Özet

체외에서 파라크린 비정규 Wnt 신호 전달 모델링

Published: December 10, 2021
doi:

Özet

본 연구는 시험관 내에서 파라크린 비표준 Wnt 신호 전달 사건을 연구하기 위한 매우 재현성 있고 다루기 쉬운 방법을 설명합니다. 이 프로토콜은 쥐 신경 볏 세포 및 근모세포에서 파라크린 Wnt5a 신호 전달의 영향을 평가하기 위해 적용되었습니다.

Abstract

비표준 Wnt 신호 전달은 배아 발생 동안 세포 내 액틴 필라멘트 조직 및 전구 세포의 분극 이동을 조절합니다. 이 프로세스에는 신호 전송 셀과 신호 수신 셀 간의 복잡하고 조정된 파라크린 상호 작용이 필요합니다. 이러한 상호 작용이 서로 다른 계통의 다양한 유형의 세포 간에 발생할 수 있다는 점을 감안할 때 세포 특이적 결함의 생체 내 평가는 어려울 수 있습니다. 본 연구는 시험관 내에서 파라크린 비표준 Wnt 신호전달을 평가하기 위한 고도로 재현성 있는 방법을 기술한다. 이 프로토콜은 (1) 관심있는 두 세포 유형 사이에서 비표준 Wnt 신호 전달의 기능적 및 분자 평가를 수행하는 능력으로 설계되었습니다. (2) 비표준 Wnt 신호 전달 경로에서 신호 전송 대 신호 수신 분자의 역할을 해부합니다. (3) 표준 분자 또는 약리학적 접근으로 표현형 구조 실험을 수행합니다.

이 프로토콜은 근모세포에서 신경 볏 세포(NCC) 매개 비표준 Wnt 신호 전달을 평가하는 데 사용되었습니다. NCC의 존재는 근아세포에서 팔로이딘 양성 세포질 필로포디아 및 라멜리포디아의 증가와 상처 치유 분석에서 개선된 근세포 이동과 관련이 있습니다. Wnt5a-ROR2 축은 NCC와 제 2 심장 필드 (SHF) 심근 세포 전구 세포 사이의 중요한 비표준 Wnt 신호 전달 경로로 확인되었습니다. 결론적으로, 이것은 시험관 내에서 파라크린 비표준 Wnt 신호 전달 메커니즘을 연구하기 위한 매우 다루기 쉬운 프로토콜입니다.

Introduction

비표준 Wnt 신호 전달은 세포 필라멘트 조직과 방향 이동을 조절하는 진화적으로 보존된 경로입니다. 이 경로는 배아 조직 형태 형성 1,2,3, 림프 및 혈관 신 4,5,6,7, 암 성장 및 전이 8,9,10을 포함한 여러 생물학적 과정과 관련이 있습니다. . 세포 수준에서 비표준 Wnt 신호 전달은 신호 송신 세포와 신호 수신 세포 간의 조정된 파라크린 상호 작용을 통해 수행됩니다. 이러한 상호작용은 상이한 계통 또는 유형의 세포 사이에서 빈번하게 발생하며, 최대 19개의 리간드 및 다중 수용체, 공동-수용체 및 다운스트림 신호 전달 이펙터(11)를 포함하는 다양한 분자 네트워크를 포함한다. 이러한 신호전달 과정을 더욱 복잡하게 만드는 것은 이전 연구에서 리간드-수용체 조합이 문맥 및 조직 의존적 방식으로 다양할 수 있으며12,13, 신호 수신 세포에서 비표준 Wnt 신호전달을 유도하는 동일한 소스 리간드가 여러 신호 전달 세포 유형에 의해 생성될 수 있음을 보여주었습니다.14,15 . 비표준 Wnt 신호 전달과 관련된 세포 및 분자 복잡성을 감안할 때 생체 내에서 개별 및 임상적으로 관련된 메커니즘을 연구하는 능력은 제한적이었습니다.

