Erfolgreiche orthotope Lebertransplantation bei Mäusen mittels Mikrocomputertomographie-Angiographie

Männliche C57BL/6J-Mäuse (30 g Körpergewicht) wurden unter pathogenfreien Bedingungen in der Nationwide Children’s Hospital Animal Facility untergebracht. Alle Verfahren wurden gemäß dem Leitfaden der NIH und des National Research Council für die humane Pflege und Verwendung von Labortieren und mit Genehmigung des Nationwide Children’s Hospital Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC-Protokoll AR17-00045) auf humane Weise durchgeführt. In der Materialtabelle finden Sie Einzelheiten zu allen Materialien, Instrumenten und Geräten, die in diesem Protokoll verwendet werden. 1. Ersteinrichtung für die Transplantationschirurgie Richten Sie chirurgische Geräte ein.Richten Sie chirurgische Überwachungsgeräte (z. B. Herzfrequenzmessgerät, Pulsox, modulares Monitorsystem) und Anästhesiegeräte ein. Falls vorhanden, schalten Sie das chirurgische Warmhaltebrett auf 42 °C ein. Stellen Sie sicher, dass Beatmungs- und Anästhesiegeräte eingeschaltet sind, um den Isofluran-Verdampfer zu erwärmen. Füllen Sie das Anästhesiereservoir mit 30 ml flüssigem Isofluran und stellen Sie sicher, dass das Beatmungsgerät an den Sauerstoff angeschlossen ist.HINWEIS: In diesem Protokoll intubieren wir das Tier nicht; Verwenden Sie nur einen Nasenkegel zur Sauerstoffversorgung. Notieren Sie das Körpergewicht der Empfänger- und Spendermäuse. Schalten Sie das Hochleistungs-Operationsmikroskop ein und passen Sie die Höhe und den Fokus an die Vorlieben des Chirurgen an. Stellen Sie sicher, dass die übrigen chirurgischen Geräte eingeschaltet sind (z. B. Elektrokautergerät). Vorbereiten und Auslegen von chirurgischen Instrumenten sowie chirurgischen Bändern aus 10-0 Nylon (Abbildung 2).HINWEIS: Alle chirurgischen Instrumente wurden bei 121 °C für 30 Minuten autoklaviert. Darüber hinaus könnten verschiedene Konfigurationen von chirurgischen Instrumenten gleichermaßen wirksam sein. Bereiten Sie die Manschetten für die Pfortader- (PV) und Gallengangs-Stents (CBD) vor (Abbildung 3). Platzieren Sie den Angiokatheter sowie den PE10 auf einer sterilen Oberfläche unter dem Hochleistungsmikroskop. Schneiden Sie den Angiokatheter mit einer chirurgischen Klinge #11 durch, um eine 1,5 mm lange Manschette mit einer Lasche von ca. 0,75 mm an der Oberseite des Manschettenkörpers zu bilden. Schneiden Sie den Polyethylenschlauch (PE10) auf 2,5 mm Länge zu. Bewahren Sie die Manschetten und den Stent bis zur Verwendung in steriler Kochsalzlösung auf.HINWEIS: Dieses Transplantationsmodell verwendet einen 20-G-Angiokatheter zur Herstellung von Manschetten für die PV-Rekonstruktion sowie einen Polyethylenschlauch 10 (PE10) für die Rekonstruktion des CBD. Alle anderen Anastomosen werden von Hand genäht. Bereiten Sie Lösungen vor. Bereiten Sie eine Heparin-Injektion vor, die bei 100 U in 0,5 ml Histidin-Tryptophan-Ketoglutarat-Lösung (HTK) verabreicht wird. Lagern Sie Kochsalzlösung, Heparin-Kochsalzlösung, PBS und HTK-Konservierungslösung auf Eis. 2. Beschaffung von Spendermäusen Induzieren Sie eine Anästhesie bei der Spendermaus, indem Sie sie in eine Isofluran-Inhalationskammer geben. Stellen Sie sicher, dass die Isoflurankonzentration etwa 2,5 % bei einem Sauerstofffluss von 2 ml/min beträgt. Warten Sie 5 Minuten, bis sich eine chirurgische Anästhesieebene entwickelt hat. Um das richtige Maß an Anästhesie zu gewährleisten, kneifen Sie die Maus in die Zehen, um