Evaluation of Cardiac Contractility Modulation Therapy in 2D Human Stem Cell-Derived Cardiomyocytes

Tromondae K. Feaster; Maura Casciola; Akshay Narkar; Ksenia Blinova

doi:10.3791/64848

JoVE Journal > Bioengineering

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Biyomühendislik

Evaluatie van cardiale contractiliteitsmodulatietherapie in 2D-van menselijke stamcellen afgeleide cardiomyocyten

Published: December 16, 2022

doi:

10.3791/64848

Tromondae K. Feaster¹, Maura Casciola¹, Akshay Narkar¹, Ksenia Blinova¹

¹Office of Science and Engineering Laboratories, Center for Devices and Radiological Health,U.S. Food and Drug Administration

Özet

Hier demonstreren we een niet-invasieve contractiliteitsevaluatiemethode voor cardiale medische hulpmiddelen met behulp van 2D-door mensen geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide cardiomyocyten (hiPSC-CM) monolagen, verguld op een flexibel substraat, gekoppeld aan videogebaseerde microscopie. Deze tool zal nuttig zijn voor de in vitro evaluatie van de contractiele eigenschappen van cardiale elektrofysiologische apparaten.

Abstract

Door de mens geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide cardiomyocyten (hiPSC-CMs) worden momenteel onderzocht voor meerdere in vitro toepassingen en zijn gebruikt in regelgevende indieningen. Hier breiden we het gebruik ervan uit naar de veiligheid van cardiale medische hulpmiddelen of prestatiebeoordelingen. We ontwikkelden een nieuwe methode om contractiele eigenschappen van cardiale medische hulpmiddelen te evalueren in robuust samentrekkende 2D hiPSC-CMs monolagen verguld op een flexibel extracellulair matrix (ECM) -gebaseerd hydrogelsubstraat. Deze tool maakt het mogelijk om de effecten van cardiale elektrofysiologische apparaatsignalen op de menselijke hartfunctie (bijv. Contractiele eigenschappen) te kwantificeren met standaard laboratoriumapparatuur. De 2D hiPSC-CM monolagen werden gedurende 2-4 dagen gekweekt op een flexibel hydrogelsubstraat in een 48-well formaat.

De hiPSC-CM’s werden blootgesteld aan standaard cardiale contractiliteitsmodulatie (CCM) elektrische signalen van medische apparaten en vergeleken met controle (d.w.z. alleen pacing) hiPSC-CMs. De baseline contractiele eigenschappen van de 2D hiPSC-CMs werden gekwantificeerd door video-gebaseerde detectieanalyse op basis van pixelverplaatsing. De CCM-gestimuleerde 2D hiPSC-CMs die op het flexibele hydrogelsubstraat waren geplateerd, vertoonden aanzienlijk verbeterde contractiele eigenschappen ten opzichte van de uitgangswaarde (d.w.z. vóór CCM-stimulatie), waaronder een verhoogde piekcontractieamplitude en versnelde contractie- en relaxatiekinetiek. Bovendien maakt het gebruik van het flexibele hydrogelsubstraat de multiplexing mogelijk van de op video gebaseerde hart-excitatiecontractiekoppelingsuitlezingen (d.w.z. elektrofysiologie, calciumbehandeling en contractie) in gezonde en zieke hiPSC-CMs. De nauwkeurige detectie en kwantificering van de effecten van cardiale elektrofysiologische signalen op menselijke hartcontractie is van vitaal belang voor de ontwikkeling, optimalisatie en de-risking van cardiale medische hulpmiddelen. Deze methode maakt de robuuste visualisatie en kwantificering van de contractiele eigenschappen van het cardiale syncytium mogelijk, wat waardevol zou moeten zijn voor niet-klinische cardiale medische hulpmiddelenveiligheids- of effectiviteitstests. Dit artikel beschrijft in detail de methodologie om 2D hiPSC-CM hydrogel substraat monolagen te genereren.

Introduction

Naarmate de bevolking van de Verenigde Staten ouder wordt, blijft het aantal patiënten met hartfalen stijgen, samen met de directe medische kosten ^1,2. Er is een kritieke behoefte aan het ontwikkelen van nieuwe therapieën voor de behandeling van hartfalen en innovatieve niet-klinische methoden om dergelijke therapieën te testen. Door de mens geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide cardiomyocyten (hiPSC-CMs) zijn voorgesteld als een in vitro instrument om het therapeutische ontwikkelingsproces te ondersteunen en zijn gebruikt in regelgevende indieningen ^3,4. Het wijdverbreide gebruik ervan is echter beperkt voor contractiliteitsstudies vanwege het gebrek aan robuuste contractiele eigenschappen wanneer ze worden geplateerd in standaard stijve 2D-kweekomstandigheden (d.w.z. conventioneel weefselkweekplastic of glas)5,6,7,8. We hebben eerder het nut aangetoond van het plateren van geïsoleerde enkele hiPSC-CMs op een flexibel hydrogelsubstraat om robuuste zichtbare contractiele eigenschappen te genereren⁹. We toonden aan dat geïsoleerde hiPSC-CMs vergelijkbare contractiele eigenschappen hebben als die van vers geïsoleerde volwassen konijnenventrikel cardiomyocyten. Bovendien hebben we het nut van deze methode aangetoond voor het beoordelen van de contractiele reacties op farmacologische middelen⁷. Bovendien hebben andere studies deze technologie toegepast op mechanistische beoordelingen voor basiswetenschap en ziektemodellering^10,11,12. Hier is deze methodologie uitgebreid naar 2D hiPSC-CM monolagen, en het nut ervan bij het evalueren van fysiologisch relevante cardiale contractiliteitsmodulatie (CCM) medische apparaat elektrische signalen in vitro wordt aangetoond.

