Hela cellinspelningar från Drosophila melanogaster fotoreceptorer möjliggör mätning av spontana mörka stötar, kvantstötar, makroskopiska svar på ljus och strömspänningsrelationer under olika förhållanden. I kombination med D. melanogaster genetiska manipulationsverktyg möjliggör denna metod studien av den allestädes närvarande inositol-lipid-signalvägen och dess mål, TRP-kanalen.
Hela cellens spänningsklem inspelningar från Drosophila melanogaster fotoreceptorer har revolutionerat fältet för invertebrat visuell transduktion, vilket möjliggör användning av D. melanogaster molekylär genetik för att studera inositol-lipid-signalering och transientreceptorpotential (TRP) -kanaler på enmolekylenivå. En handfull laboratorier har behärskat denna kraftfulla teknik, vilket möjliggör analys av de fysiologiska svaren på ljus under högt kontrollerade förhållanden. Denna teknik möjliggör kontroll över det intracellulära och extracellulära mediet; Membranspänningen; Och snabb applicering av farmakologiska föreningar, såsom en mängd jon- eller pH-indikatorer, till det intra- och extracellulära mediet. Med ett exceptionellt högt signal / brus-förhållande möjliggör denna metod mätning av enstaka spontana och ljusinducerade enhälliga strömmar ( dvs. spontana och quantumstötar) och makroskopiska ljusinducerade strömningar (LIC) från syndGle D. melanogaster fotoreceptorer. I detta protokoll beskrivs i detalj alla viktiga steg som krävs för att utföra denna teknik, som innefattar både elektrofysiologiska och optiska inspelningar. Proceduren för flyktnäthinnans dissektion för uppnående av intakt och livskraftig ex vivo- isolerad ommatidi i badkammaren beskrivs. Utrustningen som behövs för att utföra helcells- och fluorescensbildningsmätningar är också detaljerad. Slutligen förklaras fallgroparna vid användning av denna känsliga förberedelse under utökade experiment.
Omfattande genetiska studier av fruktflugan , Drosophila melanogaster ( D. melanogaster) , initierad för över 100 år sedan, har etablerat D. melanogasterflugan som en extremt användbar experimentell modell för genetisk dissektion av komplexa biologiska processer. Metoden som beskrivs nedan kombinerar den ackumulerade kraften av D. melanogaster molekylärgenetik med det höga signal-brusförhållandet för helcells-patch-kläminspelningar. Denna kombination möjliggör studiet av D. melanogasterfototransduktion som en modell för inositol-lipid-signalering och TRP-kanalreglering och -aktivering både i den ursprungliga miljön och vid den högsta upplösningen av enkla molekyler.
Applicering av hela cellinspelningsmetoden till D. melanogaster fotoreceptorer har revolutionerat studien av invertebratfototransduktion. Denna metod utvecklades av Hardie 1 och indepSlutligen av Ranganathan och kollegor för 2 ~ 26 år sedan och utformades för att utnyttja de omfattande genetiska manipulationsverktygen för D. melanogaster och använda dem för att avslöja mekanismer för fototransduktion och inositol-lipidsignalering. I början led denna teknik av en snabb minskning av ljuskänsligheten och ett lågt utbyte av ommatidier under dissektionsprocessen, vilket förhindrade detaljerade kvantitativa studier. Senare ökade tillsatsen av ATP och NAD till patchpipetten dramatiskt preparatets lämplighet för långvariga kvantitativa inspelningar. Därefter realiserades omfattande karakterisering av signaltransduktionsmekanismen på molekylnivå.