eine Reaktion hervorzurufen. Eine fehlende Reaktion deutet darauf hin, dass das richtige Maß an Anästhesie erreicht wurde. Rasieren Sie den Bauch der Maus mit einer elektronischen Haarschneidemaschine und legen Sie die Maus in Rückenlage auf das Warmhaltebrett. Reinigen Sie den Bauch mit Povidon-Jod und dann mit 70% Ethanol. Tragen Sie Augensalbe unter die Augen der Mäuse auf, um Trockenheit zu verhindern. Legen Sie die Maus unter das Hochleistungsmikroskop und halten Sie die Maus unter Narkose mit einer Isofluran-Inhalation von 2 % Konzentration und einem Sauerstofffluss von 2 ml/min. Führen Sie eine Mittellinienlaparotomie mit einer Schere (Präferenz des Chirurgen) vom Processus xiphoideus bis zur Schambeinfuge durch. Als nächstes führen Sie einen zusätzlichen Querschnitt durch, um ein “kreuzartiges” Muster unterhalb der Rippen zu erzeugen. Ziehen Sie mit einer hämostatischen Mückenzange den Xiphoidfortsatz zurück, um eine ausreichende Freilegung des Bauchinhalts zu erreichen.HINWEIS: Die Zange kann je nach Präferenz des Chirurgen befestigt werden. Den Darm ausweiden und auf der linken Seite der Bauchhöhle in einen feuchten Mullschwamm legen. Mobilisieren Sie die Leber, indem Sie alle Bandanhaftungen entfernen. Legen Sie die richtige Leberarterie (pHA) frei. Skelettieren Sie das Gefäß mit einer Kurvenzange und ligieren Sie es mit einer 10-0-Nylonnaht. Sezieren Sie die gesamte Länge des CBD mit einer Kombination aus scharfer und stumpfer Dissektion. Führen Sie eine Duktomie (groß genug für den CBD-Stent) so nah wie möglich am oberen Rand der Bauchspeicheldrüse durch, um eine angemessene Länge für die zukünftige Verwendung zu erhalten (~1 cm vom unteren Rand der Leber). Führen Sie den Gallengangsstent mit einer feinen Pinzette in das CBD ein und fixieren Sie ihn mit einer 10-0 Nylonnaht. Ligasieren Sie den distalen Aspekt von CBD mit einer 10-0-Nylonnaht (Abbildung 4). Ziehen Sie den rechten Leberlappen mit einem feuchten Mullschwamm in Richtung Xiphoid zurück und legen Sie den IVC frei. Mobilisieren Sie die infrahepatische IVC (IHIVC) weg vom Retroperitoneum und veröden Sie die rechte Nebennierenvene mit einem tragbaren Kautergerät (siehe Materialtabelle). Die rechte Nierenarterie und -vene präparieren und mit 7-0 bzw. 10-0 Nylon ligieren. Durchtrennen Sie die rechte Nierenvene und -arterie sowie die verbleibenden Bandansätze. Zum Schluss wird die rechte Niere entfernt.HINWEIS: Dies geschieht, um eine bessere Belichtung beim endgültigen Schneiden des IHIVC zu erzielen. Die 0,5 ml kaltes HTK mit 100 U Heparinlösung werden mit einer 30-G-Nadel durch den PV injiziert. Warten Sie 1 Minute, bis sich das Heparin systematisch verteilt hat. Durchtrennen Sie die Pfortader direkt oberhalb der Milzvene und der Vena mesenterica superior. Langsam kalte HTK-Konservierungslösung mit Heparin in den IHIVC mit einer 30-G-Nadel injizieren, um die Spenderleber zu perfundieren. Hören Sie auf, die Lösung zu injizieren, sobald die aus dem PV kommende Flüssigkeit klar ist. Nachdem die Injektion abgeschlossen ist, platzieren Sie eine Mikroklemme auf IHIVC direkt oberhalb der rechten Nierenvene und schneiden Sie knapp unterhalb der Klemme. Sobald dieser Schritt abgeschlossen ist, schalten Sie das Beatmungsgerät aus und stoppen Sie Isofluran, da das Tier gerade eingeschläfert wurde. Schneiden Sie das CBD distal an den Stent, der zuvor in Schritt 2.7 platziert wurde. Identifizieren Sie außerdem den Ductus cysticus und ligieren Sie den