CCM is een intracardiale hartfalentherapie waarbij niet-exciterende elektrofysiologische signalen aan het myocard worden afgegeven tijdens de absolute refractaire periode van de hartcyclus^13,14. Reproduceerbare methoden om CCM in menselijke hartcelmodellen te evalueren ontbreken. Eerder werk heeft verschillende hartcelmodellen gebruikt om de CCM-contractiele respons te evalueren. We toonden in vitro aan dat vers geïsoleerde konijnenventrikel cardiomyocyten reageren op CCM-stimulatie door een voorbijgaande toename van calcium en contractieamplitude¹⁵. Een andere studie in geïsoleerde ventriculaire cardiomyocyten bij honden toonde CCM-geïnduceerde versterking van de intracellulaire calciumtransiënte amplitude¹⁶. In de meeste CCM-onderzoeken zijn echter ex vivo tr in vivo dierpreparaten gebruikt. Deze studies zijn moeilijk met elkaar te correleren omdat ze een verscheidenheid aan CCM-pulsparameters en soorten^{toepassen 17}. Een studie in een geïsoleerd konijn papillair model onthulde verhoogde CCM-geïnduceerde contractiliteit^8,18, en een reeks van hele hartstudies hebben CCM-geïnduceerde verbetering van de contractiele functie aangetoond^19,20,21. Deze studies hebben belangrijke mechanistische inzichten opgeleverd. Er is echter een gebrek aan reproduceerbare menselijke modellen voor in vitro cardiale EP-contractiele studies, waaronder CCM. Daartoe hebben we verschillende 2D- en 3D-hiPSC-modellen ontwikkeld en CCM-geïnduceerde verbetering van contractiele eigenschappen op een parameterafhankelijke manier aangetoond. Bovendien is gebleken dat de CCM-geïnduceerde inotrope effecten gedeeltelijk worden gemedieerd door neuronale input en β-adrenerge signalering ^8,17,22. Toch moet er meer bekend zijn over de mechanismen van CCM-therapie, en het gebruik van samentrekkende menselijke cardiomyocyten kan helpen bij het bereiken van dit resultaat. Als zodanig is er een aanzienlijke behoefte aan het ontwikkelen van niet-klinische hulpmiddelen voor mensen om nieuwe CCM-apparaten en -signalen te evalueren, het regelgevingsproces te versnellen, de belasting van diermodellen te verminderen en de besluitvorming van ontwikkelaars van apparaten te ondersteunen 8,17,23,24. Het is belangrijk om eenvoudige, doe-het-zelfprotocollen te ontwikkelen die naar elk laboratorium kunnen worden overgebracht en die standaardapparatuur en lage celvereisten gebruiken om de kosten te verlagen. Deze methode verduidelijkt de effecten van CCM-stimulatie op de menselijke cardiomyocytenfunctie en biedt belangrijke inzichten over CCM-veiligheid of -effectiviteit¹⁷. Hier beschrijven we de methode voor het genereren van 2D hiPSC-CM monolagen op een flexibel hydrogelsubstraat om een gestandaardiseerd niet-klinisch hulpmiddel te produceren om acute cardiale elektrofysiologische medische hulpmiddelen (d.w.z. CCM) contractiele reacties in gezondheid en ziekte te kwantificeren.

