Summary

تطوير اللعابية الأجسام المضادة المناعية المتعددة لقياس التعرض البشري للمسببات البيئية

Published: September 12, 2016
doi:

Summary

In the current climate of scarce resources, new technologies are emerging that allow researchers to conduct studies cheaper, faster and with more precision. Here we describe the development of a bead-based salivary antibody multiplex immunoassay to measure human exposure to multiple environmental pathogens simultaneously.

Abstract

مسببات وآثار تعرض الإنسان لمسببات الأمراض البيئية يشكل مصدر قلق كبير في جميع أنحاء العالم، وهكذا، فإن القدرة على تقييم فعالية النهج الإنتاجية العالية التعرض والالتهابات باستخدام التكلفة ستكون لا غنى عنه. توضح هذه المخطوطة تطوير وتحليل المناعه تعدد الإرسال القائم على حبة قادرة على قياس وجود الأجسام المضادة في لعاب الإنسان لمسببات الأمراض متعددة في وقت واحد. اللعاب هو جاذبية خاصة في هذا الطلب لأنه موسع، أرخص وأسهل لجمع من المصل. اقترنت مستضدات من مسببات الأمراض البيئية المجهرية carboxylated (الخرز) وتستخدم لقياس الأجسام المضادة في كميات صغيرة جدا من عينات لعاب الإنسان استخدام، حل مرحلة الفحص القائمة على حبة. وإلى جانب الخرز مع مستضدات من العطيفة الصائمية، هيليكوباكتر بيلوري، التوكسوبلازما، noroviruses (G I.1 وG II.4) والتهاب الكبد الوبائي أ. لضمان أن المستضدات واقترنت بما فيه الكفاية لالخرز، تم تأكيد اقتران باستخدام أنواع محددة، والأجسام المضادة القبض الأساسي المشتقة من الحيوانات، تليها الحضانة مع المعقدة البيروكسيديز مكافحة أنواع الأجسام المضادة كشف الثانوية ومراسل streptavidin-R-فيكوإيريترين (SAPE). كوسيلة لمراقبة لقياس غير محددة وملزمة، كان يعالج مجموعة واحدة حبة مطابق للآخرين إلا لم تترافق إلى أي مستضد. وثم حضنت الخرز جانب مستضد والسيطرة مع عينات من اللعاب البشري التي جمعت بأثر رجعي، تقاس على محلل عالية الإنتاجية على أساس مبادئ التدفق الخلوي، وقياس وجود الأجسام المضادة للكل مستضد في وحدات كثافة الوسيط الإسفار (MFI) . هذا المناعية تعدد الإرسال لديها عدد من المزايا، بما في ذلك المزيد من البيانات مع أقل عينة. خفض التكاليف والعمل؛ والقدرة على تخصيص فحص للعديد من الأهداف المثيرة للاهتمام. وتشير النتائج إلى أن المناعية تعدد الإرسال اللعاب قد تكون قادرة على تحديد التعرض والالتهابات السابقة، التي يمكن أن تكون especiaمفيد LLY في دراسات المراقبة التي تنطوي على البشر كبير.

Introduction

ثمانية وثمانين في المئة من الأمراض المرتبطة بالإسهال في جميع أنحاء العالم ويرتبط مع التعرض البشري للمياه الملوثة، الأغذية غير المأمونة، وسوء الصرف الصحي / النظافة، مما تسبب في ما يقرب من 1.5 مليون حالة وفاة، وغالبيتهم من الأطفال 1. وهذا هو السبب الرئيسي للقلق لمسؤولي الصحة العامة وصانعي السياسات. في محاولة لتقصي حالات التعرض والأمراض المرتبطة المنقولة عن طريق المياه ومسببات الأمراض البيئية الأخرى، وضعنا المناعية تعدد الإرسال لقياس الأجسام المضادة في العينات البشرية 2-4. ويمكن تطبيق هذا الأسلوب لدراسات وبائية لتحديد تعرض الإنسان لهذه الجراثيم، وتحديد أفضل التهابات immunoprevalence وقوع الحادث.