Ductus mit einer 10-0 Nylonnaht. Als nächstes greifst du die Kuppel der Gallenblase mit einer Pinzette und sezierst sie frei von der Gallenblasenfossa mit einer Kombination aus scharfer und stumpfer Dissektion. Sobald die Gallenblase ausreichend mobilisiert ist, wird die Cholezystektomie mit einer Federschere abgeschlossen, indem der Zystengang oberhalb der zuvor gelegten Naht durchtrennt wird. Ziehen Sie die Leber nach unten zurück, um die suprahepatische IVC (SHIVC) freizulegen. Schneiden Sie die SHIVC unter besonderer Berücksichtigung der Länge der Anastomose beim Empfängertier. Freie zusätzliche Bandansätze an der Leber sezieren und die Spenderleber ex-vivo abgeben und das Organ in einen Behälter mit kalter Kochsalzlösung legen. 3. Vorbereitung des Lebertransplantats auf dem hinteren Tisch Lege Eis in einen isolierten Behälter und stelle eine Petrischale auf das Eisbett. Die Petrischale mit kalter Kochsalzlösung füllen. Legen Sie das Leber-Allotransplantat so in die Schale, dass die viszerale Oberfläche freiliegt. Platzieren Sie den PV durch die zuvor ausgewählte Manschette und ziehen Sie die Vene um, so dass die innere Endotheloberfläche freiliegt. Befestigen Sie die Manschette mit einer 10-0 Nylonnaht. Stellen Sie sicher, dass die Naht innerhalb der Rillen der Manschette liegt, um die besten Ergebnisse zu erzielen (Abbildung 5). Passen Sie das Leber-Allotransplantat an, um den SHIVC freizulegen, und platzieren Sie zwei 8-0 Nylon-Haltenähte bei 3′ bzw. 9 Uhr für eine eventuelle Anastomose beim Empfängertier. Passen Sie das Leber-Allotransplantat erneut an, um den IHIVC freizulegen, und platzieren Sie zwei 8-0 Nylon-Haltenähte bei 3′ bzw. 9 Uhr für eine eventuelle Anastomose beim Empfängertier. 4. Bedienung des Empfängers HINWEIS: Da es sich um eine sterile Operation handelt, verwenden Sie Handschuhe und geeignete persönliche Schutzausrüstung und verabreichen Sie Antibiotika. Verabreichen Sie 0,1 mg/kg Buprenorphin subkutan als präoperative Analgesie zum Zeitpunkt der Operation. Machen Sie die pHA wie bei der Spenderoperation verfügbar. Verwenden Sie nur eine Mittellinien-Laparotomie anstelle des zuvor beschriebenen Bauchschnitts. Mobilisieren Sie die Leber und durchtrennen Sie alle Bandansätze. Zusätzlich werden die linken phrenischen und paraösophagealen Gefäße mit einer 10-0-Nylonnaht ligiert. Ziehen Sie die Leber inferior zurück und sezieren Sie den SHIVC aus dem Retroperitoneum. Als nächstes wird die Leber superior zurückgezogen und der IHIVC aus dem Retroperitoneum befreit. Kauterisieren Sie kleine Brückenvenen und Lendenvenen nach Bedarf mit der gleichen Technik wie zuvor beschrieben. Kauterisieren Sie die rechte Nebennierenvene mit einem Handkauter und legen Sie das Leberhilum frei. Ligatieren Sie die pHA mit 10-0 Nylonnaht. Als nächstes wird das CBD frei von der PV präpariert und mit einer 7-0-Naht in der Nähe der Gabelung des CBD ligiert, um eine angemessene Länge für die CBD-Anastomose zu erhalten. Verwenden Sie eine Mikroklemme, um infrahepatische IVC zu klemmen und den PV vorübergehend mit einer 7-0-Naht zu ligieren. Beginnen Sie mit der an-hepatischen Phase. Stoppen Sie die Inhalation von Isofluran.HINWEIS: Nach dem Abklemmen der Pfortader und der IVC ist der hepatische Venenrückfluss im anhepatischen Stadium vollständig blockiert. Das inhalative Anästhetikum Isofluran wird von der Leber verstoffwechselt; Daher wird seine Inhalation vorübergehend gestoppt, da die Akkumulation zu einem kardiopulmonalen