Le protocole présenté ici permet la transplantation de microglies humaines induites dérivées de cellules souches pluripotentes (iPSMG) dans le cerveau par voie transnasale chez des souris immunocompétentes. La méthode de préparation et de transplantation transnasale de cellules et l’administration d’un mélange de cytokines pour le maintien de l’iPSMG est présentée.
Les microglies sont la population spécialisée de cellules de type macrophage du cerveau. Ils jouent un rôle essentiel dans les fonctions cérébrales physiologiques et pathologiques. La plupart de notre compréhension actuelle de la microglie est basée sur des expériences réalisées sur la souris. La microglie humaine diffère de la microglie de souris, et donc la réponse et les caractéristiques de la microglie de souris peuvent ne pas toujours représenter celles de la microglie humaine. En outre, en raison de difficultés éthiques et techniques, la recherche sur la microglie humaine est limitée au système de culture in vitro , qui ne capitule pas in vivo sur les caractéristiques de la microglie. Pour surmonter ces problèmes, une méthode simplifiée de transplantation non invasive de microglie humaine dérivée de cellules souches pluripotentes induites (iPSMG) dans le cerveau de souris immunocompétentes par voie transnasale en combinaison avec l’épuisement pharmacologique de la microglie endogène à l’aide d’un antagoniste du récepteur du facteur 1 stimulant les colonies (CSF1R) est développée. Ce protocole fournit un moyen de transplanter de manière non invasive des cellules dans le cerveau de la souris et peut donc être utile pour évaluer le rôle in vivo de la microglie humaine dans les fonctions cérébrales physiologiques et pathologiques.
Les microglies sont une population spécialisée de cellules de type macrophage dans le système nerveux central (SNC) et jouent un rôle essentiel dans le contrôle de diverses fonctions cérébrales comme le développement de circuits neuronaux, la modulation de la neurotransmission et le maintien de l’homéostasie cérébrale 1,2,3. Bien que les microglies murines partagent de nombreuses fonctions avec celles des humains, elles présentent des différences spécifiques à l’espèce. Ainsi, la réponse de la microglie de souris à divers stimuli peut ne pas toujours représenter celle de la microglie humaine 4,5,6. Bien que de nombreuses études aient analysé la microglie humaine, ces expériences se limitent à des études in vitro. Les microglies humaines cultivées in vitro présentent des caractéristiques morphologiques et une expression génique très différentes de celles in vivo. Ainsi, les expériences in vitro ne capitulent pas toujours les caractéristiques in vivo de la microglie humaine. Par conséquent, un système expérimental pour étudier la microglie humaine in vivo est nécessaire.
Récemment, pour étudier les caractéristiques in vivo de la microglie humaine, des cellules souches pluripotentes induites (CSPi) générées in vitro – ou des microglies humaines dérivées de cellules souches embryonnaires sont transplantées chirurgicalement dans le cerveaude souris 7,8,9,10,11,12,13,14. En utilisant cette approche, diverses caractéristiques in vivo de la microglie humaine ont été caractérisées. Cependant, l’utilisation généralisée de cette méthode est limitée pour deux raisons. Le premier est l’exigence des souris immunodéficientes. Ainsi, pour étudier le rôle de la microglie humaine dans diverses maladies neurodégénératives, les souris porteuses de mutations de la maladie doivent être croisées avec des souris immunodéficientes, ce qui nécessite beaucoup de temps et d’efforts. En outre, dans divers troubles neurologiques, les cellules immunitaires périphériques, comme les cellules T, peuvent moduler les fonctions microgliales 15,16,17. Par conséquent, les expériences réalisées sur des souris immunodéficientes peuvent ne pas représenter les caractéristiques de bonne foi de la microglie humaine in vivo. Deuxièmement, les chirurgies invasives pour transplanter la microglie nécessitent un équipement et une formation supplémentaires. De plus, une lésion cérébrale au cours d’une transplantation invasive peut modifier les phénotypes microgliaux.
Dans ce protocole, la transplantation transnasale non invasive (Tsn) d’iPSMG chez des souris immunocompétentes de type sauvage est décrite18. En combinant l’ON/OFF pharmacologique d’un antagoniste du LCR1R PLX5622 qui épuise la microglie endogène de la souris19 et Tsn, iPSMG peut être transplanté de manière non invasive dans le cerveau de la souris. De plus, avec l’application de cytokines humaines exogènes, l’iPSMG transplanté reste viable pendant 60 jours d’une manière spécifique à la région sans aucun immunosuppresseur.
Le protocole décrit ici la transplantation non invasive d’iPSMG dans le cerveau de la souris. La particularité du protocole actuel est qu’en combinant les méthodes pharmacologiques PLX ON/OFF et la transplantation intranasale, l’iPSMG peut être transplanté de manière non invasive dans le cerveau immunocompétent de la souris. L’iPSMG transplanté a formé la majorité des microglies dans l’hippocampe et le cervelet en occupant la niche vacante jusqu’à 60 jours, mais pas dans le cortex.
