostase og regenerering. Spesielt er Ca 2+ -inngangen som aktiveres etter intracellulær butikkutslipp, kalt SOCE, av stor betydning 6 for disse prosessene. Ved cellestimulering reduseres Ca 2+ -nivået i endo / sarcoplasmisk retikulum (ER / SR), som igjen aktiverer plasmamembran Ca 2+ -kanaler som tillater Ca 2+ -oppføring å fylle ER / SR 7 igjen . De to hovedproteinene som er involvert i SOCE er ER / SR Ca 2+ -sensingstromal-interaksjonsmolekylet 1 (STIM1) -proteinet og plasmamembranen Ca 2+ -kanalen Orai1. Skjelettmuskulatur uttrykker i stor grad disse to proteinene, så vel som andre proteiner av samme familie (STIM2 aNd Orai2-Orai3) 8 , 9 og flere Ca 2+ -permeable kanaler i den transiente reseptorpotensialkanoniske familien (TRPC) 10 , 11 , 12 , 13 . Ca 2+ oppføring gjennom SOCE-banen er av stor betydning for muskeldannelse / regenerering 14 . Mutasjoner av STIM1- eller Orai1-proteiner har skadelige virkninger på muskelfunksjon, som hovedsakelig fører til muskelhypotoni 15 . Dyremodeller med SOCE-svekkelse viser også redusert muskelmasse og kraft, sammen med forbedret tretthet 6 , 16 , 17 . Som nevnt uttrykkes andre STIM- og Orai-proteiner, så vel som mange TRPC-kanaler, i skjelettmuskulaturen, og deres respektive roller har ikke blitt bestemt til nå. Ved å banke på dEier deres uttrykksnivå, er det således mulig å undersøke deres implikasjoner i SOCE og deres roller under human skjelettmuskulær differensiering.

SOCE måling kan utføres ved hjelp av to forskjellige tilnærminger: elektrofysiologiske nåværende opptak og Ca 2+ målinger. Elektrofysiologi er absolutt en mer direkte metode, da den måler gjeldende interesse og tilhørende elektrofysiologisk signatur. Denne teknikken er imidlertid svært vanskelig å bruke på muskelceller, hovedsakelig på grunn av muskelcellens store størrelse og den lille størrelsen på den endogene SOCE-strømmen. Cytosolisk Ca 2+ avbildning er teknisk svært tilgjengelig, men målet er mer indirekte, da Ca 2+ -nivået målt i cytosolen reflekterer både opptaket av Ca 2+ og repumping ut av cellen eller i de interne butikkene.

En metode som inkluderer isolering av myoblaster fra små biter av menneskeskallEtalmuskel etter enzymatisk fordøyelse, amplifikasjon og FACS er forklart i dette papiret. Prosessen med muskeldifferensiering og immunfluorescensprotokollen for å følge uttrykket av differensieringsmarkører over tid er beskrevet 18 . Til slutt forklares målingen av SOCE og rollen av forskjellige ionkanaler i Ca 2+ signalering og skjelettmuskeldifferensiering.

Protocol

Humane muskelprøver (vev oppnådd fra semitendinøse muskler) ble samlet under ortopedisk kirurgi hos friske pasienter som kirurgisk avfall. Alle metoder knyttet til den menneskelige studien ble utført i samsvar med retningslinjene og forskriftene fra de sveitsiske regulerende helseforetakene og godkjent av Kommisjonen Cantonale d'Etique de la Recherche fra Genèves kantonale myndigheter, Sveits (protokoll CER nr. 12-259) . Informert og skriftlig samtykke ble oppnådd fra alle voksne personer involvert i studien. …

Representative Results

Etter den enzymatiske dissosiasjonen av en human muskelprøve ble celler amplifisert i GM. Humane myoblaster, definert som CD56 + / CD146 + / CD45- / CD34- / CD144-celler, ble oppnådd etter FACS. Myoblast representerte mer enn 60% av den analyserte befolkningen ( Figur 1 ). Primære humane myoblaster ble replisert, dyrket til sammenløp og dyrket i DM i 48 timer. Etter immunostaining for ekspresjonen av transkripsjonsfaktoren MEF2 og den muskelspesifikke protein myosin tungkjeden (MyHC), o…