Kollaps führen kann. Injizieren Sie über die PV der nativen Leber 0,5 ml Heparin-Kochsalzlösung mit einer 30-G-Nadel, um das Organ zu spülen. Platzieren Sie mikrovaskuläre Klammern so proximal und distal wie möglich auf dem SHIVC und IHIVC, um eine ausreichende Länge für die Anastomose zu lassen. Schneiden Sie das native SHIVC, IHIVC, PV (in der Nähe der zuvor gelegten Naht) und alle verbleibenden Bandansätze an der nativen Leber des Empfängers ab und geben Sie die native Leber ex vivo ab.HINWEIS: Die IHIVC-Klemme sollte sich oberhalb der rechten Nierenvene befinden. Platzieren Sie das Spenderleber-Allotransplantat in der Bauchhöhle und ziehen Sie das Hilum des Spender-Allotransplantats zurück, um das PV freizulegen. Spülen Sie sowohl den Spender als auch die native PV mit 0,5 ml Heparin-Kochsalzlösung mit einer 30-G-Nadel, um die Gefäße zu entlüften, um eine Luftembolie zu vermeiden. Dann wird die zuvor angefertigte Manschette des Spender-PV in das Lumen der Empfängerleber-PV eingeführt und bei Bedarf Stichnähte gelegt, um die Anastomose zu unterstützen (8-0-Naht). Befestigen Sie die Anastomose mit einer 7-0-Naht (Abbildung 6). Drehen Sie das Brett um 180°. Führen Sie eine handgenähte Anastomose mit 10-0 Nylonnaht mit dem Spender und nativem SHIVC durch. Nach Abschluss der Hinterwandanastomose mit 0,5 ml Heparin-Kochsalzlösung zur Entlüftung spülen, um eine Luftembolie zu vermeiden. Vollständige Anastomose der oberen Wand (Abbildung 7). Entfernen Sie zuerst die Ligationsnaht von PV; Entfernen Sie dann die Gefäßklemmen aus SHIVC, um mit der Reperfusion zu beginnen. Beenden Sie die an-hepatische Phase und beginnen Sie erneut mit der Isofluran-Inhalation. Führen Sie eine Handnäh-Anastomose mit 10-0 Nylonnaht auf die gleiche Weise wie bei der SHIVC-Anastomose durch, um IHIVC zu rekonstruieren. Nach Abschluss der Rekonstruktion wird die Mikroklemme von der nativen und der Spender-IHIVC entfernt, um sie erneut zu perperfundieren (Abbildung 8). Führen Sie die CBD-Anastomose durch, indem Sie eine Duktomie am Empfänger-CBD in der Nähe der zuvor platzierten Naht vornehmen. Führen Sie den Stent in das CBD-Lumen des Empfängers ein und sichern Sie die Anastomose mit einer 10-0-Naht (Abbildung 9). Spülen Sie die Bauchhöhle mit 1 ml Kochsalzlösung; Kontrollieren Sie die Blutstillung und veröden Sie alle verbleibenden blutenden Gefäße. Schließen Sie den Bauchschnitt in zwei Schichten mit einer 6-0-Naht. Legen Sie das Tier zur Erholung in einen warmen Brutkasten (42 °C) und lassen Sie das Tier nicht unbeaufsichtigt, bis es wieder zu Bewusstsein kommt und ausreichend aktiv ist. Verabreichen Sie 0,1 mg/kg Buprenorphin subkutan nach der Operation und setzen Sie die Verabreichung alle 8 bis 12 Stunden für 48 Stunden nach der Operation fort. Zusätzlich wird Carprofen (0,2 ml in 400 ml Wasser aufgelöst) bis zu 7 Tage nach der Operation durch die Wasserflasche des Empfängertieres verabreicht. Beobachten Sie das Empfängertier 4-5 Stunden lang, und wenn es sich vollständig erholt hat, bringen Sie es in die Unterbringung zurück, da es jetzt sicher ist, mit anderen Tieren zusammen zu sein.HINWEIS: Schmerzmittel und Antibiotika können gemäß den Empfehlungen der örtlichen Tierethikkommission verabreicht werden. 