Summary

Implantation et enregistrement de Wireless Électrorétinogramme et potentiel évoqué visuel chez des rats conscients

Published: June 29, 2016
doi:

Summary

Nous montrons les procédures d'implantation et d'enregistrement chirurgicales pour mesurer des signaux électrophysiologiques visuels de l'oeil (électrorétinogramme) et le cerveau (visuel potentiel évoqué) chez des rats conscients, ce qui est plus analogue à la condition humaine où les enregistrements sont effectués sans anesthésie confond.

Abstract

L'électrorétinogramme-plein champ (ERG) et potentiel évoqué visuel (VEP) sont des outils utiles pour évaluer la rétine et de l'intégrité de la voie visuelle dans les deux paramètres cliniques et de laboratoire. Actuellement, les mesures ERG et VEP précliniques sont effectués avec l'anesthésie pour assurer des placements d'électrodes stables. Cependant, la présence de l'anesthésie a été montré pour contaminer les réponses physiologiques normales. Pour surmonter ces facteurs confusionnels d'anesthésie, nous développons une nouvelle plate-forme pour tester ERG et VEP chez des rats conscients. Les électrodes sont implantés chirurgicalement sous-conjonctivale sur l'oeil pour analyser l'ERG et épidurale sur le cortex visuel pour mesurer la VEP. Une gamme d'amplitude et de sensibilité / paramètres de synchronisation sont analysés à la fois l'ERG et VEP à accroître les énergies lumineuses. Les signaux ERG et VEP sont présentés pour être stable et reproductible pendant au moins 4 semaines après l'implantation chirurgicale. Cette capacité à enregistrer des signaux ERG et VEP sans anesthésie déconcerte dans les s précliniquesise devrait fournir une traduction de qualité supérieure à des données cliniques.

Introduction

L'ERG et VEP sont peu invasive dans des outils in vivo pour évaluer l'intégrité des voies rétiniennes et visuelles respectivement en laboratoire et en clinique. Le plein champ ERG donne une forme d' onde caractéristique qui peut être décomposé en différentes composantes, chaque élément représentant différentes classes de cellules de la voie 1,2 rétinienne. Le classique-plein champ ERG forme d' onde est constitué d'une pente initiale négative (a-ondes), qui a été montré pour représenter photorécepteur activité post exposition à la lumière 2-4. L'une onde est suivie par une forme d' onde positif substantiel (b-ondes) qui reflète l' activité électrique de la rétine centrale, principalement les cellules ON-bipolaires 5-7. En outre, on peut faire varier l' énergie lumineuse et inter-impulsion-intervalle pour isoler cône à partir des réponses de la tige 8.

Le flash VEP représente des potentiels électriques de la tige du cortex et du cerveau visuel en réponse à une stimulation lumineuse de la rétine9,10. Cette forme d' onde peut être décomposé en composants précoces et tardifs, avec le composant début reflétant l' activité des neurones de la voie rétino-geniculo-striée 11-13 et la fin du composant représentant le traitement cortical effectué dans diverses strates V1 chez le rat 11,13. Par conséquent la mesure simultanée de l'ERG et VEP renvoie l'évaluation complète des structures impliquées dans la voie visuelle.

À l'heure actuelle, afin d'enregistrer l'électrophysiologie chez l'animal, l'anesthésie est utilisé pour permettre le placement stable d'électrodes. Il y a eu des tentatives pour mesurer ERG et VEP chez des rats conscients 14-16 , mais ces études employé une installation filaire, ce qui peut être lourd et peut conduire à un stress des animaux en restreignant le mouvement des animaux et le comportement naturel 17. Avec les récents progrès dans la technologie sans fil, y compris l'amélioration de la miniaturisation et de la vie de la batterie, il est maintenant possible de mettre en œuvre une approche de télémétrie pour ERG und 'enregistrement de VEP, ce qui diminue le stress associé à des enregistrements filaires et l'amélioration de la viabilité à long terme. Entièrement intériorisées stables implantations de sondes télémétriques ont prouvé leur efficacité pour la surveillance chronique de la température, de la pression artérielle 18, l' activité 19 ainsi que l' électroencéphalographie 20. Ces avancées technologiques contribueront également à la répétabilité et la stabilité des enregistrements conscients, ce qui augmente l'utilité de la plate-forme pour les études chroniques.

