Summary

バンドウイルカ イルカ (バンドウイルカ) 精子: 異種には体外受精、凍結保存、コレクション

Published: August 21, 2017
doi:

Summary

ここでは、イルカの精子コレクション、凍結、卵子を使用して異種の体外受精パフォーマンスに正常に使用されているプロトコルを提案する.

Abstract

精子凍結保存イルカの使用する水生公園間の遺伝物質の交換が容易になります、精子を海洋哺乳類生殖の理解を深める研究所にアクセス可能になります。異種体外受精、相同の体外受精のための取り替えは、精子の受精能力のポテンシャルをテストする手段を提供できます。研究配偶子生理・初期胚の開発;貴重なイルカ卵子を得ることが困難であるの使用を避けること。ここでは、イルカの精子を凍結して正常に使用されているプロトコルを提案する.精液の採取は、訓練を受けたイルカの手動刺激によって実行されます。凍結は、グリセロールとトリス卵黄ベースのエクステンダーを使用して行われます。さらに、イルカの精子と卵子を使用して異種の体外受精について説明し、PCR を使用して作成された胚のハイブリッドな性格を検証するプロトコルを提案する.異種受精受精に疑問し、配偶子の生理学と初期胚発生を研究するツールとして使用することができます。また、異種の体外受精の成功は、イルカ精子の受精能力は、さらに検討の価値があるをテストするこの技術の可能性を示します。

Introduction

海洋哺乳類を含む野生動物の生殖補助医療技術の発達は悪い。精子受精成功を評価する機密性の高い手法の欠如は、イルカなどの種の生殖技術の遅い開発に貢献します。それまでなかった最近ハンドウイルカ (バンドウイルカ) の基本的な精液パラメーターが報告された1,2。ただし、運動性および形態などの変数は、広く使用されているが与える生殖効率に関する限定的な情報です。精子の質の最良の指標は、受精能力の評価です。

最近、私たちのグループでは、イルカ精子ゾナそのまま卵子3を使用して異種の体外受精後ハイブリッド胚形成および/または雄性前核形成を評価することによって可能性を肥やすことを評価するためにメソッドが使用されます。イルカ ウシ異種体外受精の使用相同体外受精に重要な利点は、それはイルカの卵子を得ることの難しさを克服し、十分にテストされた体外ウシ卵母細胞の成熟システムの使用が容易になります。種特異性を避けるためには、異種受精は通常 ZP の不在で行われます。それは卵黄膜と融合する精子の先体反応の能力の評価できますが、受精に関連するその他の機能の評価を損ないます。手順ゾナそのまま卵を使用し、次のパラメーターの評価を許可: 精子ゾナ バインディングと添付ファイル、浸透、多精子侵入、前核形成およびハイブリッド胚胸の谷間。

ここで、紹介イルカの精子機能の評価と同様、精液採取、基本的な精子分析、精子凍結のいくつかのプロトコル異種体外受精後男性の前核および/またはハイブリッド胚の形成を評価することによってソナをそのまま使用して卵子。

Protocol

倫理の声明: すべての実験プロシージャが審査し、承認機関動物ケアとセルバンテス ナシオナル ・ デ ・危惧 y テクノロジー Agraria y Alimentaria (INIA) の利用委員会。再生研究のためまたは動物福祉法海棲哺乳動物のケアのために社会によって採用されているケアと実験動物の使用のためのガイドにしたがってすべての実験を行った. 1。 イルカ精液採取し凍結保存 <…

Representative Results

すべての結果、テーブルとここで紹介する数字 (1 と 2) は、許可3で再現されました。 イルカ精子凍結融解後高運動性があります。 イルカの凍結・融解後の射精は、84.5 ± 5.3 合計運動と 69.1 ± 5.1 進歩的な運動精子の割合 (% ± SD) を示した。運動面ではこれらの数…

Discussion

多くの異なった哺乳類種類の凍結・融解後の精子を使用するさまざまな利点があります。貴重な遺伝物質、世界的な流通の可能性、汚染、低リスク、雄性配偶子を何十年も維持するために機能を転送する機能が含まれます。この種は CITES Appendix 2、トランスポートおよび別の水生公園の間の動物の交換を制限の下で保護されているために、バンドウイルカが、凍結保存精子の使用が欠かせま?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

経済競争力 (AGL2015-70140-R + Rizos に)、a. グティエレス アダンと j. f. ペレス Gutiérrez に AGL2015 66145R とセネカ ムルシア財団 (グラント 20040/生殖/16 f. ガルシア ・ バスケスに) スペイン語省によって資金が供給された彼の作品