Protocol

1. Voorbereiding van de platen en media OPMERKING: Een typische extracellulaire matrix (ECM)-gebaseerde hydrogel aliquot is ~ 200 μL in een steriele 1,5 ml buis opgeslagen bij −20 °C. Bereid in een steriele weefselkweekkap een steriele 6-putplaat door 2 ml 0,1% gelatine (materiaaltabel) over te brengen naar elk putje. Plaats het deksel op de 6-putplaat en laat de gecoate plaat minimaal 1 uur incuberen bij 37 °C. Een dag voor het zaaien van de hiPSC-CMs op het flexibele hydrogelsubstraat, ontdooi je een hydrogel (Table of Materials) aliquot in de koelkast op ijs. Bereid het cardiomyocytenmedium (materiaalopgave) voor door 500 ml RPMI 1640, 10 ml 50x B-27-supplement en 5 ml penicilline-streptomycine9 te mengen. 2. Zaaien van gecryopreserveerde hiPSC-CMs Twee dagen voor het zaaien van de hiPSC-CMs op het flexibele hydrogelsubstraat, pre-plate de hiPSC-CMs op 0,1% gelatine-gecoate steriele 6-well platen. Ontdooi de hiPSC-CMs met behulp van een standaard ontdooiprotocol 9,25. Vervolgens plaat 1.500.000 totale hiPSC-CMs (Table of Materials) per put volgens de instructies van de fabrikant (figuur 1A)26. Kweek de hiPSC-CMs gedurende 2-4 dagen in standaard cardiomyocytenmedium om de hiPSC-CMs te laten herstellen van de cryopreservatie bij 37 °C en 5% CO2. Ververs het gebruikte medium elke 48 uur met 100% cardiomyocytenmedium. 3. Dissociatie en telling van de voorgeplateerde hiPSC-CMs Controleer de status van de hiPSC-CMs vóór dissociatie. Evalueer de gezondheid van de hiPSC-CMs, zorg voor levensvatbaarheid en stabiel kloppen.OPMERKING: De zuiverheid van de hiPSC-CM-populatie is belangrijk (bijv. >90% cardiale troponine T)7. Een cardiomyocytenselectiemethode (bijv. metabole selectie of sortering) wordt aanbevolen om de verstoring van het hydrogelsubstraat door niet-cardiomyocytencellen te verminderen25,26. Was de hiPSC-CMs 2x met 4 ml per putje D-PBS zonder CaCl 2 of MgCl2 (Materiaalopgave). Zuig de D-PBS op, voeg 1 ml dissociatiereagens bij kamertemperatuur toe aan elk putje en incubeer vervolgens gedurende 15 minuten bij 37 °C. Voeg 10 ml cardiomyocytenmedium toe aan een steriele conische buis van 15 ml. Dissocieer de hiPSC-CMs van de 6-well plaat met een pipet van 1.000 μL (figuur 1B). Voeg de celsuspensie toe aan de 15 ml conische buis26. Spoel de put af met 1 ml vers cardiomyocytenmedium om eventuele resterende hiPSC-CMs te verzamelen en voeg ze toe aan de conische buis van 15 ml. Breng het uiteindelijke volume van de conische buis op 15 ml. Centrifugeer gedurende 5 minuten (200 × g). Verwijder het supernatant tot de 1 ml markering. Resuspendeer de cellen in cardiomyocytenmedium tot een eindvolume van 5 ml. Tel de hiPSC-CMs met een handmatige of geautomatiseerde celteller. Incubeer de hiPSC-CM suspensie bij kamertemperatuur terwijl de flexibele hydrogelsubstraten worden voorbereid (maximaal 30 minuten). 4. Bereiding van de flexibele hydrogelsubstraten Bereid een pipet van 20 μL op 1 μL, 20 μL pipetpunten (bijv. 20 μL) en een steriele glazen bodemplaat van 48 well. Zorg ervoor dat er een stopwatch/timer klaar staat voordat je de hydrogelsubstraten maakt. Meng in de steriele weefselkweekkap het op ECM gebaseerde hydrogelsubstraat door zachtjes op de buis te tikken en plaats deze onmiddellijk terug op ijs. Start vervolgens de stopwatch / timer onmiddellijk voordat het eerste hydrogelsubstraat is verguld – dit is tijd nul. Pipetteer 1 μL van het hydrogelsubstraat op en neer ~3x om de pipetpunt te koelen. Breng ~ 1 μL van het onverdunde hydrogelsubstraat horizontaal aan op de bodem van elke put van de 48-putplaat (figuur 1C, figuur 2A en figuur 3A), waarbij u de pipet in een hoek van 45° houdt. Plaats alle hydrogelsubstraten in dezelfde richting in elke put (figuur 2 en figuur 3) om het substraat te helpen identificeren bij het uitvoeren van de experimenten met 40x vergroting 7,9,17,27.OPMERKING: Elke ~1 μL lijn is één hydrogelsubstraat (figuur 3). Meestal duurt het ~ 5 minuten om 48 putten voor te bereiden. Het gebruik van een horizontaal gekantelde microplaatstandaard (bijv. 30°) kan een beter zicht op de bodem van de put en het hydrogelsubstraat mogelijk maken. Zorg ervoor dat u de hele lengte van de put gaat (d.w.z. van links naar rechts). Korte hydrogelsubstraten kunnen te dik zijn, waardoor de stabiliteit van het substraat afneemt. Laat het hydrogelsubstraat niet drogen in de pipetpunt. Als dit gebeurt, schakel dan snel over naar een nieuwe tip en ga onmiddellijk verder. Als alternatief kunnen gekoelde pipetpunten worden gebruikt. Het op ECM gebaseerde hydrogelsubstraat kan snel polymeriseren