اللعاب يبشر بالخير الكبير كبديل للمصل للأبحاث العلامات البيولوجية البشرية. ومن بين مزايا استخدام اللعاب هي غير الغازية وسهولة جمع العينات، وانخفاض التكلفة، ويمكن بسهولة أن تجمع عينات من الأطفال 5-7 </ سوب>. وقد تم دراسة عينات من مصل الدم واللعاب على نطاق واسع عن الأجسام المضادة ضد ه. بيلوري 2،3،8، المتصورة المنجلية المتحولة الحالة للنسج 10، كريبتوسبوريديم بارفم 3،11، العقدية الالتهاب الرئوي 12 وفيروسات التهاب الكبد A و C 13-14، noroviruses 2-4،15، T. التوكسوبلازما 2-4 وحمى الضنك فيروس 16، وفيروس نقص المناعة البشرية (HIV) 17، والإشريكية القولونية O157: H7 18.

والمناعية تعدد الإرسال يسمح لتحليل التحاليل متعددة في وقت واحد داخل حجم العينة واحد وخلال دورة واحدة أو التشغيل. مستضدات المضاعفة من C. الصائمية، T. التوكسوبلازما، H. pylori واستخدمت التهاب الكبد الوبائي أ، واثنين من noroviruses لقياس البشري اللعاب مفتش 2-4 وايغا 3،4 والبلازما مفتش 2،3 استجابات الأجسام المضادة لهذه الجراثيم باستخدامالقائم على حبة المناعية الإرسال المتعدد. عندما تستخدم بالاقتران مع الدراسات الوبائية من التعرض للميكروبات في الماء والتربة والغذاء، ونوع من الفحص وصفها في هذه الدراسة قد توفر معلومات قيمة لتعزيز فهم الالتهابات التي تسببها الجراثيم البيئية. وعلاوة على ذلك، البيانات الأجسام المضادة اللعابية تم الحصول عليها من هذه الدراسات يمكن استخدامها لتحسين نماذج تقييم المخاطر 19-22.

Protocol

تم الحصول على موافقة من مجلس المراجعة المؤسسية (IRB # 08-1844، جامعة نورث كارولاينا في تشابل هيل، NC، الولايات المتحدة الأمريكية) لجمع عينات من اللعاب فلعية حفز من مرتادي الشواطئ في بوكيرون بيتش، وبورتوريكو، وذلك كجزء من الولايات المتحدة وكالة حماية البيئة (وكالة حماية ال?…

Representative Results

تم استخدام مجموعة واحدة حبة فريد كوسيلة لمراقبة لقياس غير محددة وملزمة وعينة لعينة التباين. تم علاج هذه الخرز بشكل مطابق للمستضد إلى جانب حبات باستثناء أنهم لا حضنت مع أي مستضد في خطوة اقتران. تم إزالة القيم المؤسسة> 500 تم الحصول عليها من الخرز السي…

Discussion

وتشير هذه النتائج إلى أن الطريقة المناعية تعدد الإرسال مفيد للتمييز بين عينات اللعاب التي immunopositive أو immunonegative. لتحديد مناعة، وضعت النقطة الفاصلة واحدة عن طريق حساب متوسط ​​زائد ثلاثة انحرافات معيارية من سجل حولت الردود مؤسسات التمويل الأصغر من الخرز وفكت السيطرة ا?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Clarissa Curioso was supported through an appointment to the Research Participation Program at the U.S. Environmental Protection Agency administered by the Oak Ridge Institute for Science and Education through an interagency agreement between the U.S. Department of Energy and U.S. EPA.