시험관 내에서 세포 배양 기술을 사용하여 비표준 Wnt 신호 전달을 연구하려는 시도가 있었습니다. 예를 들어, 세포 단층에서 수행된 상처-치유 분석은 세포 방향 이동 4,16,17,18,19를 기능적으로 평가하기 위해 사용되었다. 면역염색 기술은 세포 형태 7,10, 아키텍처 비대칭 편광(18,19,20)에서 비표준 Wnt 유도 변화를 평가하기 위해 표면 단백질 발현의 공간 분석을 수행하는 데 사용되었습니다. 이러한 접근법이 신호 수신 세포에서 Wnt 관련 표현형을 특성화하는 데 중요한 도구를 제공했지만, 이러한 프로토콜에 신호 전달 성분이 없기 때문에 생체 내에서 관찰되는 파라 크린 신호 전달 메커니즘을 정확하게 모델링하는 능력이 제한됩니다. 결과적으로, 비표준 Wnt 경로의 신호 송신 및 수신 세포, 특히 다른 세포 유형의 세포 간의 파라크린 신호 상호 작용에 대한 강력하고 재현 가능한 평가를 허용하는 시험관 내 시스템을 개발할 중요한 필요성이 남아 있습니다.

이를 위해, 본 연구의 주요 목적은 시험관 내에서 파라크린 비표준 Wnt 신호 상호작용을 모델링하기 위한 프로토콜을 확립하는 것이었다. 우리는 이러한 상호 작용의 신호 전송 및 신호 수신 구성 요소를 요약하고 표준 분자, 유전 적 또는 약리학 적 접근법을 사용하여 비표준 Wnt 경로에서 특정 리간드 수용체 메커니즘을 독립적으로 연구 할 수있는 비접촉 공동 배양 시스템을 개발했습니다. NCC 매개 Wnt 신호 전달의 메커니즘은 확립 된 쥐 세포주를 사용하여 근세포 세포에서 조사되었습니다. 원리의 증거로서, 이 모델은 Wnt5a-ROR2 축을 NCC 21과 SHF 심근세포 전구세포 전구세포 3,22,23 사이의 관련 비표준 Wnt 신호 전달 경로로 암시하는 마우스에서의 이전 생체내 연구 결과를 확증하는 데 사용되었다.

Protocol

1. 세포의 사전 실험 확장 및 계대 숙성 C2C12 세포 배양:Dulbecco의 변형 된 Eagle ‘s 배지 (DMEM)와 10 % 태아 소 혈청 (FBS) 및 1 % 페니실린 / 스트렙토 마이신을 결합하여 500mL의 C2C12 배양 배지를 준비합니다. C2C12 세포의 바이알을 37°C 수조에서 해동시킨다. C2C12 세포가 해동되는 동안 5mL의 C2C12 배지를 15mL 원뿔형 튜브에 추가합니다. 즉시 해동된 세포를 P1000 피펫을 사용하?…

Representative Results

쥐 근원 세포의 이동 능력에 대한 NCC의 영향이 분석은 NCC가 근모세포의 이동 능력에 미치는 영향을 평가하기 위해 처음 적용되었습니다. 그림 1 은 분석의 개략적 모델을 간략하게 설명합니다. 이 영향을 테스트하기 위해 스크래치 분석은 삽입물이있는 상태에서 성장한 것과 비교하여 단독으로 성장한 근세포 (NCC 삽입물없이)로 수행되었습니다. 양성 대조군?…

Discussion

비표준 Wnt/평면 세포 극성(PCP) 신호 전달 경로는 다중 발달 24,25 및 질병 과정24,26과 관련된 매우 중요한 세포 신호 전달 경로입니다. 배아 발달 동안, 비표준 Wnt 신호전달은 신호-수신 세포(11)에서 형태, 비대칭 조직 및 방향 이동의 변화를 궁극적으로 유도하는 신호-송신 세포로부터의…

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 작업은 NIH 상 F30HL154324를 O.T.에, K08HL121191 및 R03HL154301을 S.R.K.에 부분적으로 지원했습니다. 저자는 이 원고의 그림 1 에 있는 도식이 biorender.com 로 작성되었음을 인정하고자 합니다.