Discussion

Isoleringen og kulturen av humane myoblaster fra voksen skjelettmuskel tilbyr en in vitro- modell for å studere muskeldifferensiering og muskelregenerering. I dette papiret gir vi en protokoll som muliggjør rensing av høye utbytter av humane myoblaster på en enkel og kostnadsbegrenset måte. I tillegg gir denne teknikken pålitelige og reproducerbare resultater i prosent av myoblaster isolert og deres myogene differensieringseffektivitet. Faktisk oppnådde vi rundt 60% av hu…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av Swiss National Science Foundation (bevilgningsnummer 310030-166313), "Fondation Suisse pour la recherche sur les maladies musculaires", "Stiftelsen Marcel Levaillant" og "Fondation pour la recherche ostéo-articulaire."

Materials

Ham’s F10 ThermoFisher Scientific 31550-023
FCS ThermoFisher Scientific 10270-106 Lot 41G5532K
BSA Sigma O5482
fetuin Sigma F3385
EGF Corning 354001
Dexamethansone Sigma D1756
Insulin Sigma I9278
Creatine Sigma 27900
Pyruvate Sigma P4562
Uridine Sigma U3003
Gentamycin ThermoFisher Scientific 15710-049
Trypsin-EDTA 0.05% ThermoFisher Scientific 25300-062
70 μm cell strainer Falcon 352350
40 μm cell strainer Falcon 352340
Falcon 50 ml tube Falcon 352070
Falcon 15 ml tube Falcon 352096
Falcon 5 ml tube (FACS) Falcon 352058
Culture medium: OPTI-MEM ThermoFisher Scientific 31985-047
Transfectant reagnt: RNAiMax ThermoFisher Scientific 1756064
PBS ThermoFisher Scientific 14190-094
Mounting medium Fluka 10981
Mouse anti-MyHC * DSHB MF20  concentrate
Mouse anti-myogenin BD Pharmigen 556358
Rabbit anti-MEF2 Santa Cruz Biotech C-21
Goat anti-mouse Alexa488 ThermoFisher Scientific A11029
Goat anti-rabbit Alexa 546 ThermoFisher Scientific A11035
Mouse anti human CD56-Alexa488 BD Pharmingen 557699
Mouse anti human CD146-PECy7 BD Pharmingen 562135
Mouse anti human CD45-PE-CF594 BD Pharmingen 562279
Mouse anti human CD34-APC BD Pharmingen 345804
Mouse anti human CD144-PE BD Pharmingen 560410
Alexa Fluor 488 mouse IgG1k BD Pharmingen 557702
PECy7 mouse IgG1k BD Pharmingen 557872
PE-CF594 mouse IgG1k BD Pharmingen 562292
APC mouse IgG1k BD Pharmingen 550854
PE mouse IgG1k BD Pharmingen 556650
DAPI Sigma D9542 CAUTION:  toxic compound
Paraformaldehyde Fluka 762400
Fura-2 AM ThermoFisher Scientific F1201
Pluronic F-127 ThermoFisher Scientific P3000MP
Thapsigargin Sigma T9033 CAUTION : toxic compound 
Ratio imaging acquisition software: Metafluor 6.3 Molecular Device
* : MF 20 was deposited to the DSHB by Fischman, D.A. 