Materials

FERT-TALP medium Merck
TCM-199 Sigma M-4530
Hoechst 33342 Sigma B-2261
4-well dishes Nunc 176740
Density gradient BoviPure Nidacon International BP-100
Washing solution Boviwash Nidacon International BW-100
Magnesium chloride Promega A35 1H
Sterile water Mili Q sintesis A10 Millipore A35 1H
Buffer Tris Borate EDTA Sigma T4415
MB agarose Biotools 20.012
5X GoTaq flexi buffer Mili Q sintesis A10 Millipore M 890 A
MB agarose Biotools 20.012
Taq polymerase Promega
SafeView NBS Biologicals Ltd. M 890 A
Makler counting chamber Sefi Medical
Thoma chamber Hecht-Assistant
pHmeter MicropH 2000 Crison Instruments
Osmometer Advanced micro osmometer 3300 Norwood
Computer assisted sperm analysis system Projectes y Serveis R+D
Stereomicroscope MZ 95 Leica
Epifluorescent optics Eclipse Te300 Nikon
Confocal assistant 4.02 software Bio-Rad 3D analysis software
Confocal laser scanning microscopy Bio-Rad
Micropippetes (P2. P20, P200, P1000) Gilson
Microcentrifuge tubes VWR
UV iluminator Bio-Rad
PCR Thermal cycler Primus 96 Plus MWG AG Biotech

References

  1. Montano, G. A., et al. Evaluation of motility, membrane status and DNA integrity of frozen-thawed bottlenose dolphin (Tursiops truncatus) spermatozoa after sex-sorting and recryopreservation. Reproduction. 143 (6), 799-813 (2012).
  2. Sánchez-calabuig, M. J., et al. Validation of a field based chromatin dispersion assay to assess sperm DNA fragmentation in the bottlenose dolphin (Tursiops truncatus). Reprod Domest Anim. 49 (5), 761-768 (2014).
  3. Sánchez-calabuig, M. J., et al. Heterologous murine and bovine IVF using bottlenose dolphin (Tursiops truncatus) spermatozoa. Theriogenology. 84 (6), 983-994 (2015).
  4. Keller, K. V. Training of the Atlantic bottlenose dolphins (Tursiops truncatus) for artificial insemination. IAAAM. 14 (22), 22-24 (1986).
  5. Robeck, T. R., O’brien, J. K. Effect of cryopreservation methods and precryopreservation storage on bottlenose dolphin (Tursiops truncatus) spermatozoa. Biol Reprod. 70 (5), 1340-1348 (2004).
  6. Coy, P., et al. Hardening of the zona pellucida of unfertilized eggs can reduce polyspermic fertilization in the pig and cow. Reproduction. 135 (1), 19-27 (2008).
  7. Seager, S., W, G., Moore, L., Platz, C., Kirby, V. Semen collection (electroejaculation), evaluation and freezing in the Atlantic bottlenose dolphin (Tursiops truncatus). Proceedings of the American Association of Zoo Veterinarians. 136, (1981).
  8. Schroeder, J. P., Leatherwood, S., Reeves, R. R. Breeding Bottlenose Dolphins in captivity. The Bottlenose dolphin. , 447-460 (1990).
  9. Sánchez-Calabuig, M. J., et al. Effect of cryopreservation on the sperm DNA fragmentation dynamics of the bottlenose dolphin (Tursiops truncatus). Reprod Domest Anim. 50 (2), 227-235 (2015).
  10. Robeck, T. R., et al. Estrous cycle characterisation and artificial insemination using frozen-thawed spermatozoa in the bottlenose dolphin (Tursiops truncatus). Reproduction. 129 (5), 659-674 (2005).
  11. Robeck, T. R., et al. Development and evaluation of deep intra-uterine artificial insemination using cryopreserved sexed spermatozoa in bottlenose dolphins (Tursiops truncatus). Anim Reprod Sci. 139 (1-4), 168-181 (2013).
  12. Schroeder, J. P., Leatherwood, S., Reeves, R. R. Breeding Bottlenose Dolphins in captivity. The Bottlenose dolphin. , 447-460 (1990).
  13. Madeddu, M., et al. Effect of cooling rate on the survival of cryopreserved rooster sperm: Comparison of different distances in the vapor above the surface of the liquid nitrogen. Anim Reprod Sci. , (2016).

Play Video

Cite This Article
Sánchez-Calabuig, M. J., García-Vázquez, F. A., Laguna-Barraza, R., Barros-García, C., García-Parraga, D., Rizos, D., Gutiérrez Adan, A., Pérez-Gutíerrez, J. F. Bottlenose Dolphin (Tursiops truncatus) Spermatozoa: Collection, Cryopreservation, and Heterologous In Vitro Fertilization. J. Vis. Exp. (126), e55237, doi:10.3791/55237 (2017).

View Video