wanneer het niet op ijs ligt. De voorbereiding van meerdere putten tegelijk (bijv. 10) wordt voorgesteld. Daarnaast wordt het oefenen in een mock 48-well plaat aanbevolen. Plaats het deksel op de 48-putplaat en laat de hydrogelsubstraten 8-10 minuten bij kamertemperatuur in de steriele weefselkweekkap incuberen voordat u de cellen toevoegt (figuur 2B).OPMERKING: Het is belangrijk om je te houden aan de voorgestelde incubatietijden. Een incubatietijd van meer dan 10 min zal leiden tot stijve hydrogelsubstraten en geen zichtbare samentrekkingen. Een incubatietijd van minder dan 8 min kan leiden tot substraten die instorten. Zaai de hiPSC-CMs onmiddellijk druppelsgewijs rechtstreeks op de hydrogelsubstraten, met ~ 30.000 levensvatbare hiPSC-CMs per put in een laag gemiddeld volume van ~ 200 μL cardiomyocytenmedium, met behulp van een pipet van 1.000 μL (figuur 2B en figuur 3B).OPMERKING: Dit proces stopt de polymerisatie van het hydrogelsubstraat en zorgt ervoor dat de hiPSC-CMs zich op het substraat 7,9,17,27 bevinden. Plaats het deksel op de plaat en laat de hiPSC-CMs gedurende 10-15 minuten ongestoord incuberen bij kamertemperatuur (figuur 2C) in de steriele weefselkweekkap om de hiPSC-CMs in staat te stellen zich aan het hydrogelsubstraat te hechten. Voeg voorzichtig ~ 100 μL vers cardiomyocytenmedium toe aan elke put (eindvolume: ~ 300 μL per put). Plaats het deksel op de plaat en breng het over naar een incubator bij 37 °C, 5% CO 2 gedurende2-4 dagen. Ververs het 100% medium elke 24 uur voordat de contractie-experimenten worden uitgevoerd.OPMERKING: Inspecteer de hiPSC-CMs visueel op de juiste morfologie; onmiddellijk na het plateren moeten de hiPSC-CMs rond verschijnen (figuur 3B). Op dag 2 na het zaaien zal een confluent 2D hiPSC-CM monolayer syncytium worden waargenomen (Figuur 3C) (Supplemental Video S1) met robuuste zichtbare contractie (Supplemental Video S2). 5. Registratie en analyse van de contractie Bereid het CCM-testmedium, de oplossing van Tyrode die het volgende bevat (in mmol/L): CaCl 2 0,5, NaCl 134, KCl 5,4, MgCl2 1, glucose 10 en HEPES 10, met de pH aangepast tot 7,4 met NaOH en evenwicht tot 37 °C in een waterbad.OPMERKING: Submaximaal extracellulair calcium (0,5 mM) wordt gebruikt om het CCM-testvenster te verbeteren. Zet de microscoop en de omgevingscontrolekamer aan om in evenwicht te komen tot 37 °C en 5% CO2. Verwijder het cardiomyocytenmedium uit de 48-putplaat en spoel elk putje voorzichtig tweemaal af met 600 μL CCM-testmedium. Voeg 300 μL CCM-testmedium per put toe en plaats de 48-well-plaat op de microscoop in de omgevingscontrolekamer. Plaats de elektroden en breng de cellen gedurende 5 minuten in evenwicht. Gebruik videogebaseerde microscopie om de contractievideo’s op te nemen. Open de video-opnamesoftware en stel een framesnelheid van 100 frames / s in. Selecteer een interessegebied (ROI) in de buurt van het midden van de hiPSC-CM monolaag.OPMERKING: Selecteer geen ROI aan de rand van de hiPSC-CM monolagen, omdat dit onstabiel kan zijn voor contractiele opnames. Vervolgens stimuleert het veld de cellen met een commerciële pulsgenerator (Table of Materials) om de 2D hiPSC-CM monolagen elektrisch te versnellen. Tempo de hiPSC-CMs op 1,5x drempel bij 1 Hz met baseline pulsparameters (bijv. monofasische blokgolf pacing pulsen met een 2 ms stimulus pulsduur van ~14 V/cm)17. Neem de basislijn op, alleen pacing (d.w.z. vóór de CCM) (figuur 1D) contractievideo voor minimaal vijf slagen17,28. Stimuleer vervolgens de hiPSC-CM monolaag met een experimenteel elektrisch signaal (figuur 1D). Gebruik voor het volgen van dit protocol de standaard CCM-stimulatieparameters: twee symmetrische bifasische pulsen van 5,14 ms faseduur (20,56 ms totale duur), ~28 V/cm (faseamplitude), nul interfase-interval en een vertraging van 30 ms (d.w.z. tijd vanaf het einde van de pacingpuls tot het begin van de CCM-puls) (Figuur 1D)29,30 en neem de CCM-geïnduceerde contractievideo op voor minimaal vijf slagen. Schakel het CCM-signaal uit, stimuleer met een baseline pacing-puls en neem een contractievideo op van de herstelperiode (d.w.z. na de CCM) voor minimaal vijf slagen. Gebruik standaard contractiesoftware om de contractievideo’s automatisch te analyseren en de belangrijkste contractiele eigenschappen te kwantificeren (bijv. De contractieamplitude, contractiehelling, ontspanningshelling, tijd tot piek, tijd tot basislijn 90% en contractieduur 50%)7,17,31,32. Gebruik de 2D hiPSC-CMs op het flexibele hydrogelsubstraat voor contractiele experimenten van dag 2-14 na het plateren op het substraat.