För närvarande är D. melanogasterfototransduktion ett av de få system där fosfonositidsignalerings- och TRP-kanaler kan studeras ex vivo vid en-molekylupplösning. Detta gör D. melanogasterfototransduktion och migThodology utvecklad för att studera denna mekanism ett mycket känsligt modell system. Detta protokoll beskriver hur man dissekerar D. melanogasterhinna och mekaniskt bandar den isolerade ommatidien från de omgivande pigmentglasen (glia) cellerna. Detta möjliggör bildandet av en giga-tätning och en helcellsplåsterklämma på fotoreceptorcellkropparna. Lyckligtvis är de flesta signalproteinerna begränsade till rhabdomeren och diffunderar inte. Dessutom finns en immobil Ca 2+ -buffert som kallas calphotin, belägen mellan signalkammaren och cellkroppen 3 , 4 och en hög expressionsnivå för Na + / Ca 2+ -växlaren (CalX) i mikrovilli 5 . Tillsammans möjliggör proteinkonfigurationen för rhabdomeren, kalphotinbufferten och det höga uttrycket av CalX relativt långvariga ( dvs. upp till ~ 20 min) helcellsinspelningar utan förlust av väsentliga komponenterAv fototransduktionsprocessen och samtidigt behålla hög känslighet för ljus. Följande protokoll beskriver hur man erhåller isolerad ommatidia och utför helcellsinspelningar som verkar bevara fototransduktionskaskadens naturliga egenskaper. Hela cell-patch-klämprov på dissocierad kackerlacka ( Periplaneta americana ) 6 och cricket ( Gryllus bimaculatus ) 7 ommatidia utfördes på liknande sätt som den som beskrivits för D. melanogaster . Dessutom utfördes patch-clamp-experiment på dissocierade fotoreceptorer av file clam, ( Lima scabra ) och kammussla ( Pecten irradians ) på ett något annorlunda sätt än det som utfördes på D. melanogaster , vilket möjliggjorde både helcells 8 och enkanalsmätningar 9 . Här beskrivs de stora prestationerna som erhållits i D. melanogaster med användning av denna teknik. Diskussionen iInkluderar beskrivningen av vissa fallgropar och begränsningar av denna teknik.
Tillämpningen av helcellsinspelningar på D. melanogasterfotoreceptorer tillåtna för upptäckten och funktionell belysning av nya signalproteiner, såsom TRP-kanaler 27 , 28 , 29 och INAD 30 , 31 , 32 ställningsprotein. Helt sedan den inledande introduktionen av denna teknik möjliggjorde det upplösning av långsiktiga grundläggande frågor angående jonmekanismen och spänningsberoende av ljusresponsen. Detta inträffade på grund av den tilldelade förmågan att noggrant reglera membranspänningen och extracellulär och intracellulär jonisk komposition 19 , 28 .
Ett stort hinder för patch-klämtekniken i D. melanogaster har varit fragiliteten hos den isolerade ommatidiapreparansonera. Detaljerade studier har visat att fototransduktionsmaskineriets integritet beror på den kontinuerliga tillförseln av ATP, speciellt under ljusexponering, vilket leder till en stor konsumtion av ATP. Tyvärr elimineras den mekaniska randningen av pigmenten ( dvs. glia) celler, som krävs för att nå fotoreceptormembranet med patchpipetten, huvudkällan av metaboliter som är nödvändiga för ATP-produktion 33 . Tillämpning av exogen ATP i inspelningspipetten uppfyller endast delvis kravet på stora mängder ATP. En kort försörjning av ATP leder till spontan aktivering av TRP-kanalerna och till dissociationen av fototransduktionsmaskineriet från de ljusaktiverade kanalerna, vilket medför en stor ökning av cell Ca 2+ och avskaffandet av det normala svaret mot ljus 34 , 35 . Denna följd av händelser beror inte på skador påFotoreceptorer genom dissektionsförfarandet, men snarare till den cellulära utarmningen av ATP. För att förhindra att denna följd av händelser inträffar och för att bibehålla normala ljusresponser, bör fotoreceptorerna inte utsättas för intensiva ljus, vilka förbrukar stora mängder ATP. NAD måste också ingå i inspelningspipetten, förmodligen för att underlätta ATP-produktion i mitokondrier 18 , 36 . För mätningar av spontana och kvanta stötar är ovanstående svårighet minimal eftersom endast dimljus används. I praktiken kan en stabil helcellsinspelning bibehållas i ~ 20-25 min, även om det finns en tendens att responskinetiken saktar ner under denna period. En enda beredning av dissocierad ommatidia kan förbli livskraftig i upp till 2 timmar.
En ytterligare brist på det isolerade ommatidiapreparatet är otillgängligheten för mikrovilli, vilket översätter till otillgängligheten hos TRP ochTRPL-kanaler till inspelningspipetten, förhindrande av enkanalsinspelningar. Med hjälp av en metod som de utvecklade lyckades Bacigalupo och kollegor att direkt registrera enkanalaktivitet från rhabdomere 37 . Denna kanalaktivitet skiljer sig emellertid från den för TRPL-kanaler som heterologt uttrycks i vävnadskulturceller 38 och från TRP-kanalaktivitet härrörande från skjuvbrusanalys erhållen från isolerad ommatidia 34 . Förmodligen skadade dissektionsförfarandet fotoreceptorcellerna vid användning av denna metod.
The authors have nothing to disclose.