Materials

2-Mercaptoethanol Sigma Aldrich M-7522
Antifade mounting medium with DAPI Vector Laboratories H-1200-10 Stored at 4 °C
Bovine serum albumin Santa Cruz Biotechnology sc-2323 Stored at 4 °C
C2C12 murine myoblast cell line ATCC CRL-1772
Cell culture flasks, 75 cm2 ThermoFisher Scientific 156499
Chamber Slide System, 4-well ThermoFisher Scientific 154526
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM), high glucose (4.5 g/L), L-glutamine (2 mM) Corning 10-017-CV Stored at 4 °C
Falcon conical centrifuge tubes, 15 mL Fisher Scientific 14-959-53A
Falcon permeable support for 24-well plate with 0.4 µM transparent PET membrane Corning 353095
Fetal bovine serum Fisher Scientific W3381E Stored in 50 mL aliquots at -20 °C
Gelatin solution, 0.1% ATCC PCS-999-027 Stored at 4 °C
Graduated and sterile pipette tips, 10 µL USA Scientific 1111-3810
Leukemia inhibitory factor (LIF), 106 unit/mL Millipore Sigma ESG1106
L-glutamine 200 mM (100x) Gibco 25030-081
Lipofectamine RNAiMAX Thermo Fisher Scientific 13778-075
MEM non-essential amino acids (MEM NEAA) 100x Gibco 11140-050
Minimum essential medium (MEM) Corning 10-022-CV
Mitomycin C Roche 10107409001
Non-stick auto-glass coverslips, 24 x 55 mm Springside Scientific HRTCG2455
O9-1 neural crest cell line Millipore Sigma SCC049
Opti-MEM I, 1x Gibco 31985-070
Paraformaldehyde solution in PBS, 4% Santa Cruz Biotechnology sc-281692 Stored at 4 °C
Penicillin-streptomycin (10,000 U/mL penicillin and 10,000 μg/mL streptomycin) Fisher Scientific W3470H Stored in 10 mL aliquots at -20 °C
Phalloidin-iFluor 488 Abcam ab176753 Stored at -20 °C, Keep out of light
Phosphate-buffer saline (PBS), 1x, without calcium and magnesium, pH 7.4 Corning 21-040-CV Stored at 4 °C
Recombinant human fibroblast growth factor-basic (rhFGF-basic) R&D Systems 233-FB-025
Recombinant human/mouse Wnt5a protein R&D Systems 645-WN-010
Sodium pyruvate, 100 mM Gibco 11360-070
Square Petri dish with grid Thomas Scientific 1219C98
STO murine fibroblast feeder cells ATCC CRL-1503
Triton X-100 solution Sigma Aldrich X100-100ML
Trypsin-EDTA, 0.25% Fisher Scientific W3513C Stored at 4 °C
Zeiss Apotome.2 fluoresence microscope Carl Zeiss AG
Zeiss inverted Axio Vert.A1 light microscope Carl Zeiss AG
Zen lite 2012 microscopy software Carl Zeiss AG imaging software