Materials

Equipment and Software
Microcentrifuge Thermo Electron Corporation 75002446 Used to centrifuge samples
Vortex Mixer VWR G560 Used to mix samples
Sonicator (mini) Fisher Scientific 15-337-22 Used to separate beads
Pipettors P10, P20, P100, P1000, 8 ch. Capp Various
Hemacytometer (Bright Line) Housser Scientific  3200 Used to count coupled beads
Multiscreen Vacuum Manifold Millipore MSVMHTS00 Used in washing steps to remove supernatant
MicroShaker VWR 12620-926 Used to agitate beads during incubations
Tube rack (1.5mL and 0.5mL) (assorted) VWR 30128-346
Weighing Scale Mettler or other Used to measure wash reagents for making buffers
Dynabead Sample Mixer Invitrogen 947-01 Used during coupling incubation step
MatLab (R2014b) The MathWorks, Inc. Used to analyze antibody response data
Microsoft Excel 2014 Microsoft Corporation Used to analyze antibody response data
Luminex Analyzer with xPonent 3.1 software Luminex Corporation LX200-XPON3.1 Instrument and software used to run assay
Antigens
GI.1 Norwalk Virus : p-particle Xi Jiang (CCHMC)* NA  *Cincinnati Childrens' Hospital. Final conc. 5 µg.
GII.4 Norovirus VA387 : p-particle Xi Jiang (CCHMC)* NA  *Cincinnati Childrens' Hospital. Final conc. 5 µg.
Hepatitis A Virus : grade II concentrate from cell culture Meridian Life Sciences 8505 Antigen coupled at 100 µg
Helicobacter pylori : lysate Meridian Life Sciences R14101 Antigen coupled at 25 µg
Toxoplasma gondii : recombinant p30 (SAG1) Meridian Life Sciences R18426 Antigen coupled at 25 µg
Campylobacter jejuni : heat killed whole cells KPL 50-92-93 Antigen coupled at 50 µg
Primary Antibodies
Guinea pig anti-Norovirus (CCHMC)* NA Used for coupling confirmation
Mouse anti-Hepatitis A IgG Meridian Life Sciences C65885M Used for coupling confirmation
Mouse anti-Hepatitis A IgG Meridian Life Sciences C65885M Used for coupling confirmation
BacTraceAffinity Purified Antibody to Helicobacter pylori KPL 01-93-94 Used for coupling confirmation
Goat pAb to Toxoplasma gondii Abcam Ab23507 Used for coupling confirmation
BacTrace Goat anti-Campylobacter species KPL 01-92-93 Used for coupling confirmation
Secondary  Antibodies
Biotin-SP-Conjugated AffiniPure Donkey anti-Goat IgG (H+L) Jackson 705-065-149 Used for coupling confirmation
Biotinylated Rabbit anti-Goat IgG (H+L) KPL 16-13-06 Used for coupling confirmation
Biotinylated Goat anti-Mouse IgG (H+L) KPL 16-18-06 Used for coupling confirmation
Affinity Purified Antibody Biotin Labeled Goat anti-Rabbit IgG(H+L) KPL 176-1506 Used for coupling confirmation
Affinity Purified Antibody Biotin Labeled Goat anti-Human IgG(ᵞ)  KPL 16-10-02 Used for Salivary Immunoassay
Consumables
1.5 mL copolymer microcentrifuge tubes USA Scientific 1415-2500 Used as low binding microcentrifuge tubes
10 µL pipette tip refills BioVentures 5030050C
200 µL pipette tip refills BioVentures 5030080C
1000 µL pipette tip refills BioVentures 5130140C
Aluminum foil Various Vendors Used keep beads in the dark during incubations
Deep Well plates VWR 40002-009 Used for diluting saliva samples
Multiscreen Filter Plates Millipore MABVN1250 Used to run assays
Oracol saliva collection system Malvern Medical Developments Limited Used for saliva collection
Reagents
Carboxylated microspheres (beads) Luminex Corporation Dependent on bead set Antigens are coupled to the microspheres
EDC (1-ethyl-3-[3dimethylaminopropyl] carbodiimide hydrochloride) Pierce 77149 or 22980 Used in bead activation
Sulfo-NHS (N-hydroxysulfosuccinimide) Pierce 24510 Used in bead activation
Steptavidin-R-phycoerythrin (1mg/mL) Molecular Probes S-866 Used as reporter
MES (2-[N-Morpholino]ethanesulfonic acid) Sigma M-2933 Used for coupling
Tween-20 (Polyoxyethylenesorbitan monolaurate) Sigma P-9416 Used in wash buffer to remove non-specific binding
Protein Buffers
PBS-TBN Blocking/ Storage Buffer (PBS, 0.1% BSA, 0.02% Tween-20, 0.05% Azide, pH 7.4)** Filter Sterilize and store at 4°C
PBS, pH 7.4 Sigma P-3813 138 mM NaCl, 2.7 mM KCl
BSA Sigma A-7888 0.1% (w/v)
Tween-20 Sigma P-9416 0.2% (v/v)
Sodium Azide (0.05% azide)** Sigma S-8032 **Caution: Sodium azide is acutely toxic. Avoid contact with skin and eyes. Wear appropriate PPE's. Dispose of according to applicable laws.
MES/ Coupling Buffer (0.05 M MES, pH 5.0)
MES (2-[N-Morpholino]ethanesulfonic acid) Sigma S-3139
5 N NaOH Fisher SS256-500
Assay Buffer (PBS, 1% BSA, pH 7.4)  Filter Sterilize and store at 4°C
PBS, 1% BSA, pH 7.4 Sigma P-3688 138 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 1% BSA
Activation Buffer (0.1 M NaH2PO4, pH 6.2) Filter Sterilize and store at 4°C
NaH2PO4 (Sodium phosphate, monobasic anhydrous) Sigma S-3139 0.1M NaH2PO4
5 N NaOH Fisher SS256-500
Wash Buffer (PBS, 0.05% Tween-20, pH 7.4) Filter Sterilize and store at 4°C
PBS, 0.05% Tween-20, pH 7.4 Sigma P-3563 138 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 0.05% TWEEN