Representative Results

Beschreven in dit protocol is een eenvoudige, robuuste tool om zichtbaar samentrekkende 2D hiPSC-CM monolagen te genereren op een flexibel hydrogel substraat. De meting van de contractiele eigenschappen wordt bereikt met video-gebaseerde opname in combinatie met contractiliteitsanalysesoftware. Dit maakt de kwantificering mogelijk van de belangrijkste parameters van cardiomyocytencontractiliteit, waaronder de contractieamplitude, contractiehelling, ontspanningshelling, tijd tot piek, tijd tot baseline 90% en contractieduur 50%. Het model wordt gebruikt om de baseline contractiele eigenschappen van hiPSC-CMs te karakteriseren (figuur 4) van verschillende “gezonde” donoren en kan worden uitgebreid tot de evaluatie van cardiale elektrofysiologische signalen van medische hulpmiddelen (d.w.z. CCM). De toepassing van de standaard CCM-stimulatieparameters (figuur 1D)29,30 resulteerde in verbeterde contractiele eigenschappen in vitro (figuur 5 en tabel 1)17. We hebben verder aangetoond dat deze methode kan worden gebruikt om de effecten van de modulatie van extracellulaire calciumconcentraties op menselijke contractiele eigenschappen met en zonder CCM-stimulatie te evalueren (figuur 6)17. De verwachte baseline calciumafhankelijkheid van contractie werd waargenomen 7,17, evenals een CCM-geïnduceerde toename van de calciumgevoeligheid op het niveau van de cardiomyocytenmonolaag. Bovendien bleek uit de farmacologische ondervraging van de β-adrenerge signaleringsroute (figuur 7) dat de CCM-geïnduceerde inotrope effecten gedeeltelijk werden gemedieerd door β-adrenerge signalering17. Bovendien kan dit hulpmiddel worden uitgebreid naar patiëntspecifieke ziektecardiomyocyten, waaronder die van gedilateerde cardiomyopathie (DCM)33,34,35 (figuur 8), om het effect van CCM in de context van ziektetoestanden te begrijpen; inderdaad, verhoogde contractiele amplitude en versnelde contractie- en relaxatiekinetiek werden waargenomen bij de CCM “dosis” die hier werd getest (figuur 8). Hoewel we een CCM-nabootsend apparaat in ons laboratorium hebben, is de hier gebruikte methodologie niet specifiek voor dat systeem en kan deze worden toegepast op andere cardiale elektrofysiologische apparaten. Figuur 1: Schematische samenvatting van het 2D hiPSC-CM in vitro CCM model. (A) De hiPSC-CM’s zijn voorgeplateerd in monolaagformaat op gelatine (0,1%) gecoate 6-well platen. (B) Na 2 dagen in cultuur worden de hiPSC-CMs gedissocieerd en voorbereid voor plating op een flexibel hydrogelsubstraat. (C) De geïsoleerde hiPSC-CMs worden met een hoge dichtheid geplateerd op hydrogelsubstraten die zijn opgesteld in een 48-well-formaat (links) en worden getest in (0,5 mM) extracellulaire calcium Tyrode’s oplossing (rechts). D) Een commerciële pulsgenerator en standaard klinische CCM-pulsparameters29,30 (rechts) worden gebruikt om de hiPSC-CMs te stimuleren; De hartfunctie wordt beoordeeld door middel van video-gebaseerde analyse (links). (E) Representatieve contractieopnamen vóór CCM (uitgangswaarde: 5 V), tijdens CCM (CCM: 10 V) en na CCM (herstel: 5 V). Deze figuur is herdrukt uit Feaster et al.17. Afkortingen: hiPSC-CM = door de mens geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide cardiomyocyt; CCM = cardiale contractiliteitsmodulatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 2: Schema van de flexibele hydrogelsubstraat plating en zaaien. (A) Volledig ontdooid, onverdund hydrogelsubstraat op basis van ECM wordt aangebracht op een steriele 48-putplaat (linkerpaneel), met 1 μL hydrogelsubstraat per put (rechterpaneel). (B) Het hydrogelsubstraat mag gedurende 8-10 minuten bij kamertemperatuur incuberen (rechterpaneel), gevolgd door het bekleden van de hiPSC-CMs met hoge dichtheid in een laag middelgroot volume (~ 200 μL) (linkerpaneel). (C) Na 10-15 minuten incubatie wordt medium toegevoegd aan elke put (linkerpaneel) en worden de platen verplaatst naar een standaard weefselkweekincubator (rechterpaneel). Afkortingen: ECM = extracellulaire matrix, hiPSC-CM = door de mens geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide cardiomyocyt; RT = kamertemperatuur. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 3: Extracellulair matrixgebaseerd hydrogelsubstraat. (A) Representatief hydrogelsubstraat (geen cellen) in één put van een 48-puts glazen bodemplaat onmiddellijk nadat het substraat op de put is aangebracht. (B) Tijd 0 nadat de hiPSC-CMs zijn gezaaid. (C) Tijd 24 uur nadat de hiPSC-CMs zijn gezaaid. Dit paneel is herdrukt uit Feaster et al.17. De witte pijlen geven de rand van het hydrogelsubstraat aan, 4x vergroting. Schaalbalk = 1 mm. Afkorting: hiPSC-CM = door de mens geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide cardiomyocyt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 4: Karakterisering van de 2D hiPSC-CM monolayer contractiele eigenschappen. (A) Representatieve contractieregistratie van de 2D hiPSC-CMs bij 1 Hz (5 V). (B) Representatieve contractiesporen die één contractiecyclus weergeven. (C) Samenvattende staafdiagrammen. De gegevens zijn gemiddeld ± SEM. n = 18. Afkorting: hiPSC-CM = door de mens geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide cardiomyocyt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 5: Acuut effect van CCM op de 2D hiPSC-CM contractiele eigenschappen. (A) Representatieve contractieregistratie voor vóór CCM (5 V), tijdens CCM (10 V) en na CCM (5 V). (B) Representatieve contractiesporen van de onmiddellijke effecten (d.w.z. laatste voor-CCM-beat, eerste CCM-beat en eerste after-CCM-beat, aangegeven met +). (C) Beknopte staafdiagrammen van de onmiddellijke effecten. Procentuele verandering, gegevens zijn gemiddeld ± SEM. n = 23. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001. Deze figuur is herdrukt uit Feaster et al.17. Afkortingen: hiPSC-CM = door de mens geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide cardiomyocyt; CCM = cardiale contractiliteitsmodulatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 6: Effect van extracellulaire calciummodulatie op de CCM-respons. (A) Representatieve contractiesporen van de onmiddellijke effecten voor elke groep vóór CCM (5 V), tijdens CCM (10 V) en na CCM (5 V); de hiPSC-CMs werden blootgesteld aan toenemende concentraties extracellulair calcium (Cao) van 0,25-2 mM. (B-D) Getransformeerde gegevens (sigmoïdaal) om het oog te leiden die het effect van CCM op de calciumgevoeligheid van de contractiele eigenschappen (d.w.z. de amplitude en kinetiek) aantonen (heuvelhelling = 1,0). n = 6-8 per groep. Deze figuur is herdrukt uit Feaster et al.17. Afkortingen: hiPSC-CM = door de mens geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide cardiomyocyt; CCM = cardiale contractiliteitsmodulatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 7: Farmacologische uitdaging. Representatieve contractiesporen voor elke groep vóór CCM (5 V), tijdens CCM (10 V) en na CCM (5V); de hiPSC-CMs werden voorbehandeld met (A) medium of (B) metoprolol (2 μM). (C,D) Overzichtsstaafdiagrammen voor elke voorwaarde. Procentuele verandering, gegevens zijn gemiddeld ± SEM. n = 10 per groep. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001. Deze figuur is herdrukt uit Feaster et al.17. Afkortingen: hiPSC-CM = door de mens geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide cardiomyocyt; CCM = cardiale contractiliteitsmodulatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 8: Acuut effect van CCM op de contractiele eigenschappen van zieke 2D hiPSC-CMs. (A) Representatief contractiespoor voor DCM L35P, controle baseline (vóór, 6 V) en DCM L35P plus CCM (10 V). (B) Samenvattende staafdiagrammen. Procentuele verandering, gegevens zijn gemiddeld ± SEM. n = 3. *p < 0,05, **p < 0,01. Afkortingen: hiPSC-CM = door de mens geïnduceerde pluripotente stamcel-afgeleide cardiomyocyt; CCM = cardiale contractiliteitsmodulatie; DCM = gedilateerde cardiomyopathie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Aanvullende video S1: Timelapse van de hiPSC-CMs op de extracellulaire matrix-gebaseerde hydrogel. Tweedimensionale hiPSC-CMs verguld op het flexibele hydrogelsubstraat; Tijd: 0-90 uur; een put van een 48-well glazen bodemplaat; 4x vergroting. De hiPSC-CMs vormen een horizontale monolayer syncytium (d.w.z. van links naar rechts). Schaalbalk = 1 mm. Klik hier om deze video te downloaden. Aanvullende video S2: hiPSC-CMs op de extracellulaire matrix-gebaseerde hydrogel. Tweedimensionale hiPSC-CMs verguld op het flexibele hydrogelsubstraat; Tijd: ~ 24 uur; een put van een 48-well glazen bodemplaat; 4x vergroting. De hiPSC-CMs vormen monolaagmorfologie en vertonen een robuuste contractie bij ~24 h post plating. Schaalbalk = 1 mm. Deze video komt uit Feaster et al.17. Klik hier om deze video te downloaden. Parameter CCM Na Amplitude 16 ± 4%** 4 ± 5% Tijd tot piek 50% -20 ± 9%* 7 ± 5% Tijd tot piek 90% -22 ± 8%* 6 ± 5% Tijd tot basislijn 50% -8 ± 5% 4 ± 4% Tijd tot basislijn 90% -12 ± 6%* 5 ± 5% Contractduur 10% -13 ± 6% 3 ± 5% Contractduur 50% -6 ± 5 % 3 ± 5% Contractduur 90% 0 ± 5% 3 ± 4% N 23 23 Tabel 1: Contractiele eigenschappen. Procentuele verandering ten opzichte van vóór CCM (5 V); de gegevens zijn gemiddeld ± SEM voor alle slagen in elke groep tijdens CCM (10 V) en na CCM (5 V). n = 23. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, ****p < 0,0001. Deze tabel is herdrukt uit Feaster et al.17.