Protocol

Éthique déclaration: Les expérimentations animales ont été menées en conformité avec le Code australien pour le soin et l' utilisation des animaux à des fins scientifiques (2013). approbation éthique des animaux a été obtenue auprès du Comité d'éthique animale, Université de Melbourne. Les matériaux sont ici pour des expériences de laboratoire, et non destinés à un usage médical ou vétérinaire. 1. Electrodes Préparation Remarque: un émetteur à trois canaux …

Representative Results

La réponse du photorécepteur est analysée en ajustant une gaussienne retardée du bord d' attaque de la branche descendante initiale de la réponse ERG aux 2 derniers énergies lumineuses (1,20, 1,52 log csm -2) pour chaque animal, basé sur le modèle de Lamb et Pugh 22, formulé par Hood et Birch 23. Cette formule renvoie une amplitude et d' un paramètre de sensibilité (figure 1C et 1D, respectivement). Une…

Discussion

En raison de la nature très peu invasive de l'électrophysiologie visuelle, et VEP enregistrements d'ERG chez des patients humains sont effectuées dans des conditions conscientes et ne nécessitent l'utilisation d'anesthésiques topiques pour le positionnement des électrodes. En revanche, électrophysiologie visuelle dans des modèles animaux est classiquement réalisée sous anesthésie générale pour permettre le placement des électrodes stables en éliminant les mouvements oculaires volontaires e…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

JC would like to acknowledge the David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne for financial support in writing this manuscript. Funding for this project was provided by an ARC Linkage grant 100200129 (BVB, AJV, CTON).

Materials

Bioamplifier ADInstruments ML 135 Amplifies ERG and VEP signals
Carboxymethylcellulose sodium 1.0% Allergan CAS 0009000-11-7 Maintain corneal hydration during surgery
Carprofen 0.5% Pfizer Animal Health Group CAS 53716-49-7 Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment
Chlorhexadine 0.5% Orion Laboratories 27411, 80085 Disinfection of surgical instrument
Cyanoacrylate gel activator RS components 473-439 Quickly dries cyanoacrylate gel
Cyanocrylate gel  RS components 473-423 Fix stainless screws to skull
Dental burr Storz Instruments, Bausch and Lomb E0824A Miniature drill head of ~0.7mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws
Drill Bosch Dremel 300 series Automatic drill for trepanning
Enrofloxin Troy Laboratories Prophylactic antibiotic post surgey
Ganzfeld integrating sphere Photometric Solutions International Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size
Gauze swabs Multigate Medical Products Pty Ltd 57-100B Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery
Isoflurane 99.9% Abbott Australasia Pty Ltd CAS 26675-46-7 Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery
Kenacomb ointment Aspen Pharma Pty Ltd To reduce skin irritation and itching after surgery
Luxeon LEDs Phillips Lighting Co. For light stimulation, twenty 5 watt and one 1 watt LEDs, controlled by Scope software
Needle (macrosurgery) World Precision Instruments 501959 for suturing abdominal and head surgery, used with 3-0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15mm
Needle holder (macrosurgery) World Precision Instruments 500224 To hold needle during abdominal and head surgery
Needle holder (microsurgery) World Precision Instruments 555419NT To hold needle during ocular surgery
Optiva catheter Smiths Medical International LTD 16 or 21 G Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva
Povidone iodine 10% Sanofi-Aventis CAS 25655-41-8 Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 mL
Powerlab data acquisition system ADInstruments ML 785 Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter
Proxymetacaine 0.5% Alcon Laboratories  CAS 5875-06-9 Topical ocular analgesia
Restrainer cutom made Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. 
Scapel blade R.G. Medical Supplies SNSM0206 For surgical incision
Scissors (macrosurgery) World Precision Instruments 501225 for cutting tissue on the abodmen and forhead
Scissors (microsurgery) World Precision Instruments 501232 To dissect the conjunctiva for electrode attachment
Scope Software ADInstruments version 3.7.6 Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data
Shaver Oster Golden A5 Shave fur from surgical areas
Stainless streel screws  MicroFasteners L001.003CS304 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length 
Stereotaxic frame David Kopf Model 900 A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull
Surgical drape Vital Medical Supplies GM29-612EE Ensure sterile enviornment during surgery
Suture (macrosurgery) Ninbo medical needles 3-0 for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60cm
Suture needle (microsurgery) Ninbo medical needles 8-0 or 9-0 for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1×5, 30cm
Telemetry data converter  DataSciences International R08 allows telemetry signal to interface with data collection software
Telemetry Data Exchange Matrix DataSciences International Gathers data from transmitters, pair with receiver
Telemetry data receiver DataSciences International RPC-1 Receives telemetry data from transmitter
Telemetry transmitter DataSciences International F50-EEE 3 channel telemetry transmitter
Tropicamide 0.5% Alcon Laboratories  Iris dilation
Tweezers (macrosurgery) World Precision Instruments 500092 Manipulate tissues during abdominal and head surgery
Tweezers (microsurgery) World Precision Instruments 500342 Manipulate tissues during ocular surgery

References

  1. Frishman, L. J. . Origins of the Electroretinogram. , (2006).
  2. Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
  3. Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
  4. Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
  5. Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
  6. Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
  7. Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
  8. Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
  9. Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
  10. Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
  11. Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
  12. Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
  13. Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
  14. Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
  15. Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
  16. Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
  17. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  18. Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
  19. Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
  20. Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
  21. He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
  22. Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
  23. Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
  24. Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172 (2013).
  25. Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
  26. Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
  27. Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
  28. Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W., Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. Xylazine-induced pulmonary edema in rats. Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).
  29. Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).

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Charng, J., He, Z., Bui, B., Vingrys, A., Ivarsson, M., Fish, R., Gurrell, R., Nguyen, C. Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats. J. Vis. Exp. (112), e54160, doi:10.3791/54160 (2016).

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