References

  1. Prüss-Üstün, A., Gore, F., Bartram, J. . Safer water, better health: costs, benefits and sustainability of interventions to protect and promote health. , (2008).
  2. Augustine, S., et al. Statistical approaches to developing a multiplex immunoassay for determining human exposure to environmental pathogens. J Immunol Methods. 425, 1-9 (2015).
  3. Griffin, S., et al. Application of salivary antibody immunoassays for the detection of incident infections with Norwalk virus in a group of volunteers. J Immunol Methods. 424, 53-63 (2015).
  4. Griffin, S., Chen, I., Fout, G., Wade, T., Egorov, A. Development of a multiplex microsphere immunoassay for the quantitation of salivary antibody responses to selected waterborne pathogens. J Immunol Methods. 364 (1-2), 83-93 (2011).
  5. Ferguson, D. Current diagnostic uses of saliva. J Dent Res. 66, 420-424 (1987).
  6. Mandel, I. The diagnostic uses of saliva. J Oral Pathol Med. 19, 119-125 (1990).
  7. Malamud, D. Saliva as a Diagnostic Fluid. Brit Med J. 305, 207-208 (1992).
  8. Ballam, L., et al. Western blotting is useful in the salivary diagnosis of Helicobacter pylori infection. J Clin Pathol. 53, 314-317 (2000).
  9. Estevez, P., Satoguina, J., Nwakanma, D., West, S., Conway, D., Drakeley, C. Human saliva as a source of anti-malarial antibodies to examine population exposure to Plasmodium falciparum. Malar J. 10, 104 (2011).
  10. Abd-Alla, M., Jackson, T., Reddy, S., Ravdin, J. Diagnosis of invasive amebiasis by enzyme-linked immunosorbent assay of saliva to detect amebic lectin antigen and anti-lectin immunoglobulin G antibodies. J Clin Microbiol. 38 (6), 2344-2347 (2000).
  11. Toyoguchi, A., et al. Antibody reactivity to Cryptosporidium parvum in saliva of calves after experimental infection. J Vet Med Sci. 62 (11), 1231-1234 (2000).
  12. Choo, S., Zhang, Q., Seymour, L., Akhtar, S., Finn, A. Primary and booster salivary antibody responses to a 7-valent pneumococcal conjugate vaccine in infants. J Infect Dis. 182 (4), 1260-1263 (2000).
  13. Tourinho, R., et al. Importance of the cutoff ratio for detecting antibodies against hepatitis A virus in oral fluids by enzyme immunoassay. J Virol Methods. 173 (2), 169-174 (2011).
  14. Moorthy, M., Daniel, H., Kurian, G., Abraham, P. An evaluation of saliva as an alternative to plasma for the detection of hepatitis C virus antibodies. Indian J Med Microbiol. 26 (4), 327-332 (2008).
  15. Moe, C., Sair, A., Lindesmith, L., Estes, M., Jaykus, L. Diagnosis of norwalk virus infection by indirect enzyme immunoassay detection of salivary antibodies to recombinant norwalk virus antigen. Clin Diagn Lab Immunol. 11 (6), 1028-1034 (2004).
  16. Yap, G., Sil, B., Ng, L. Use of saliva for early dengue diagnosis. PLoS Negl Trop Dis. 5 (5), e1046 (2011).
  17. Schramm, W., Angulo, G., Torres, P., Burgess-Cassler, A. A simple saliva-based test for detecting antibodies to human immunodeficiency virus. Clin Diagn Lab Immunol. 6 (4), 577-580 (1999).