Den experimentella delen av denna forskning stöddes av bidrag från USA-Israel Bi National Science Foundation (till BM och IL), Israel Science Foundation (ISF), Deutsch-Israelische Projektkooperation (DIP) (till BM) och bioteknik Och forskningsrådet för biologiska vetenskaper (BBSRC Grant-nummer: BB / M007006 / 1 och BB / D007585 / 1) till RCH
10 ml syringe | |||
5 ml syringe | |||
1 ml syringe with elongated tip | |||
Petri dish | 60 mm | ||
Silicone dissection dish/block | Dow Corning | Sylguard 184 Silicone Elastomer Kit | Throughly mix both components, pour into mould and cure for 2 hours at 60ᵒC |
Syringe filters | Millex | 22 µm PVDF filter | |
Capillaries (for omatidia separation) | Glass, 1.2 x 0.68 mm (~7.5 cm each) | ||
Polyethylene Tubing | Becton Dickinson | 1.57 x 1.14 mm (35 cm) | |
2 small beakers | 50 ml or less | ||
2 paraffin film sheets | Parafilm M | ~5 x 5 cm | |
Bath chamber | home made | ||
Cover slips | 22 x 22 mm No. 0 | ||
Paraplast Plus | Sigma | Paraffin – polyisobutylene mixture | To glue the coverslip onto the bottom of the bath chamber |
Ground | Warner Instruments | 64-1288 | Hybrid Assembly Ag-AgCl Wire Assembly |
Headless micro dissection needle | Entomology, 12 mm | ||
Micro dissecting needle holder | |||
Vise | |||
2 fine tweezers + 1 rough tweezers | Dumont #5, Biology | 0.05 x 0.02 mm, length 110 mm, Inox | |
Stereoscopic zoom Microscope | Nikon | SMZ-2B | |
Cold light source | Schott | KL1500 LCD | |
Filter (Color) for cold light source | Schott | RG620 | |
Delicate wipers | Kimtech | Kimwipes | |
Electrode holder | Warner Instruments | QSW-T10P | Q series Holders compatible with Axon amplifiers, straight body style |
Silver Wire | Warner Instruments | 0.25 mm diameter, needs to be chloridized | |
Micromanipulator | Sutter Instruments | MP 85 | Huxley-Wall Style Micromanipulator |
Faraday cage | home made | Electromagnetic noise shielding and black front curtain | |
Anti-vibration Table | Newport | VW-3036-OPT-01 | |
Osilloscope | GW | GOS-622G | |
Perfusion system | Warner Instruments | VC-8P | Pinch valve control system |
Perfusion valve controller | Scientific instruments | BPS-8 | |
Suction system | |||
Amplifier | Molecular Device | Axopatch-1D | |
Head-stage | Molecular Device | CV – 4 | Gain: x 1/100 |
A/D converter | Molecular Device | Digidata 1440A | |
Clampex | Molecular Device | 10 | software |
pCLAMP | Molecular Device | 10 | software |
Light source (Xenon Arc lamp) | Sutter Instruments | Lambda LS | |
Light detector | home made | phototransistor | |
Filter wheel and shutter controller | Sutter Instruments | Lambda 10-2 with a Uniblitz shutter | |
Filters (Natural density filter) | Chroma | 6,5,4,3,2,1,0.5,0.3 | |
Filter (Color) | Schott | OG590, Edge filter | |
Xenon Flash Lamp system | Dr. Rapp OptoElecftronic | JML-C2 | |
Light guide | Quartz | ||
Pulse generator | AMPI | Master 8 | |
Microscope | Olympus | IX71, Inverted | |
Red illumination filter (Microscope) | RG630 / RG645 ø45mm | ||
Microscope objective | Olympus | X60/0.9 UplanFL N air or X60/1.25 UplanFI oil | |
CCD Camera | Andor | iXon DU885K | |
NIS Element | Nikon | AR | software |
Ca+2 indicator | Invitrogen | Calcium green 5N | |
Excitation & emission filters and dichroic mirror | Chroma | 19002 – AT – GFP/FITC Longpass set | |
Vertical pipette puller | Narishige | Model PP83 | Use either vertical or horizontal puller, as preferred. |
Horizontal pipette puller | Sutter Instrument | Model P-1000 Flaming/Brown Micropipette Puller | |
Filament | Sutter Instrument | 3 mm trough or square box | |
Capillaries | Harvard Apparatus | borosilicate glass capillaries | 1 x 0.58 mm |