5. MikroCT-Angiographie-Bildgebung der Maus Nachdem Sie die Maus für das vorgegebene Untersuchungsintervall beobachtet haben, bereiten Sie die Maus darauf vor, die Durchgängigkeit des Allotransplantats mit Hilfe der MikroCT-Angiographie zu beurteilen. Stellen Sie sicher, dass die Beatmungs- und Anästhesiegeräte eingeschaltet sind, um den Isofluran-Verdampfer zu erwärmen. Füllen Sie das Anästhesiereservoir mit 30 ml flüssigem Isofluran und stellen Sie sicher, dass das Beatmungsgerät an den Sauerstoff angeschlossen ist. Schalten Sie den microCT-Scanner ein und stellen Sie sicher, dass die gesamte Software ordnungsgemäß funktioniert. Starten Sie die Erfassungssoftware auf dem microCT-Scanner-System. Klicken Sie auf dem Monitor der microCT-Einheit auf System initialisieren und wählen Sie den CT-Scan-Modus. Werfen Sie das Bett aus; Befestigen Sie das Mausbett und verriegeln Sie es. Schalten Sie das Warmhaltebrett für den Bergekäfig auf 42 °C ein. Füllen Sie eine 1-ml-Spritze mit 100 μl CT-Kontrastmittel. Bringen Sie eine 30-Gauge-Nadel für die zukünftige intravenöse Verabreichung von Kontrastmittel an. Stellen Sie sicher, dass sich keine Luftblasen in der Spritze befinden. Setzen Sie eine Maus in das Schwanzvenen-Rückhaltesystem ein. Sobald sich die Maus vollständig im Rückhaltesystem befindet, schließen Sie die Klappe des Systems, lassen Sie den Schwanz senkrecht fallen und wischen Sie ihn vorsichtig mit einer Alkohollösung (70% Ethanol) ab.HINWEIS: Der Erfolg bei der Kanülierung der Schwanzvene kann erhöht werden, indem der Schwanz des Tieres erwärmt wird, indem er mehrere Minuten lang in einer behandschuhten Hand gehalten wird. Fassen Sie den Schwanz in Richtung der distalen Seite und legen Sie zwei Finger (Zeigefinger und Mitte) um den Schwanz proximal zur geplanten Injektionsstelle. Platzieren Sie den distalen Teil des Schwanzes (unterhalb der Injektionsstelle) zwischen Daumen und Ringfinger. Üben Sie mit beiden Fingerpaaren leichten Druck aus und führen Sie die Nadel in geringer Tiefe in die Vene ein, wobei Sie darauf achten müssen, dass Spritze und Nadel parallel zum Schwanz sind. Während Sie den Druck des Zeigefingers am proximalen Schwanz lösen, verabreichen Sie das CT-Kontrastmittel intravenös. Vermeiden Sie die Aspiration mit der Spritze, da dies zum Kollaps der Vene führen kann.HINWEIS: Während der Injektion sollte kein Widerstand zu spüren sein, wenn die Nadel richtig in der Vene positioniert ist. Wenn ein Widerstand vorhanden ist, entfernen Sie die Nadel und führen Sie sie wieder oberhalb der ursprünglichen Injektionsstelle ein. Wenn die Kanülierung der Vene auch nach zwei Versuchen fehlschlägt, tauschen Sie die Nadel aus. Nachdem Sie das Kontrastmittel erfolgreich injiziert und die Nadel entfernt haben, drücken Sie die Injektionsstelle mit steriler Gaze sanft zusammen, um die Blutung zu stoppen. Übertragen Sie die Maus in die Isofluran-Inhalationskammer und stellen Sie die Konzentration auf 2,5 % mit einem Sauerstofffluss von 2 ml/min ein und warten Sie 3-4 Minuten. Sobald eine Anästhesieebene eingerichtet ist, legen Sie die Maus schnell auf das MikroCT-Scannerbett und legen Sie sie in Bauchlage auf den Scannertisch (Abbildung 10). Bedecken Sie die Augen des Tieres mit der richtigen Menge Augensalbe. Platzieren Sie den Nasenkonus angemessen über dem Tier und stellen Sie sicher, dass Luft und Isofluran ordnungsgemäß durch den Nasenkonus strömen. Verwenden Sie die gleichen Anästhesieparameter, die zuvor beschrieben wurden (Schritt 5.12). Schmieren Sie und setzen Sie einen rektalen Temperaturfühler ein, um die Körpertemperatur des Tieres während der Bildgebung kontinuierlich zu überwachen. Bringen Sie eine Atemschutzmaske in