Evaluation of Cardiac Contractility Modulation Therapy in 2D Human Stem Cell-Derived Cardiomyocytes

Tromondae K. Feaster; Maura Casciola; Akshay Narkar; Ksenia Blinova

doi:10.3791/64848

JoVE Journal > Bioengineering

Biyomühendislik

Avaliação da Terapia de Modulação da Contratilidade Cardíaca em Cardiomiócitos Derivados de Células-Tronco Humanas 2D

Published: December 16, 2022

doi:

10.3791/64848

Tromondae K. Feaster¹, Maura Casciola¹, Akshay Narkar¹, Ksenia Blinova¹

¹Office of Science and Engineering Laboratories, Center for Devices and Radiological Health,U.S. Food and Drug Administration

Özet

Aqui, demonstramos um método de avaliação da contratilidade de dispositivos médicos cardíacos não invasivos usando monocamadas de cardiomiócitos derivados de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos 2D (hiPSC-CM), banhadas em um substrato flexível, juntamente com microscopia baseada em vídeo. Esta ferramenta será útil para a avaliação in vitro das propriedades contráteis de dispositivos de eletrofisiologia cardíaca.

Abstract

Cardiomiócitos derivados de células-tronco pluripotentes induzidos por humanos (hiPSC-CMs) estão atualmente sendo explorados para múltiplas aplicações in vitro e têm sido usados em submissões regulatórias. Aqui, estendemos seu uso para avaliações de segurança ou desempenho de dispositivos médicos cardíacos. Desenvolvemos um novo método para avaliar as propriedades contráteis de dispositivos médicos cardíacos em monocamadas de hiPSC-CMs 2D de contração robusta revestidas em um substrato de hidrogel à base de matriz extracelular flexível (ECM). Essa ferramenta permite a quantificação dos efeitos dos sinais de dispositivos de eletrofisiologia cardíaca na função cardíaca humana (por exemplo, propriedades contráteis) com equipamento de laboratório padrão. As monocamadas 2D hiPSC-CM foram cultivadas por 2-4 dias em substrato de hidrogel flexível em formato de 48 poços.

Os hiPSC-CMs foram expostos a sinais elétricos padrão de dispositivos médicos de modulação da contratilidade cardíaca (CCM) e comparados aos hiPSC-CMs de controle (ou seja, apenas de ritmo). As propriedades contráteis basais dos hiPSC-CMs 2D foram quantificadas por análise de detecção baseada em vídeo com base no deslocamento de pixels. Os CMs 2D hiPSC-CMs estimulados por CCM banhados no substrato flexível de hidrogel apresentaram propriedades contráteis significativamente aumentadas em relação à linha de base (ou seja, antes da estimulação com CCM), incluindo um aumento da amplitude de contração de pico e cinética de contração e relaxamento acelerados. Além disso, a utilização do substrato de hidrogel flexível permite a multiplexação das leituras de acoplamento de contração de excitação cardíaca baseadas em vídeo (ou seja, eletrofisiologia, manuseio de cálcio e contração) em CMs-hiPSC saudáveis e doentes. A detecção e quantificação precisas dos efeitos dos sinais eletrofisiológicos cardíacos na contração cardíaca humana é vital para o desenvolvimento, otimização e redução do risco de dispositivos médicos cardíacos. Este método permite a visualização e quantificação robustas das propriedades contráteis do sincício cardíaco, que devem ser valiosas para testes de segurança ou eficácia de dispositivos médicos cardíacos não clínicos. Este artigo descreve, em detalhes, a metodologia para gerar monocamadas de substrato de hidrogel 2D hiPSC-CM.

Introduction

À medida que a população dos Estados Unidos envelhece, o número de pacientes com insuficiência cardíaca continua a aumentar, juntamente com os custos médicos diretos ^1,2. Há uma necessidade crítica de desenvolver novas terapias para tratar a insuficiência cardíaca e metodologias não clínicas inovadoras para testar tais terapias. Cardiomiócitos derivados de células-tronco pluripotentes induzidos por humanos (hiPSC-CMs) têm sido propostos como uma ferramenta in vitro para auxiliar o processo de desenvolvimento terapêutico e têm sido utilizados em submissões regulatórias ^3,4. No entanto, seu uso generalizado tem sido limitado para estudos de contratilidade devido à falta de propriedades contráteis robustas quando banhadas em condições de cultura 2D rígidas padrão (ou seja, plástico ou vidro convencional de cultura de tecidos)5,6,7,8. Demonstramos anteriormente a utilidade do revestimento isolado de hiPSC-CMs isolados em um substrato de hidrogel flexível para gerar propriedades contráteis visíveis robustas⁹. Mostramos que os CM-hiPSC isolados têm propriedades contráteis comparáveis às dos cardiomiócitos ventriculares adultos recém-isolados. Além disso, demonstramos a utilidade desse método para avaliar as respostas contráteis aos agentes farmacológicos⁷. Além disso, outros estudos têm aplicado essa tecnologia a avaliações mecanicistas para a ciência básica e modelagem de doenças^10,11,12. Aqui, essa metodologia foi estendida para monocamadas 2D hiPSC-CM, e sua utilidade na avaliação de sinais elétricos de dispositivos médicos fisiologicamente relevantes para a modulação da contratilidade cardíaca (CCM) in vitro é demonstrada.