  18. Chart, H., Perry, N., Willshaw, G., Cheasty, T. Analysis of saliva for antibodies to the LPS of Escherichia coli O157 in patients with serum antibodies to E. coli O157 LPS. J Med Microbiol. 52 (Pt 7), 569-572 (2003).
  19. Ashbolt, N., Bruno, M. Application and refinement of the WHO risk framework for recreational waters in Sydney, Australia. J Water Health. 1 (3), 125-131 (2003).
  20. Westrell, T., Schonning, C., Stenstrom, T., Ashbolt, N. QMRA (quantitative microbial risk assessment) and HACCP (hazard analysis and critical control points) for management of pathogens in wastewater and sewage sludge treatment and reuse. Water Sci Technol. 50 (2), 23-30 (2004).
  21. Ashbolt, N. Microbial contamination of drinking water and disease outcomes in developing regions. Toxicology. 198 (1-3), 229-238 (2004).
  22. Eisenberg, J., Soller, J., Scott, J., Eisenberg, D., Colford, J. A dynamic model to assess microbial health risks associated with beneficial uses of biosolids. Risk Anal. 24, 221-236 (2004).
  23. Wade, T. J., et al. . Report on 2009 National Epidemiologic and Environmental Assessment of Recreational Water Epidemiology Studies, US EPA. US EPA Report Number: EPA/600/R-10/168: US EPA2011. , (2011).
  24. Fujii, Y., et al. Serological surveillance development for tropical infectious diseases using simultaneous microsphere-based multiplex assays and finite mixture models. PLoS Negl Trop Dis. 8, e3040 (2014).
  25. Rota, M., Massari, M., Gabutti, G., Guido, M., De Donno, A., Ciofi degli Atti, M. Measles serological survey in the Italian population: interpretation of results using mixture model. Vaccine. 26 (34), 4403-4409 (2008).
  26. Vyse, A., Gay, N., Hesketh, L., Pebody, R., Morgan-Capner, P., Miller, P. Interpreting serological surveys using mixture models: the seroepidemiology of measles, mumps and rubella in England and Wales at the beginning of the 21st century. Epidemiol Infect. 134 (6), 1303-1312 (2006).
  27. Baughman, A., et al. Establishment of diagnostic cutoff points for levels of serum antibodies to pertussis toxin, filamentous hemagglutinin, and fimbriae in adolescents and adults in the United States. Clin Diagn Lab Immunol. 11 (6), 1045-1053 (2004).
  28. Clotilde, L., Bernard, C., Hartman, G., Lau, D., Carter, J. Microbead-based immunoassay for simultaneous detection of Shiga toxins and isolation of Escherichia coli O157 in foods. J Food Prot. 74 (3), 373-379 (2011).
  29. . . Luminex User Software Manual (RUO) xPONENT 3.1 Rev. 2. 3, 6-102 (2014).
  30. Waterboer, T., Sehr, P., Pawlita, M. Suppression of non-specific binding in serological Luminex assays. J Immunol Methods. 309 (1-2), 200-204 (2006).

Play Video

Cite This Article
Augustine, S. A. J., Eason, T. N., Simmons, K. J., Curioso, C. L., Griffin, S. M., Ramudit, M. K. D., Plunkett, T. R. Developing a Salivary Antibody Multiplex Immunoassay to Measure Human Exposure to Environmental Pathogens. J. Vis. Exp. (115), e54415, doi:10.3791/54415 (2016).

View Video