Discussion

Het hierin beschreven protocol beschrijft een methode om robuust samentrekkende 2D hiPSC-CM monolagen te genereren op een flexibel extracellulair matrix (ECM)-gebaseerd hydrogelsubstraat met commerciële reagentia ^7,17. De hiPSC-CMs die op het flexibele hydrogelsubstraat zijn gezaaid, blijven levensvatbaar en hebben verbeterde contractiele eigenschappen⁷. Deze techniek is gebaseerd op standaard laboratoriumapparatuur en mogelijkheden⁷. Er zijn verschillende kritieke stappen in het protocol, waaronder met betrekking tot het werken met het op ECM gebaseerde hydrogelsubstraat, die zorgvuldige aandacht voor detail vereisen. Een mogelijk probleem is de aanwezigheid van serum in het medium. Dit kan ertoe leiden dat de hiPSC-CMs netwerken vormen (bijv. endotheel/vasculaire netwerken) in plaats van een confluente monolaagplaat; daarom wordt een serumvrij medium aanbevolen tijdens de oprichting van de flexibele hydrogel hiPSC-CM monolagen (d.w.z. dag 0 tot dag 4). Evenzo kan het bereiden van te veel hydrogelsubstraten tegelijk resulteren in slechte of ongelijke substraten als gevolg van vermoeidheid van de operator. Hoewel het belangrijk is om snel te werken, is de integriteit van elk hydrogelsubstraat van cruciaal belang. Evenzo moet men de hiPSC-CMs zorgvuldig zaaien en het medium veranderen; Dat moet niet met geweld gebeuren. Bij het veranderen van het medium moet het voorzichtig vanaf de bovenrand van de put worden toegevoegd om het hydrogelsubstraat of de cellen niet te verstoren. Net als bij standaard 2D hiPSC-CM-culturen (d.w.z. conventioneel weefselkweekplastic of glas), zal plating met een lage dichtheid resulteren in onvolledige monolaagvorming. Het is belangrijk om de hiPSC-CMs visueel te inspecteren om te bevestigen dat ze zich op het hydrogelsubstraat bevinden en om een timer te gebruiken om een nauwkeurige timing te garanderen. Bovendien kan het kweken van de 2D hiPSC-CM monolagen gedurende meer dan 14 dagen op het hydrogelsubstraat resulteren in verstoring van de monolaag, op basis van de ECM-eigenschappen en instructies van de fabrikant van het substraat.

Er zijn verschillende beperkingen aan de huidige methode die moeten worden overwogen. Ten eerste waren de cellen die in dit protocol werden gebruikt afkomstig van een commerciële hiPSC-CMs-provider, en die cellen vormen een syncytium van elektrisch gekoppelde cellen. Het syncytium bevat een mengsel van hiPSC-CMs van alle drie de cardiale subtypen (d.w.z. ventriculair, atriale en nodale)¹⁷. Studies kunnen baat hebben bij een subtype-exclusieve hiPSC-CM-populatie (d.w.z. 100% ventrikel of 100% atrial). Ten tweede gebruikte deze methode alleen hiPSC-CM’s, terwijl niet-myocyten, waaronder cardiale fibroblasten, endotheelcellen en neuronen, de hiPSC-CM-functionaliteit kunnen verbeteren^22,36. Ten derde vertonen 2D hiPSC-CMs verschillende kenmerken van relatief onrijpe cardiomyocyten, waaronder spontaan kloppen, amorfe morfologie en het ontbreken van een inotrope respons ^8,37. Ten vierde, terwijl dit protocol robuust samentrekkende 2D hiPSC-CM monolagen produceert, is het waarschijnlijk dat functioneel verbeterde 3D hiPSC-CM-modellen zoals gemanipuleerde hartweefsels (ECT’s) zullen resulteren in een verbeterde CCM-geïnduceerde contractiele respons onder fysiologische calciumconcentraties ^8,38. Ten slotte is het hier beschreven protocol ontworpen voor een 48-well-formaat. Met optimalisatie en de opname van automatisering kan dit echter worden geschaald naar een formaat met een hoge doorvoer (bijv. 96-well of 384-well platen).

De huidige gouden standaard voor hiPSC-CM-studies is conventionele rigide 2D-kweekomstandigheden (d.w.z. weefselkweekplastic of glas). Hoewel nuttig voor elektrofysiologie³ en calciumbehandeling³⁹ studies, resulteert de conventionele methodologie in minimale contractiele eigenschappen ^5,6,7. Als gevolg hiervan zijn conventionele rigide 2D-cultuuromstandigheden niet vatbaar voor de beoordeling van CCM-contractiele effecten⁸. Functioneel verbeterde 3D hiPSC-CM ECT-methoden³⁸ zijn technisch uitdagend, tijdrovend en vereisen geavanceerde apparatuur die niet in elk laboratorium direct beschikbaar is. In dit protocol beschrijven we een eenvoudige methodologie om robuust samentrekkende 2D hiPSC-CM monolagen te genereren in een korter tijdsbestek dan 3D ECT-methoden of langdurige, conventionele 2D-methoden 7,40,41. Bovendien zijn de hier gebruikte reagentia in de handel verkrijgbaar, waaronder het hydrogelsubstraat en de hiPSC-CMs, en beide hebben een aanzienlijke consistentie van lot-to-lot. Hoewel we verwijderbare platinadraadelektroden hebben gebruikt (interelektrodeafstand: 2,0 mm, breedte: 1,0 mm), zijn verschillende elektrodematerialen en -configuraties vatbaar voor CCM-contractiele beoordelingen in vitro 8,15,17,18,22. Evenzo zijn er meerdere geautomatiseerde software beschikbaar die de analyse van contractievideo’s 7,31,32 mogelijk maakt.

De meeste niet-klinische methoden om de contractiliteit van cardiale medische hulpmiddelen te evalueren, zijn grotendeels afhankelijk van dure in vivo diermodellen (bijv. Honden of varkens) en technisch uitdagende papillaire spierstrips (bijv. Konijnen)¹⁸. Dit artikel beschreef een menselijk in vitro model om de effecten van cardiale elektrofysiologische medische apparaatsignalen op contractiliteit te evalueren. Dit instrument zou de afhankelijkheid van dierstudies kunnen verminderen en nuttig kunnen zijn voor de in vitro evaluatie van de contractiele eigenschappen van cardiale elektrofysiologische apparaten.