A MCC é uma terapia de insuficiência cardíaca intracardíaca na qual sinais eletrofisiológicos não excitatórios são entregues ao miocárdio durante o período refratário absoluto do ciclo cardíaco^13,14. Faltam métodos reprodutíveis para avaliar a MCC em modelos de células cardíacas humanas. Trabalhos anteriores empregaram vários modelos de células cardíacas para avaliar a resposta contrátil da MCC. Demonstramos in vitro que cardiomiócitos ventriculares de coelho recém-isolados respondem à estimulação da MCC por um aumento transitório do cálcio e amplitude de contração¹⁵. Outro estudo em cardiomiócitos ventriculares caninos isolados demonstrou realce induzido por CCM da amplitude transitória intracelular do cálcio¹⁶. No entanto, a maioria dos estudos de CCM utilizou preparações animais ex vivo e videodan vivo. Esses estudos são difíceis de correlacionar entre si, pois aplicam uma variedade de parâmetros de pulso CCM e espécies¹⁷. Um estudo em um modelo papilar isolado de coelho revelou aumento da contratilidade induzida por CCM^8,18, e uma série de estudos cardíacos inteiros demonstraram aumento da função contrátil induzida por CCM^19,20,21. Esses estudos forneceram uma importante visão mecanicista. No entanto, há uma falta de modelos humanos reprodutíveis para estudos contráteis de EP cardíaca in vitro, incluindo CCM. Para esse fim, desenvolvemos vários modelos hiPSC 2D e 3D e demonstramos o aprimoramento induzido por CCM das propriedades contráteis de maneira dependente de parâmetros. Além disso, verificou-se que os efeitos inotrópicos induzidos pela MCC são, em parte, mediados pela entrada neuronal e pela sinalização β-adrenérgica ^8,17,22. Ainda assim, mais precisa ser conhecido sobre os mecanismos da terapia CCM, e a utilização de cardiomiócitos humanos em contração pode ajudar a alcançar esse resultado. Como tal, há uma necessidade significativa de desenvolver ferramentas humanas não clínicas para avaliar novos dispositivos e sinais de CCM, acelerar o processo regulatório, reduzir a carga sobre os modelos animais e auxiliar a tomada de decisão do desenvolvedor de dispositivos 8,17,23,24. É importante desenvolver protocolos fáceis, do tipo “faça você mesmo”, que possam ser transferidos para qualquer laboratório e que usem equipamentos padrão e baixos requisitos de células para reduzir os custos. Esse método elucida os efeitos da estimulação da MCC na função dos cardiomiócitos humanos e fornece informações importantes sobre a segurança ou a efetividade da MCC¹⁷. Aqui, descrevemos o método para gerar monocamadas 2D hiPSC-CM em um substrato de hidrogel flexível para produzir uma ferramenta não clínica padronizada para quantificar as respostas contráteis do dispositivo médico de eletrofisiologia cardíaca aguda (ou seja, CCM) em saúde e doença.