Kontakt mit der Maus. Befestigen Sie mit Klebeband ein EKG-Pad an der linken, rechten Vorder- und linken Hintergliedmaße. Verwenden Sie Ultraschallgel, um das Signal zwischen dem EKG-Pad und der Haut zu verbessern. Überprüfen Sie das EKG und das Atemsignal in der Computersoftware, um sicherzustellen, dass die richtigen QRS-Komplexe auf dem Monitor zu sehen sind. Aktivieren Sie dazu die Option Logikableitung auf der Registerkarte “Quelle einrichten ” und wählen Sie die Leitung aus, die die klarste EKG-Kurve bietet.HINWEIS: Die logischen Ableitungen entsprechen den drei EKG-Pads, die mit der rechten, linken Brust und dem Unterschenkel verbunden sind. Jede Ableitung stellt eine EKG-Kurve dar. Stellen Sie die Verstärkung auf die richtige Signalhöhe ein, normalerweise sind 4 oder 8 gut. Wählen Sie Dual-Gating aus. Passen Sie auf der Registerkarte “Display Set-Up ” die Anzeigeeinstellungen für eine klare Signalansicht an: Aktivieren Sie die Kästchen neben “EKG” und “RESP ” und stellen Sie sie jeweils auf 500 ein. Vergewissern Sie sich auf der Registerkarte “Trigger Setup “, dass Kanal A, Kanal B und DualTrig aktiviert sind. Stellen Sie sicher, dass auch die folgenden Parameter eingestellt sind: Schwellenwert: wenn das Signal unter diesen Wert fällt; Legen Sie den Wert auf 2.500 fest. Hysterese: Stellen Sie sicher, dass das Signal die Hysterese kreuzt, um einen Software-Triggerpunkt zu erstellen, an dem ein neuer Triggerzyklus beginnt. Legen Sie den Wert auf 300 fest. Verzögerung: Warten Sie, bevor der Auslöser gesendet wird. Legen Sie den Wert auf 100 fest. Inhibit: In diesem Zeitraum kann kein Signal erzeugt werden, setzen Sie den Wert auf 200. Stellen Sie sicher, dass der Schwellenwert für das EKG unter dem Hysteresewert und über dem Peak des sT-Segments auf dem Bildschirm liegt. Schieben Sie das Tier in den Scanner und drücken Sie Bild aktualisieren. Erfassen Sie ein Röntgen-Scout-Bild des Tieres, um das geeignete Sichtfeld und die anatomische Scanabdeckung für das anschließende MikroCT-Bild auszuwählen. Führen Sie die MikroCT-Angiographie-Bildaufnahme mit den folgenden Parametern durch: Vergrößerungen: Ultrafokus, Scanwinkel: Vollständiger (360) Scan, Energie: Einzel, Scanmodus: Gated, Einstellung: Standard (volle 360°-Drehung, Standardeinstellungen der Röntgenröhre von 0,33 mA und 55 kV, 0,750° Grad pro Schritt, 1 Projektion pro Schritt, 1 x 1 Binning und 40 ms Belichtungszeit; Dual-Gating bedeutet Herz- und Atem-Gating) (Abbildung 11). Nach Abschluss des Scans wird das Tier in einen vorgewärmten Aufwachkäfig gebracht. Sobald sich das Tier vollständig erholt hat, setzen Sie es zurück in seinen Hauptkäfig. Rekonstruieren Sie MikroCT-Bilder mit Hilfe der Systemsoftware. Nachdem Sie das Bild hochgeladen haben, stellen Sie die blauen Balken so ein, dass es den anatomischen Interessenbereich überspannt. Zeigen Sie eine Vorschau eines Ausschnitts an, um das Volumen zu verkleinern und für die Maus so eingeschränkt wie möglich zu machen (dieser Schritt hilft, die Größe des rekonstruierten Bildes zu reduzieren). Aktivieren Sie den Umriss des interessierenden Volumens, um die Bildbegrenzung zu optimieren. Wählen Sie eine Voxelgröße von 40 μm, einen Hann-Projektionsfilter und einen Gauß-Volumenfilter (80 μm). Gehen Sie zu Erweitert | Bildbasiertes Gating und stellen Sie die Triggerfenster und die Phase auf 0,5 bzw. 0,6 ein, wählen Sie 10 Phasen für das kardiale Gating und drücken Sie dann die Lautstärkerekonstruktionstaste .