Referanslar

  1. Ho, H. Y. H., et al. Wnt5a-Ror-Dishevelled signaling constitutes a core developmental pathway that controls tissue morphogenesis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (11), 4044-4051 (2012).
  2. Čapek, D., et al. Light-activated Frizzled7 reveals a permissive role of noncanonical wnt signaling in mesendoderm cell migration. Elife. (8), 42093 (2019).
  3. Li, D., et al. Planar cell polarity signaling regulates polarized second heart field morphogenesis to promote both arterial and venous pole septation. Development. 146 (20), 181719 (2019).
  4. Lutze, G., et al. Noncanonical WNT-signaling controls differentiation of lymphatics and extension lymphangiogenesis via RAC and JNK signaling. Scientific Reports. 9 (1), 4739 (2019).
  5. Buttler, K., et al. Maldevelopment of dermal lymphatics in Wnt5a-knockout-mice. Gelişim Biyolojisi. 381 (2), 365-376 (2013).
  6. Betterman, K. L., et al. Atypical cadherin FAT4 orchestrates lymphatic endothelial cell polarity in response to flow. Journal of Clinical Investigation. 130 (6), 3315-3328 (2020).
  7. Descamps, B., et al. Frizzled 4 regulates arterial network organization through noncanonical Wnt/planar cell polarity signaling. Circulation Research. 110 (1), 47-58 (2012).
  8. Weeraratna, A. T., et al. Wnt5a signaling directly affects cell motility and invasion of metastatic melanoma. Cancer Cell. 1 (3), 279-288 (2002).
  9. Henry, C., et al. Expression of the novel Wnt receptor ROR2 is increased in breast cancer and may regulate both β-catenin dependent and independent Wnt signalling. Journal of Cancer Research and Clinical Oncology. 141 (2), 243-254 (2014).
  10. Anastas, J. N., et al. A protein complex of SCRIB, NOS1AP and VANGL1 regulates cell polarity and migration, and is associated with breast cancer progression. Oncogene. 31 (32), 3696-3708 (2012).
  11. Niehrs, C. The complex world of WNT receptor signalling. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 13 (12), 767-779 (2012).
  12. Dong, B., et al. Functional redundancy of frizzled 3 and frizzled 6 in planar cell polarity control of mouse hair follicles. Development. 145 (19), (2018).
  13. Bernascone, I., et al. Sfrp3 modulates stromal-epithelial crosstalk during mammary gland development by regulating Wnt levels. Nature Communications. 10 (1), 2481 (2019).
  14. Hendrickx, G., et al. WNT16 requires Gα subunits as intracellular partners for both its canonical and noncanonical WNT signalling activity in osteoblasts. Calcified Tissue International. 106 (3), 294-302 (2020).
  15. Avgustinova, A., et al. Tumour cell-derived Wnt7a recruits and activates fibroblasts to promote tumour aggressiveness. Nature Communications. (7), 10305 (2016).
  16. Tseng, J. C., et al. CAPE suppresses migration and invasion of prostate cancer cells via activation of noncanonical Wnt signaling. Oncotarget. 7 (25), 38010-38024 (2016).
  17. Wang, Q., et al. A novel role for Wnt/Ca2+ signaling in actin cytoskeleton remodeling and cell motility in prostate cancer. PLoS One. 5 (5), 10456 (2010).
  18. Gibbs, B. C., et al. Prickle1 mutation causes planar cell polarity and directional cell migration defects associated with cardiac outflow tract anomalies and other structural birth defects. Biology Open. 5 (3), 323-335 (2016).
  19. Cui, C., et al. a PCP protein required for ciliogenesis, regulates directional cell migration and cell polarity by direct modulation of the actin cytoskeleton. PLoS Biology. 11 (11), 1001720 (2013).
  20. Gombos, R., et al. The formin DAAM functions as molecular effector of the planar cell polarity pathway during axonal development in Drosophila. The Journal of Neuroscience. 35 (28), 10154-10167 (2015).
  21. Toubat, O., et al. Neural Crest Cell-derived Wnt5a Regulates Planar Cell Polarity in Cranial Second Heart Field Progenitor Cells. Circulation. 142, 12540 (2020).
  22. Li, D., et al. Spatial regulation of cell cohesion by Wnt5a during second heart field progenitor deployment. Gelişim Biyolojisi. 412 (1), 18-31 (2016).
  23. Sinha, T., et al. Loss of Wnt5a disrupts second heart field cell deployment and may contribute to OFT malformations in DiGeorge syndrome. Human Molecular Genetics. 24 (6), 1704-1716 (2015).
  24. Humphries, A. C., et al. From instruction to output: Wnt/PCP signaling in development and cancer. Current Opinion in Cell Biology. (51), 110-116 (2018).
  25. Shi, D. L. Decoding Dishevelled-Mediated Wnt Signaling in Vertebrate Early Development. Frontiers in Cell and Developmental Biology. (8), 588370 (2020).
  26. Butler, M. T., et al. Planar cell polarity in development and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 18 (6), 375-388 (2017).
  27. Bradshaw, L., et al. Dual role for neural crest cells during outflow tract septation in the neural crest-deficient mutant Splotch2H. Journal of Anatomy. 214 (2), 245-257 (2009).
  28. Kodo, K., et al. Regulation of Sema3c and the interaction between cardiac neural crest and second heart field during outflow tract development. Scientific Reports. 7 (1), 6771 (2017).
  29. Waldo, K. L., et al. Cardiac neural crest is necessary for normal addition of the myocardium to the arterial pole from the secondary heart field. Gelişim Biyolojisi. 281 (1), 66-77 (2005).
  30. Schleiffarth, J. R., et al. Wnt5a is required for cardiac outflow tract septation in mice. Pediatric Research. 61 (4), 386-391 (2007).
  31. Nguyen, B. H., et al. Culturing and Manipulation of O9-1 Neural Crest Cells. Journal of Visualized Experiments. (140), e58346 (2018).
  32. Suarez-Arnedo, A., et al. An image J plugin for the high throughput image analysis of in vitro scratch wound healing assays. PLoS One. 15 (7), 0232565 (2020).
  33. Martinotti, S., et al. Scratch wound healing assay. Methods in Molecular Biology. (2109), 225-229 (2020).

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Toubat, O., Choi, J., Kumar, S. R. Modeling Paracrine Noncanonical Wnt Signaling In Vitro. J. Vis. Exp. (178), e63247, doi:10.3791/63247 (2021).

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