Protocol

1. Preparação das placas e meios NOTA: Uma alíquota típica de hidrogel à base de matriz extracelular (ECM) é ~200 μL em um tubo estéril de 1,5 mL armazenado a -20 °C. Em um exaustor de cultura de tecidos estéreis, prepare uma placa estéril de 6 poços transferindo 2 mL de gelatina a 0,1% (Tabela de Materiais) para cada poço. Coloque a tampa na placa de 6 poços e deixe a placa revestida incubar a 37 °C por um período mínimo de 1 h. Um dia antes de semear os hiPSC-CMs no substrato de hidrogel flexível, descongele uma alíquota de hidrogel (Tabela de Materiais) na geladeira sobre gelo. Preparar o meio cardiomiócito (Tabela de Materiais) misturando 500 mL de RPMI 1640, 10 mL de 50x B-27 Suplemento e 5 mL de penicilina-estreptomicina9. 2. Semeadura de hiPSC-CMs criopreservados Dois dias antes de semear os CMs hiPSC no substrato de hidrogel flexível, pré-prato os CMs hiPSC-CMs em placas estéreis de 6 poços revestidas com gelatina a 0,1%. Descongelar os CM-hiPSC utilizando um protocolo de descongelamento padrão 9,25. Em seguida, placa 1.500.000 hiPSC-CMs totais (Tabela de Materiais) por poço de acordo com as instruções do fabricante (Figura 1A)26. Cultura dos CM-hiPSC em meio cardiomiócito padrão por 2-4 dias para permitir que os CM-hiPSC se recuperem da criopreservação a 37 °C e 5% de CO2. Refrescar o meio gasto com meio 100% cardiomiócito a cada 48 h. 3. Dissociação e contagem dos CM-HCP pré-chapeados Verifique o status dos CMs hiPSC antes da dissociação. Avaliar a saúde dos hiPSC-CMs, garantindo viabilidade e batimento estável.NOTA: A pureza da população de CM-hiPSC é importante (por exemplo, >90% de troponina T cardíaca)7. Um método de seleção de cardiomiócitos (por exemplo, seleção ou classificação metabólica) é recomendado para reduzir a ruptura do substrato de hidrogel por células não cardiomiócitos25,26. Lavar os CMs hiPSC 2x com 4 mL por poço de D-PBS sem CaCl 2 ou MgCl2 (Tabela de Materiais). Aspirar o D-PBS, adicionar 1 mL de reagente de dissociação de temperatura ambiente a cada poço e, em seguida, incubar por 15 min a 37 °C. Adicione 10 mL de meio cardiomiócito a um tubo cônico estéril de 15 mL. Dissociar os CMhiPSC da placa de 6 poços com uma pipeta de 1.000 μL (Figura 1B). Adicionar a suspensão celular ao tubo cónico de 15 ml26. Enxaguar o poço com 1 mL de meio cardiomiócito fresco para coletar quaisquer CMs residuais de hiPSC e adicioná-los ao tubo cônico de 15 mL. Levar o volume final do tubo cônico para 15 mL. Centrífuga por 5 min (200 × g). Remova o sobrenadante até a marca de 1 mL. Ressuspender as células em meio cardiomiócito até um volume final de 5 mL. Conte os hiPSC-CMs com um contador de células manual ou automatizado. Incubar a suspensão hiPSC-CM à temperatura ambiente enquanto os substratos flexíveis de hidrogel estão a ser preparados (máximo de 30 minutos). 4. Preparação dos substratos flexíveis de hidrogel Prepare uma pipeta de 20 μL ajustada a 1 μL, pontas de pipeta de 20 μL (por exemplo, 20 μL) e uma placa de fundo de vidro estéril de 48 poços. Certifique-se de que um cronômetro/temporizador esteja pronto antes de fabricar os substratos de hidrogel. No exaustor de cultura de tecidos estéreis, misture o substrato de hidrogel à base de ECM batendo suavemente no tubo e coloque-o imediatamente de volta no gelo. Em seguida, inicie o cronômetro / temporizador imediatamente antes que o primeiro substrato de hidrogel seja chapeado – este é o tempo zero. Pipeta 1 μL do substrato de hidrogel para cima e para baixo ~3x para arrefecer a ponta da pipeta. Aplicar ~1 μL do substrato de hidrogel não diluído horizontalmente no fundo de cada poço da placa de 48 poços (Figura 1C, Figura 2A e Figura 3A), segurando a pipeta em um ângulo de 45°. Chapear todos os substratos de hidrogel na mesma orientação em cada poço (Figura 2 e Figura 3) para auxiliar na identificação do substrato ao realizar os experimentos com ampliação de 40x 7,9,17,27.NOTA: Cada linha ~1 μL é um substrato de hidrogel (Figura 3). Normalmente, leva ~ 5 minutos para preparar 48 poços. O uso de um suporte de microplaca inclinado horizontalmente (por exemplo, 30°) pode permitir uma melhor visão do fundo do poço e do substrato de hidrogel. Certifique-se de percorrer todo o comprimento do poço (ou seja, da esquerda para a direita). Substratos curtos de hidrogel podem ser muito espessos, reduzindo assim a estabilidade do substrato. Não deixe secar o substrato de hidrogel na ponta da pipeta. Se isso ocorrer, alterne rapidamente para uma nova dica e continue imediatamente. Alternativamente, pontas de pipeta refrigeradas podem ser usadas. O substrato de hidrogel à base de ECM