References

  1. Dumont, N. A., Bentzinger, C. F., Sincennes, M. C., Rudnicki, M. A. Satellite Cells and Skeletal Muscle Regeneration. Compr Physiol. 5 (3), 1027-1059 (2015).
  2. Sambasivan, R., Tajbakhsh, S. Adult skeletal muscle stem cells. Results Probl Cell Differ. 56, 191-213 (2015).
  3. Chen, W. C., et al. Isolation of blood-vessel-derived multipotent precursors from human skeletal muscle. J Vis Exp. (90), e51195 (2014).
  4. Zheng, B., et al. Isolation of myogenic stem cells from cultures of cryopreserved human skeletal muscle. Cell Transplant. 21 (6), 1087-1093 (2012).
  5. Charville, G. W., et al. Ex Vivo Expansion and In Vivo Self-Renewal of Human Muscle Stem Cells. Stem Cell Reports. 5 (4), 621-632 (2015).
  6. Stiber, J., et al. STIM1 signalling controls store-operated calcium entry required for development and contractile function in skeletal muscle. Nat Cell Biol. 10 (6), 688-697 (2008).
  7. Prakriya, M., Lewis, R. S. Store-Operated Calcium Channels. Physiol Rev. 95 (4), 1383-1436 (2015).
  8. Darbellay, B., et al. STIM1- and Orai1-dependent store-operated calcium entry regulates human myoblast differentiation. J Biol Chem. 284 (8), 5370-5380 (2009).
  9. Darbellay, B., et al. Human muscle economy myoblast differentiation and excitation-contraction coupling use the same molecular partners, STIM1 and STIM2. J Biol Chem. 285 (29), 22437-22447 (2010).
  10. Nilius, B., Owsianik, G., Voets, T., Peters, J. A. Transient receptor potential cation channels in disease. Physiol Rev. 87 (1), 165-217 (2007).
  11. Vandebrouck, C., Martin, D., Colson-Van Schoor, M., Debaix, H., Gailly, P. Involvement of TRPC in the abnormal calcium influx observed in dystrophic (mdx) mouse skeletal muscle fibers. J Cell Bio. 158 (6), 1089-1096 (2002).
  12. Antigny, F., Koenig, S., Bernheim, L., Frieden, M. During post-natal human myogenesis, normal myotube size requires TRPC1- and TRPC4-mediated Ca(2)(+) entry. J Cell Sci. 126 (11), 2525-2533 (2013).
  13. Brinkmeier, H. TRP channels in skeletal muscle: gene expression, function and implications for disease. Adv Exp Med Biol. 704, 749-758 (2011).
  14. Pan, Z., Brotto, M., Ma, J. Store-operated Ca2+ entry in muscle physiology and diseases. BMB Rep. 47 (2), 69-79 (2014).
  15. Lacruz, R. S., Feske, S. Diseases caused by mutations in ORAI1 and STIM1. Ann N Y Acad Sci. 1356, 45-79 (2015).
  16. Li, T., et al. STIM1-Ca(2+) signaling is required for the hypertrophic growth of skeletal muscle in mice. Mol Cell Biol. 32 (15), 3009-3017 (2012).
  17. Wei-Lapierre, L., Carrell, E. M., Boncompagni, S., Protasi, F., Dirksen, R. T. Orai1-dependent calcium entry promotes skeletal muscle growth and limits fatigue. Nat Commun. 4, 2805 (2013).
  18. Konig, S., et al. Membrane hyperpolarization triggers myogenin and myocyte enhancer factor-2 expression during human myoblast differentiation. J Biol Chem. 279 (27), 28187-28196 (2004).
  19. Crisan, M., et al. A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs. Cell Stem Cell. 3 (3), 301-313 (2008).
  20. Bigot, A., et al. Age-Associated Methylation Suppresses SPRY1, Leading to a Failure of Re-quiescence and Loss of the Reserve Stem Cell Pool in Elderly Muscle. Cell Rep. 13 (6), 1172-1182 (2015).
  21. Bettadapur, A., et al. Prolonged Culture of Aligned Skeletal Myotubes on Micromolded Gelatin Hydrogels. Sci Rep. 6, 28855 (2016).
  22. Darbellay, B., Arnaudeau, S., Bader, C. R., Konig, S., Bernheim, L. STIM1L is a new actin-binding splice variant involved in fast repetitive Ca2+ release. J Cell Biol. 194 (2), 335-346 (2011).
  23. Sauc, S., et al. STIM1L traps and gates Orai1 channels without remodeling the cortical ER. J Cell Sci. 128 (8), 1568-1579 (2015).
  24. Demaurex, N. Calcium measurements in organelles with Ca2+-sensitive fluorescent proteins. Cell Calcium. 38 (3-4), 213-222 (2005).

Play Video

Cite This Article
Laumonier, T., Koenig, S., Saüc, S., Frieden, M. Isolation of Human Myoblasts, Assessment of Myogenic Differentiation, and Store-operated Calcium Entry Measurement. J. Vis. Exp. (125), e55918, doi:10.3791/55918 (2017).

View Video