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door een benoeming in het Research Participation Program bij het Center for Devices and Radiological Health, beheerd door het Oak Ridge Institute for Science and Education via een interagency-overeenkomst tussen het Amerikaanse ministerie van Energie en de Amerikaanse Food and Drug Administration. De auteurs bedanken Richard Gray, Trent Robertson en Anna Avila voor hun suggesties en technische assistentie. De studie werd gefinancierd door de Amerikaanse Food and Drug Administration, Office of Science and Engineering Laboratories.

Materials

0.1% Gelatin	STEMCELL Technologies	7903	Pre-plating Culture Substrate
48-well Plate	MatTek	P48G-1.5-6-F	Hydrogel Substrate hiPSC-CM Culture, Glass
6-well Plate	Thermofisher	140675	hiPSC-CM Culture, Plastic
B-27 Supplement, with insulin	Invitrogen	17504-044	Cardiomyocyte Media
Calcium Chloride dihydrate (CaCl₂)	Fisher Scientific	c70-500	Tyrode’s solution
CellOPTIQ Platform and Software	Clyde Biosciences		Contraction Recording and Analysis
Conical tube 15 mL	Corning	352099	hiPSC-CM Dissociation
Digital CMOS Camera	Hamamatsu	C11440-42U30	Contraction Video Recording
D-PBS	Life Technologies	14190-144	Cell Wash
Environmental Control Chamber	OKOLAB INC	H201-K-FRAME	Environmental Regulation
Glucose	Sigma-Aldrich	G8270-1kg	Tyrode’s solution
Hemocytometer	Fisher Scientific	22-600-107	hiPSC-CM Counting
HEPES	Sigma-Aldrich	H3375	Tyrode’s solution
iCell Cardiomyocytes Plating Medium	Fujifilm Cellular Dynamic, Inc.	M1001	hiPSC-CM Plating Media
iCell Cardiomyocytes², 01434	Fujifilm Cellular Dynamic, Inc.	R1017	hiPSC-CMs
Incubator (37 °C, 5% CO2)	Thermofisher	50116047	Maintain hiPSC-CMs
Inverted Microscope	Olympus	IX73	Imaging hiPSC-CMs
Magnesium Chloride hexahydrate (MgCl₂)	Fisher Scientific	m33-500	Tyrode’s solution
Matrigel Growth Factor Reduced Basement Membrane Matrix	Corning	356230	Flexible Hydrogel Substrate
Microcentrifuge tubes 1.5 ml	Fisher Scientific	05-408-129	Hydrogel Substrate Aliquot
Model 4100 Isolated High Power Stimulator	AM-Systems	Model 4100	Pulse Generator
MyCell Cardiomyocytes DCM LMNA L35P, 01016	Fujifilm Cellular Dynamic, Inc.	R1153	DCM hiPSC-CMs
Pen-Strep	Invitrogen	15140-122	Cardiomyocyte Media
Pipette L-20	Rainin	17014392	Plating Hydrogel Substrate
Pipette P1000	Fisher Scientific	F123602G
Pipette tips, 1000 ul	Fisher Scientific	02-707-509
Pipette tips, 20 ul	Rainin	GPS-L10S	Making Hydrogel Substrate
Potassium Chloride (KCl)	Fisher Scientific	P330-500	Tyrode’s solution
RPMI 1640, with glucose	Invitrogen	11875	Cardiomyocyte Media
Sodium Chloride (NaCl)	Fisher Scientific	s641-212	Tyrode’s solution
Sodium Hydroxide (NaOH)	Sigma-Aldrich	221465	Tyrode’s solution
Stimulation Electrodes			Pacing and CCM Stimulation
Stopwatch/Timer	Fisher Scientific	02-261-840	Plating Hydrogel Substrate
Trypan Blue Stain	Life Technologies	T10282	hiPSC-CM Counting
TrypLE Express	Life Technologies	12605-010	hiPSC-CM Dissociation