pode polimerizar rapidamente quando não está no gelo. A preparação de vários poços ao mesmo tempo (por exemplo, 10) é sugerida. Além disso, recomenda-se praticar em uma placa simulada de 48 poços. Coloque a tampa na placa de 48 poços e deixe que os substratos de hidrogel incubem por 8-10 min à temperatura ambiente no exaustor de cultura de tecidos estéreis antes de adicionar as células (Figura 2B).NOTA: É importante aderir aos tempos de incubação sugeridos. Um tempo de incubação de mais de 10 min levará a substratos rígidos de hidrogel e sem contrações visíveis. Um tempo de incubação inferior a 8 min pode levar a substratos que colapsam. Semer imediatamente os hiPSC-CMs gota a gota diretamente sobre os substratos de hidrogel, com ~30.000 hiPSC-CMs viáveis por poço em um baixo volume médio de ~200 μL de meio cardiomiócito, utilizando uma pipeta de 1.000 μL (Figura 2B e Figura 3B).NOTA: Este processo interrompe a polimerização do substrato de hidrogel e garante que os CM-hiPSC estejam no substrato 7,9,17,27. Coloque a tampa na placa e permita que os hiPSC-CMs incubem sem serem perturbados por 10-15 min à temperatura ambiente (Figura 2C) no exaustor de cultura de tecidos estéreis para permitir que os hiPSC-CMs adiram ao substrato de hidrogel. Adicione suavemente ~100 μL de meio de cardiomiócito fresco a cada poço (volume final: ~300 μL por poço). Coloque a tampa na placa e transfira para uma incubadora a 37 °C, 5% de CO 2 por2-4 dias. Atualize o meio 100% a cada 24 horas antes que os experimentos de contração sejam realizados.NOTA: Inspecione visualmente os hiPSC-CMs para a morfologia correta; imediatamente após o plaqueamento, os CM-hiPSC devem aparecer redondos (Figura 3B). No dia 2 após a semeadura, um sincício de monocamada 2D hiPSC-CM confluente será observado (Figura 3C) (Vídeo Suplementar S1) com contração visível robusta (Vídeo Suplementar S2). 5. Registro e análise da contração Preparar o meio de ensaio CCM, que é a solução de Tyrode, contendo os seguintes (em mmol/L): CaCl 2 0,5, NaCl 134, KCl 5,4, MgCl2 1, glucose 10 e HEPES 10, com o pH ajustado para 7,4 com NaOH, e equilibrar a 37 °C em banho-maria.NOTA: O cálcio extracelular submáximo (0,5 mM) é usado para melhorar a janela de ensaio CCM. Ligue o microscópio e a câmara de controle ambiental para equilibrar a 37 °C e 5% de CO2. Remova o meio cardiomiócito da placa de 48 poços e lave suavemente cada poço duas vezes com 600 μL de meio de ensaio CCM. Adicione 300 μL de meio de ensaio CCM por poço e coloque a placa de 48 poços no microscópio na câmara de controle ambiental. Insira os eletrodos e equilibre as células por 5 min. Use microscopia baseada em vídeo para gravar os vídeos de contração. Abra o software de gravação de vídeo e defina uma taxa de quadros de 100 quadros/s. Selecione uma região de interesse (ROI) perto do centro da monocamada hiPSC-CM.NOTA: Não selecione um ROI perto da borda das monocamadas hiPSC-CM, pois isso pode ser instável para gravações contráteis. Em seguida, o campo estimula as células com um gerador de pulso comercial (Tabela de Materiais) para acelerar eletricamente as monocamadas hiPSC-CM 2D. Acelere os CMs hiPSC no limiar de 1,5x a 1 Hz com parâmetros de pulso basais (por exemplo, pulsos monofásicos de estimulação de onda quadrada com uma duração de pulso de estímulo de 2 ms de ~14 V/cm)17. Grave o vídeo de contração da linha de base, com apenas o ritmo (ou seja, antes do CCM) (Figura 1D) para um mínimo de cinco batidas17,28. Em seguida, estimule a monocamada hiPSC-CM com um sinal elétrico experimental (Figura 1D). Para seguir esse protocolo, use os parâmetros padrão de estimulação CCM: dois pulsos bifásicos simétricos de 5,14 ms de duração de fase (duração total de 20,56 ms), ~28 V/cm (amplitude de fase), intervalo interfásico zero e um atraso de 30 ms (ou seja, tempo desde o final do pulso de estimulação até o início do pulso CCM) (Figura 1D)29,30 e grave o vídeo de contração induzida por CCM por um mínimo de cinco batidas. Desligue o sinal CCM, estimule com um pulso de estimulação basal e grave um vídeo de contração do período de recuperação (ou seja, após o CCM) por um mínimo de cinco batimentos. Use um software de contração padrão para analisar automaticamente os vídeos de contração e quantificar as principais propriedades contráteis (por exemplo, a amplitude de contração, a inclinação de contração, a inclinação de relaxamento, o tempo até o pico, o tempo até a linha de base de 90% e a duração da contração de 50%)7,17,31,32. Use os hiPSC-CMs 2D no substrato de hidrogel flexível para experimentos contráteis dos dias 2 a 14 após o revestimento no substrato.