Les points critiques pour le Tsn efficace de l’iPSMG sont (i) l’efficacité de l’épuisement de la microglie endogène de souris (ii) l’administration de cytokines humaines toutes les 12 h. Les microglies maintiennent leur propre territoire dans le cerveau. L’épuisement efficace de la microglie de souris est nécessaire pour fournir une niche pour la greffe d’iPSMG transplanté. Lorsque l’épuisement de la microglie endogène de la souris est insuffisant, la colonisation de l’hippocampe et du cervelet de la souris par iPSMG n’est pas observée. La viabilité de la microglie dépend de la signalisation CSF1R et TGFBR 19,21,22. hCSF1 est signalé pour augmenter sélectivement la viabilité de la microglie humaine, et hTGF-β1 est nécessaire pour la viabilité de la microglie ainsi que pour amortir l’inflammation lorsqu’il est administré toutes les 12 h 21,23,24. En l’absence de cytokines humaines exogènes, les iPSMG ne sont pas observés dans le cerveau de souris. En outre, il faut veiller à ne pas activer mécaniquement l’iPSMG par pipetage excessif ou par tout autre moyen avant Tsn, car il modifie irrévocablement les caractéristiques de l’iPSMG ainsi que l’efficacité de la transplantation. Si le Tsn satisfaisant de l’iPSMG n’est pas observé, la viabilité de l’iPSMG avant la transplantation ainsi que l’épuisement de la microglie endogène doivent être déterminés. Si l’épuisement de la microglie endogène de la souris ne dépasse pas 90%, le temps d’alimentation PLX5622 peut être modifié pour augmenter l’épuisement.
Par rapport à une méthode de transplantation chirurgicale conventionnelle qui est invasive et nécessite un équipement et une formation supplémentaires, Tsn permet la transplantation de manière non invasive, simple, stable et facile. De plus, cette méthode permet la transplantation d’iPSMG dans des cerveaux de souris immunocompétentes; ainsi, des souris modèles de maladie immunocompétentes peuvent être utilisées pour étudier la réponse de l’iPSMG.
Le plus grand inconvénient de la méthode actuelle est l’hétérogénéité régionale dans la greffe d’iPSMG. Si la transplantation d’iPSMG spécifique à la région du cerveau est nécessaire, le protocole actuel ne convient pas car l’iPSMG transplanté reste greffé pendant 60 jours uniquement dans l’hippocampe et le cervelet, mais pas dans le cortex. En outre, la nécessité d’administrer des cytokines humaines exogènes par voie intranasale toutes les 12 heures est également une limitation du protocole actuel car il nécessite un travail important et coûte cher.
En conclusion, un protocole détaillé pour Tsn d’iPSMG dans le cerveau de souris immunocompétentes est fourni. Lorsqu’il est combiné avec l’ON/OFF pharmacologique de la microglie de souris par PLX5622, ce protocole permet une greffe réussie d’iPSMG. Comme les cellules transplantées peuvent être observées dans l’hippocampe et le cervelet pendant une période prolongée lorsque des cytokines exogènes sont appliquées, la méthode actuelle peut être utile pour évaluer le rôle de la microglie humaine dans les états physiologiques et pathologiques dans ces régions.
The authors have nothing to disclose.
Sponsors de la subvention : Cette étude a été soutenue par JSPS KAKENHI 17K14961 (PB), 20K15899 (PB), JP18K06481 (YS), JP20KK0366 (YS), 20H05902 (SK), 20H05060 (SK), 19H04746 (SK), 21H04786 (SK), 21K19309 (SK), AMED-CREST (SK), CREST (SK), la Mitsubishi Science Foundation (SK), la Takeda Science Foundation (SK) et une subvention Frontier Brain Science de l’Université de Yamanashi (SK).
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) | Thermo Fisher Scientific | 10566 | |
AIN 93G | Oriental Yeast Co | ||
Anti-Iba1 antibody | FUJIFILM | 019–19741 | |
Anti-STEM121 antibody | Takara Bioscience | Y40410 | |
Butorphanol tartrate | Kyoritsu Seiyaku | 8019 | |
Confocal microscope | Olympus | FV1200 | |
Fetal bovine serum | GE Healthcare Life Sciences | SH30070.03 | |
Frozen iPSMG | Shionogi & Co., Ltd | Laboratory for Drug Discovery and Disease Research | |
Human colony stimulating factor 1 (hCSF1) | PeproTech | 300-25 | |
Hyaluronidase | Sigma-Aldrich | H-3506 | |
Medetomidine hydrochloride | Meiji Seika | VETLI5 | |
Midazolam | Astellas | 18005A2 | |
Paraformaldehyde | Wako Pure Chemical Industries | 162-16065 | |
Penicillin/streptomycin | Thermo Fisher Scientific | 15140-122 | |
Pipette | Eppendorf | 3120000011 | |
Pipette tip | Eppendorf | 30076028 | |
PLX5622 | Amadis Chemical | A930097 | |
Transforming growth factor-β1 (Tgf-b1) | PeproTech | 100-21 | |
Triton X-100 | Sigma-Aldrich | X-100 | |
VECTA SHIELD Hard Set Mounting Medium | Vector Laboratories | H-1400-10 | antifade mounting medium |