Referanslar

Jackson, S. L., et al. National burden of heart failure events in the United States, 2006 to 2014. Circulation: Heart Failure. 11 (12), 004873 (2018).
Cook, C., Cole, G., Asaria, P., Jabbour, R., Francis, D. P. The annual global economic burden of heart failure. International Journal of Cardiology. 171 (3), 368-376 (2014).
Blinova, K., et al. International multisite study of human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes for drug proarrhythmic potential assessment. Cell Reports. 24 (13), 3582-3592 (2018).
Yang, X., Ribeiro, A. J. S., Pang, L., Strauss, D. G. Use of human iPSC-CMs in nonclinical regulatory studies for cardiac safety assessment. Toxicology Sciences. 190 (2), 117-126 (2022).
Zuppinger, C. 3D cardiac cell culture: A critical review of current technologies and applications. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 87 (2019).
Huethorst, E., et al. Conventional rigid 2D substrates cause complex contractile signals in monolayers of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. The Journal of Physiology. 600 (3), 483-507 (2022).
Feaster, T. K., et al. Matrigel mattress: A method for the generation of single contracting human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Circulation Research. 117 (12), 995-1000 (2015).
Feaster, T. K., et al. Acute effects of cardiac contractility modulation stimulation in conventional 2D and 3D human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocyte models. Frontiers in Physiology. 13, 1023563 (2022).
Feaster, T. K. . Implementation of human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocyte to model excitation-contraction coupling in health and disease. , (2015).
Cadar, A. G., et al. Real-time visualization of titin dynamics reveals extensive reversible photobleaching in human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 318 (1), 163-173 (2020).
Parikh, S. S., et al. Thyroid and glucocorticoid hormones promote functional T-tubule development in human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Circulation Research. 121 (12), 1323-1330 (2017).
Wang, L., et al. Hypertrophic cardiomyopathy-linked mutation in troponin T causes myofibrillar disarray and pro-arrhythmic action potential changes in human iPSC cardiomyocytes. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 114, 320-327 (2018).
Campbell, C. M., Kahwash, R., Abraham, W. T. Optimizer Smart in the treatment of moderate-to-severe chronic heart failure. Future Cardiology. 16 (1), 13-25 (2020).
PMA P180036. FDA Summary of Safety and Effectiveness Data. Food and Drug Administration Available from: https://www.accessdata.fda.gov/cdrh_docs/pdf18/P180036B.pdf (2019)
Blinova, K., et al. Acute effects of nonexcitatory electrical stimulation during systole in isolated cardiac myocytes and perfused heart. Physiological Reports. 2 (8), 12106 (2014).
Sabbah, H. N., et al. Cardiac contractility modulation with the impulse dynamics signal: Studies in dogs with chronic heart failure. Heart Failure Reviews. 6 (1), 45-53 (2001).
Feaster, T. K., Casciola, M., Narkar, A., Blinova, K. Acute effects of cardiac contractility modulation on human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Physiological Reports. 9 (21), 15085 (2021).
Brunckhorst, C. B., Shemer, I., Mika, Y., Ben-Haim, S. A., Burkhoff, D. Cardiac contractility modulation by non-excitatory currents: Studies in isolated cardiac muscle. European Journal of Heart Failure. 8 (1), 7-15 (2006).
Mohri, S., et al. Cardiac contractility modulation by electric currents applied during the refractory period. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 282 (5), 1642-1647 (2002).
Mohri, S., et al. Electric currents applied during refractory period enhance contractility and systolic calcium in the ferret heart. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 284 (4), 1119-1123 (2003).
Burkhoff, D., et al. Electric currents applied during the refractory period can modulate cardiac contractility in vitro and in vivo. Heart Failure Reviews. 6 (1), 27-34 (2001).
Narkar, A., Feaster, T. K., Casciola, M., Blinova, K. Human in vitro neurocardiac coculture (ivNCC) assay development for evaluating cardiac contractility modulation. Physiological Reports. 10 (21), 15498 (2022).
Harris, K., et al. Comparison of electrophysiological data from human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes to functional preclinical safety assays. Toxicological Sciences. 134 (2), 412-426 (2013).
Blinova, K., et al. Comprehensive translational assessment of human-induced pluripotent stem cell derived cardiomyocytes for evaluating drug-induced arrhythmias. Toxicological Sciences. 155 (1), 234-247 (2017).
Ma, J., et al. High purity human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes: electrophysiological properties of action potentials and ionic currents. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (5), 2006-2017 (2011).
Burridge, P. W., Holmstrom, A., Wu, J. C. Chemically defined culture and cardiomyocyte differentiation of human pluripotent stem cells. Current Protocols in Human Genetics. 87, 1-15 (2015).
Cadar, A. G., Feaster, T. K., Durbin, M. D., Hong, C. C. Production of single contracting human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes: Matrigel mattress technique. Current Protocols in Stem Cell Biology. 42, 1-7 (2017).
Narkar, A., Willard, J. M., Blinova, K. Chronic cardiotoxicity assays using human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs). International Journal of Molecular Sciences. 23 (6), 3199 (2022).
OPTIMIZER® Smart Implantable Pulse Generator INSTRUCTIONS FOR USE. ImpulseDynamics Available from: https://impulse-dynamics.com/wp-content/uploads/2020/05/13-290-008-01-US-Rev-01-OPT-Smart-IPG-IFU.pdf (2018)
OPTIMIZER™ Smart Mini Implantable Pulse Generator INSTRUCTIONS FOR USE. ImpulseDynamics Available from: https://impulse-dynamics.com/wp-content/uploads/2021/02/13-290-011-EU-Rev-00-OPTIMIZER-Smart-Mini-IPG-IFU-EU.pdf (2019)
Sala, L., et al. MUSCLEMOTION: A versatile open software tool to quantify cardiomyocyte and cardiac muscle contraction in vitro and in vivo. Circulation Research. 122 (3), 5-16 (2018).
Grune, T., Ott, C., Haseli, S., Hohn, A., Jung, T. The "MYOCYTER" – Convert cellular and cardiac contractions into numbers with ImageJ. Scientific Reports. 9, 15112 (2019).
Masarone, D., et al. Use of cardiac contractility modulation as bridge to transplant in an obese patient with advanced heart failure: A case report. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 9, 833143 (2022).
Nadeem, M., Tariq, E. F., Aslam, H. M., Illahi, Y., Shah, R. All-cause mortality outcomes of usage of cardiac contractility modulation in patients with dilated cardiomyopathy ineligible for cardiac re-synchronization therapy: An updated meta-analysis of randomized controlled trials. Cureus. 12 (9), 10627 (2020).
Manganelli, G., et al. Use of cardiac contractility modulation in an older patient with non-ischemic dilated cardiomyopathy: A case report. Clinics and Practice. 11 (4), 835-840 (2021).
Mannhardt, I., et al. Automated contraction analysis of human engineered heart tissue for cardiac drug safety screening. Journal of Visualized Experiments. (122), e55461 (2017).
Gintant, G., et al. Repolarization studies using human stem cell-derived cardiomyocytes: Validation studies and best practice recommendations. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 117, 104756 (2020).
Feric, N. T., et al. Engineered cardiac tissues generated in the Biowire™ II: A platform for human-based drug discovery. Toxicology Sciences. 172 (1), 89-97 (2019).
Hwang, H. S., et al. Human induced pluripotent stem cell (hiPSC) derived cardiomyocytes to understand and test cardiac calcium handling: A glass half full. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 89, 379-380 (2015).
Lundy, S. D., Zhu, W. Z., Regnier, M., Laflamme, M. A. Structural and functional maturation of cardiomyocytes derived from human pluripotent stem cells. Stem Cells and Development. 22 (14), 1991-2002 (2013).
Stoehr, A., et al. Automated analysis of contractile force and Ca2+ transients in engineered heart tissue. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 306 (9), 1353-1363 (2014).

Etiketler

AI Cardiac Contractility Modulation Induced Pluripotent Stem Cell Cardiomyocytes Medical Device Evaluation Cell Culture Cell Dissociation Flexible Hydrogel Substrates

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Bu Makaleden Alıntı Yapın

Feaster, T. K., Casciola, M., Narkar, A., Blinova, K. Evaluation of Cardiac Contractility Modulation Therapy in 2D Human Stem Cell-Derived Cardiomyocytes. J. Vis. Exp. (190), e64848, doi:10.3791/64848 (2022).