Representative Results

Descrito neste protocolo é uma ferramenta simples e robusta para gerar monocamadas hiPSC-CM 2D visivelmente contraídas em um substrato de hidrogel flexível. A medição das propriedades contráteis é realizada com gravação baseada em vídeo, juntamente com software de análise de contratilidade. Isso permite a quantificação de parâmetros-chave da contratilidade dos cardiomiócitos, incluindo a amplitude de contração, a inclinação de contração, a inclinação de relaxamento, o tempo de pico, o tempo até a linha de base de 90% e a duração da contração de 50%. O modelo é usado para caracterizar as propriedades contráteis basais dos CM-hiPSC (Figura 4) de vários doadores “saudáveis” e pode ser estendido à avaliação de sinais de dispositivos médicos de eletrofisiologia cardíaca (ou seja, CCM). A aplicação dos parâmetros padrão de estimulação da MCC (Figura 1D)29,30 resultou em propriedades contráteis aumentadas in vitro (Figura 5 e Tabela 1)17. Demonstramos ainda que esse método pode ser utilizado para avaliar os efeitos da modulação das concentrações extracelulares de cálcio sobre as propriedades contráteis humanas com e sem estimulação CCM (Figura 6)17. A dependência basal esperada de cálcio da contração foi observada 7,17, bem como um aumento da sensibilidade ao cálcio induzido por CCM ao nível da monocamada de cardiomiócitos. Além disso, o interrogatório farmacológico da via de sinalização β-adrenérgica (Figura 7) revelou que os efeitos inotrópicos induzidos por CCM foram, em parte, mediados pela sinalização β-adrenérgica17. Além disso, essa ferramenta pode ser expandida para cardiomiócitos de doença específica do paciente, incluindo os de cardiomiopatia dilatada (DCM)33,34,35 (Figura 8), para compreender o efeito da MCC no contexto dos estados de doença; de fato, amplitude contrátil aumentada e cinética acelerada de contração e relaxamento foram observadas na “dose” de CCM testada aqui (Figura 8). Embora tenhamos um dispositivo de imitação de CCM em nosso laboratório, a metodologia usada aqui não é específica para esse sistema e poderia ser aplicada a outros dispositivos de eletrofisiologia cardíaca. Figura 1: Resumo esquemático do modelo 2D hiPSC-CM in vitro CCM. (A) Os CMs hiPSC são pré-banhados em formato monocamada em placas de 6 poços revestidas com gelatina (0,1%). (B) Após 2 dias em cultura, os CM-hiPSC são dissociados e preparados para revestimento em substrato de hidrogel flexível. (C) Os CMs hiPSC-isolados são revestidos a uma alta densidade em substratos de hidrogel dispostos em um formato de 48 poços (à esquerda) e são ensaiados em solução extracelular de Tyrode de cálcio (0,5 mM) (à direita). (D) Um gerador de pulso comercial e parâmetros de pulso CCM clínicos padrão29,30 (à direita) são usados para estimular os CM-hiPSC; a função cardíaca é avaliada por videoanálise (esquerda). (E) Registros representativos de contração antes da MCC (linha de base: 5 V), durante a MCC (MCC: 10 V) e após a MCC (recuperação: 5 V). Essa figura foi reimpressa de Feaster et al.17. Abreviaturas: hiPSC-CM = cardiomiócito derivado de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos; CCM = modulação da contratilidade cardíaca. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 2: Esquema do revestimento e semeadura do substrato de hidrogel flexível. (A) Substrato de hidrogel à base de ECM completamente descongelado e não diluído é aplicado a uma placa estéril de 48 poços (painel esquerdo), com 1 μL de substrato de hidrogel por poço (painel direito). (B) O substrato de hidrogel é deixado incubar à temperatura ambiente por 8-10 min (painel direito), seguido de chapeamento dos hiPSC-CMs de alta densidade em um baixo volume médio (~200 μL) (painel esquerdo). (C) Após 10-15 min de incubação, o meio é adicionado a cada poço (painel esquerdo), e as placas são movidas para uma incubadora de cultura de tecidos padrão (painel direito). Abreviaturas: ECM = matriz extracelular, hiPSC-CM = cardiomiócito derivado de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos; RT = temperatura ambiente. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 3: Substrato de hidrogel à base de matriz extracelular. (A) Substrato de hidrogel representativo (sem células) em um poço de uma placa de fundo de vidro de 48 poços imediatamente após o substrato ser aplicado ao poço. (B) Tempo 0 após a semeadura dos CM-hiPSC. (C) Tempo 24 h após a semeadura dos CM-hiPSC. Este painel foi reimpresso de Feaster et al.17. As setas brancas indicam a borda do substrato de hidrogel, ampliação de 4x. Barra de escala = 1 mm. Abreviação: hiPSC-CM = cardiomiócito derivado de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 4: Caracterização das propriedades contráteis da monocamada 2D hiPSC-CM. (A) Registro representativo da contração dos CMs hiPSC-CM 2D em ritmo de 1 Hz (5 V). (B) Traços de contração representativos representando um ciclo de contração. (C) Gráficos de barras de resumo. Os dados são médios ± EPM. n = 18. Abreviação: hiPSC-CM = cardiomiócito derivado de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 5: Efeito agudo da MCC sobre as propriedades contráteis do CM-HC 2D. (A) Registro representativo da contração para antes da MCC (5 V), durante a MCC (10 V) e após a MCC (5 V). (B) Traços representativos de contração dos efeitos imediatos (ou seja, última batida antes da CCM, primeira batida da CCM e primeira batida pós-CCM, indicada por +). (C) Gráficos de barras de resumo dos efeitos imediatos. Variação percentual, os dados são médios ± MEV. n = 23. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001. Essa figura foi reimpressa de Feaster et al.17. Abreviaturas: hiPSC-CM = cardiomiócito derivado de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos; CCM = modulação da contratilidade cardíaca. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 6: Efeito da modulação extracelular do cálcio na resposta do MCC. (A) Traços representativos de contração dos efeitos imediatos para cada grupo antes do MCC (5 V), durante o MCC (10 V) e após o MCC (5 V); os CM-hiPSC foram expostos a concentrações crescentes de cálcio extracelular (Cao) de 0,25-2 mM. (B-D) Dados transformados (sigmoidais) para guiar o olho demonstrando o efeito da MCC na sensibilidade ao cálcio das propriedades contráteis (ou seja, a amplitude e cinética) (inclinação da colina = 1,0). n = 6-8 por grupo. Essa figura foi reimpressa de Feaster et al.17. Abreviaturas: hiPSC-CM = cardiomiócito derivado de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos; CCM = modulação da contratilidade cardíaca. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 7: Desafio farmacológico. Traços de contração representativos para cada grupo antes da MCC (5 V), durante a MCC (10 V) e após a MCC (5V); os CM-hiPSC foram pré-tratados com veículo (A) ou (B) metoprolol (2 μM). (C,D) Gráficos de barras de resumo para cada condição. Variação percentual, os dados são médios ± MEV. n = 10 por grupo. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001. Essa figura foi reimpressa de Feaster et al.17. Abreviaturas: hiPSC-CM = cardiomiócito derivado de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos; CCM = modulação da contratilidade cardíaca. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 8: Efeito agudo da CCM nas propriedades contráteis de CMCs hiPSC 2D doentes. (A) Traço de contração representativo para DCM L35P, linha de base de controle (antes, 6 V) e DCM L35P mais CCM (10 V). (B) Gráficos de barras de resumo. Variação percentual, os dados são médios ± MEV. n = 3. *p < 0,05, **p < 0,01. Abreviaturas: hiPSC-CM = cardiomiócito derivado de células-tronco pluripotentes induzidas por humanos; CCM = modulação da contratilidade cardíaca; DCM = cardiomiopatia dilatada. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Vídeo Suplementar S1: Timelapse dos hiPSC-CMs no hidrogel à base de matriz extracelular. HiPSC-CMs bidimensionais banhados sobre o substrato de hidrogel flexível; Tempo: 0-90 h; um poço de uma placa de fundo de vidro de 48 poços; Ampliação de 4x. Os hiPSC-CMs formam um sincício horizontal de monocamada (ou seja, da esquerda para a direita). Barra de escala = 1 mm. Clique aqui para baixar este vídeo. Vídeo Suplementar S2: hiPSC-CMs no hidrogel à base de matriz extracelular. HiPSC-CMs bidimensionais banhados sobre o substrato de hidrogel flexível; Tempo: ~24 h; um poço de uma placa de fundo de vidro de 48 poços; Ampliação de 4x. Os CMs hiPSC formam morfologia monocamada e apresentam contração robusta em ~24 h pós-plaqueamento. Barra de escala = 1 mm. Este vídeo é de Feaster et al.17. Clique aqui para baixar este vídeo. Parâmetro CCM Depois Amplitude 16 ± 4%** 4 ± 5% Tempo para o pico 50% -20 ± 9%* 7 ± 5% Tempo para o pico 90% -22 ± 8%* 6 ± 5% Tempo até a linha de base 50% -8 ± 5% 4 ± 4% Tempo até a linha de base 90% -12 ± 6%* 5 ± 5% Duração da contração 10% -13 ± 6% 3 ± 5% Duração da contração 50% -6 ± 5 % 3 ± 5% Duração da contração 90% 0 ± 5% 3 ± 4% N 23 23 Tabela 1: Propriedades contráteis. Variação percentual em relação a antes do CCM (5 V); os dados são médios ± MEV para todos os batimentos em cada grupo durante a MCC (10 V) e após a MCC (5 V). n = 23. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001. Esta tabela foi reimpressa de Feaster et al.17.

Discussion

O protocolo aqui descrito descreve um método para gerar monocamadas de hiPSC-CM 2D de contração robusta em um substrato de hidrogel flexível à base de matriz extracelular (ECM) com reagentes comerciais ^7,17. Os CM-hiPSC semeados no substrato de hidrogel flexível permanecem viáveis e têm propriedades contráteis aumentadas⁷. Essa técnica baseia-se em equipamentos e capacidades laboratoriais padrão⁷. Existem várias etapas críticas no protocolo, inclusive em relação ao trabalho com o substrato de hidrogel à base de ECM, que exigem atenção cuidadosa aos detalhes. Um problema potencial é a presença de soro no meio. Isso pode resultar na formação de redes hiPSC-CMs (por exemplo, redes endoteliais/vasculares) em vez de uma folha monocamada confluente; portanto, um meio livre de soro é recomendado durante o estabelecimento das monocamadas flexíveis de hidrogel hiPSC-CM (ou seja, dia 0 a dia 4). Da mesma forma, a preparação de muitos substratos de hidrogel de uma só vez pode resultar em substratos pobres ou irregulares devido à fadiga do operador. Embora seja importante trabalhar rapidamente, a integridade de cada substrato de hidrogel é crítica. Da mesma forma, deve-se semear cuidadosamente os hiPSC-CMs e mudar o meio; isso não deve ser feito com força. Ao mudar o meio, ele deve ser adicionado suavemente a partir da borda superior do poço para não perturbar o substrato de hidrogel ou as células. Tal como acontece com as culturas hiPSC-CM 2D padrão (ou seja, plástico ou vidro de cultura de tecidos convencionais), o revestimento a uma baixa densidade resultará na formação incompleta de monocamadas. É importante inspecionar visualmente os hiPSC-CMs para confirmar que eles estão no substrato de hidrogel e usar um temporizador para garantir um tempo preciso. Além disso, a cultura das monocamadas 2D hiPSC-CM por mais de 14 dias no substrato de hidrogel pode resultar em ruptura da monocamada, com base nas propriedades da ECM e nas instruções do fabricante do substrato.

Existem várias limitações para o método atual que devem ser consideradas. Primeiro, as células usadas neste protocolo eram de um provedor comercial de hiPSC-CMs, e essas células formam um sincício de células eletricamente acopladas. O sincício contém uma mistura de CM-hiPSC de todos os três subtipos cardíacos (ou seja, ventricular, atrial e nodal)¹⁷. Os estudos podem se beneficiar de uma população de CM-HC exclusiva do subtipo (ou seja, 100% ventricular ou 100% atrial). Em segundo lugar, esse método utilizou apenas hiPSC-CMs, enquanto os não-miócitos, incluindo fibroblastos cardíacos, células endoteliais e neurônios, podem melhorar a funcionalidade do hiPSC-CM^22,36. Em terceiro lugar, os CME-hiPSC 2D apresentam várias características de cardiomiócitos relativamente imaturos, incluindo batimento espontâneo, morfologia amorfa e falta de resposta inotrópica ^8,37. Em quarto lugar, embora esse protocolo produza monocamadas 2D hiPSC-CM de contração robusta, é provável que modelos de hiPSC-CM 3D funcionalmente aprimorados, como tecidos cardíacos modificados (ECTs), resultem em uma resposta contrátil induzida por CCM aprimorada sob concentrações fisiológicas de cálcio ^8,38. Finalmente, o protocolo descrito aqui é projetado para um formato de 48 poços. No entanto, com a otimização e a inclusão da automação, isso pode ser dimensionado para um formato de alto rendimento (por exemplo, placas de 96 poços ou 384 poços).

O padrão-ouro atual para estudos de hiPSC-CM são as condições convencionais de cultura 2D rígida (ou seja, plástico ou vidro de cultura de tecidos). Embora útil para estudos de eletrofisiologia³ e manuseio de cálcio³⁹, a metodologia convencional resulta em propriedades contráteis mínimas ^5,6,7. Como resultado, as condições convencionais de cultura 2D rígida não são passíveis de avaliação dos efeitos contráteis da MCC⁸. Os^métodos 38 3D hiPSC-CM ECT funcionalmente aprimorados são tecnicamente desafiadores, demorados e exigem equipamentos sofisticados que não estão prontamente disponíveis em todos os laboratórios. Neste protocolo, descrevemos uma metodologia simples para gerar monocamadas 2D hiPSC-CM de contração robusta em um período de tempo mais curto do que os métodos ECT 3D ou métodos 2D convencionais de longo prazo 7,40,41. Além disso, os reagentes aqui utilizados estão comercialmente disponíveis, incluindo o substrato de hidrogel e os CMs hiPSC, e ambos têm considerável consistência lot-a-lote. Enquanto utilizamos eletrodos de fio de platina removíveis (distância entre eletrodos: 2,0 mm, largura: 1,0 mm), vários materiais e configurações de eletrodos são passíveis de avaliações contráteis de CCM in vitro 8,15,17,18,22. Da mesma forma, existem vários softwares automatizados disponíveis que permitem a análise de vídeos de contração 7,31,32.

A maioria dos métodos não clínicos para avaliar a contratilidade de dispositivos médicos cardíacos depende em grande parte de modelos animais in vivo dispendiosos (por exemplo, cães ou porcos) e tiras musculares papilares tecnicamente desafiadoras (por exemplo, coelhos)¹⁸. Este trabalho descreveu um modelo in vitro humano para avaliar os efeitos dos sinais de dispositivos médicos de eletrofisiologia cardíaca sobre a contratilidade. Esta ferramenta poderia reduzir a dependência de estudos em animais e ser útil para a avaliação in vitro das propriedades contráteis de dispositivos de eletrofisiologia cardíaca.

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabalho foi apoiado em parte por uma nomeação para o Programa de Participação em Pesquisa no Centro de Dispositivos e Saúde Radiológica administrado pelo Oak Ridge Institute for Science and Education através de um acordo interagências entre o Departamento de Energia dos EUA e a Food and Drug Administration dos EUA. Os autores agradecem a Richard Gray, Trent Robertson e Anna Avila por suas sugestões e assistência técnica. O estudo foi financiado pela Food and Drug Administration dos EUA, Escritório de Laboratórios de Ciência e Engenharia.

Materials

0.1% Gelatin	STEMCELL Technologies	7903	Pre-plating Culture Substrate
48-well Plate	MatTek	P48G-1.5-6-F	Hydrogel Substrate hiPSC-CM Culture, Glass
6-well Plate	Thermofisher	140675	hiPSC-CM Culture, Plastic
B-27 Supplement, with insulin	Invitrogen	17504-044	Cardiomyocyte Media
Calcium Chloride dihydrate (CaCl₂)	Fisher Scientific	c70-500	Tyrode’s solution
CellOPTIQ Platform and Software	Clyde Biosciences		Contraction Recording and Analysis
Conical tube 15 mL	Corning	352099	hiPSC-CM Dissociation
Digital CMOS Camera	Hamamatsu	C11440-42U30	Contraction Video Recording
D-PBS	Life Technologies	14190-144	Cell Wash
Environmental Control Chamber	OKOLAB INC	H201-K-FRAME	Environmental Regulation
Glucose	Sigma-Aldrich	G8270-1kg	Tyrode’s solution
Hemocytometer	Fisher Scientific	22-600-107	hiPSC-CM Counting
HEPES	Sigma-Aldrich	H3375	Tyrode’s solution
iCell Cardiomyocytes Plating Medium	Fujifilm Cellular Dynamic, Inc.	M1001	hiPSC-CM Plating Media
iCell Cardiomyocytes², 01434	Fujifilm Cellular Dynamic, Inc.	R1017	hiPSC-CMs
Incubator (37 °C, 5% CO2)	Thermofisher	50116047	Maintain hiPSC-CMs
Inverted Microscope	Olympus	IX73	Imaging hiPSC-CMs
Magnesium Chloride hexahydrate (MgCl₂)	Fisher Scientific	m33-500	Tyrode’s solution
Matrigel Growth Factor Reduced Basement Membrane Matrix	Corning	356230	Flexible Hydrogel Substrate
Microcentrifuge tubes 1.5 ml	Fisher Scientific	05-408-129	Hydrogel Substrate Aliquot
Model 4100 Isolated High Power Stimulator	AM-Systems	Model 4100	Pulse Generator
MyCell Cardiomyocytes DCM LMNA L35P, 01016	Fujifilm Cellular Dynamic, Inc.	R1153	DCM hiPSC-CMs
Pen-Strep	Invitrogen	15140-122	Cardiomyocyte Media
Pipette L-20	Rainin	17014392	Plating Hydrogel Substrate
Pipette P1000	Fisher Scientific	F123602G
Pipette tips, 1000 ul	Fisher Scientific	02-707-509
Pipette tips, 20 ul	Rainin	GPS-L10S	Making Hydrogel Substrate
Potassium Chloride (KCl)	Fisher Scientific	P330-500	Tyrode’s solution
RPMI 1640, with glucose	Invitrogen	11875	Cardiomyocyte Media
Sodium Chloride (NaCl)	Fisher Scientific	s641-212	Tyrode’s solution
Sodium Hydroxide (NaOH)	Sigma-Aldrich	221465	Tyrode’s solution
Stimulation Electrodes			Pacing and CCM Stimulation
Stopwatch/Timer	Fisher Scientific	02-261-840	Plating Hydrogel Substrate
Trypan Blue Stain	Life Technologies	T10282	hiPSC-CM Counting
TrypLE Express	Life Technologies	12605-010	hiPSC-CM Dissociation

Referanslar

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Feaster, T. K., Casciola, M., Narkar, A., Blinova, K. Evaluation of Cardiac Contractility Modulation Therapy in 2D Human Stem Cell-Derived Cardiomyocytes. J. Vis. Exp. (190), e64848, doi:10.3791/64848 (2022).