Özet

Messung der Proteinimportkapazität der Mitochondrien der Skelettmuskulatur

Published: January 07, 2022
doi:

Özet

Mitochondrien sind wichtige Stoffwechselorganellen, die eine hohe phänotypische Plastizität in der Skelettmuskulatur aufweisen. Der Import von Proteinen aus dem Zytosol ist ein kritischer Weg für die Organellenbiogenese, der für die Expansion des Retikulums und die Aufrechterhaltung der mitochondrialen Funktion unerlässlich ist. Daher dient der Proteinimport als Barometer für die Zellgesundheit.

Abstract

Mitochondrien sind wichtige metabolische und regulatorische Organellen, die die Energieversorgung sowie die allgemeine Gesundheit der Zelle bestimmen. In der Skelettmuskulatur existieren Mitochondrien in einer Reihe komplexer Morphologien, die von kleinen ovalen Organellen bis zu einem breiten, retikulumartigen Netzwerk reichen. Zu verstehen, wie sich das mitochondriale Retikulum als Reaktion auf verschiedene Reize wie Veränderungen des Energiebedarfs ausdehnt und entwickelt, ist seit langem ein Forschungsthema. Ein Schlüsselaspekt dieses Wachstums oder der Biogenese ist der Import von Vorläuferproteinen, die ursprünglich vom Kerngenom kodiert, im Zytosol synthetisiert und in verschiedene mitochondriale Unterkompartimente transloziert wurden. Mitochondrien haben einen ausgeklügelten Mechanismus für diesen Importprozess entwickelt, der viele selektive innere und äußere Membrankanäle umfasst, die als Proteinimportmaschinerie (PIM) bekannt sind. Der Import in das Mitochondrium hängt vom lebensfähigen Membranpotential und der Verfügbarkeit von Organellen-abgeleitetem ATP durch oxidative Phosphorylierung ab. Daher kann seine Messung als Maß für die Gesundheit der Organellen dienen. Das PIM weist auch eine hohe adaptive Plastizität in der Skelettmuskulatur auf, die eng an den Energiestatus der Zelle gekoppelt ist. Zum Beispiel hat sich gezeigt, dass Bewegungstraining die Importkapazität erhöht, während Muskelmangel sie reduziert, was mit Veränderungen der Marker des mitochondrialen Inhalts zusammenfällt. Obwohl der Proteinimport ein kritischer Schritt in der Biogenese und Expansion der Mitochondrien ist, ist der Prozess in der Skelettmuskulatur nicht weit verbreitet. Daher beschreibt dieses Papier, wie isolierte und voll funktionsfähige Mitochondrien aus der Skelettmuskulatur verwendet werden können, um die Proteinimportkapazität zu messen, um ein besseres Verständnis der beteiligten Methoden und eine Wertschätzung der Bedeutung des Weges für den Organellenumsatz in Bewegung, Gesundheit und Krankheit zu fördern.

Introduction

Mitochondrien sind Organellen, die in komplexen Morphologien in verschiedenen Zelltypen vorkommen und eine zunehmende Anzahl von Funktionen besitzen, die für die Zellgesundheit entscheidend sind. Als solche können sie nicht mehr nur auf energieerzeugende Organellen reduziert werden. Mitochondrien sind wichtige Stoffwechselregulatoren, Determinanten des Zellschicksals und Signalknotenpunkte, deren Funktionen als nützliche Indikatoren für die allgemeine Zellgesundheit dienen können. In Skelettmuskelzellen zeigen elektronenmikroskopische Studien das Vorhandensein von geografisch unterschiedlichen subsarkoplemen (SS) und intermyofibrillaren (IMF) Mitochondrien, die einen Grad an Konnektivität aufweisen1,2,3,4, der heute als hochdynamisch und anpassungsfähig an Veränderungen der Skelettmuskelaktivität sowie mit Alter und Krankheit anerkannt ist. Mitochondrialer Gehalt und Funktion im Muskel können auf vielfältige Weise beurteilt werden5,6, und traditionelle Methoden der Organellenisolierung wurden angewendet, um die respiratorischen und enzymatischen Kapazitäten (Vmax) der Mitochondrien besser zu verstehen, die sich vom Einfluss des zellulären Milieus unterscheiden7,8. Insbesondere haben diese traditionellen Methoden subtile biochemische Unterschiede zwischen Mitochondrien aufgedeckt, die aus subsarkoplemalen und intermyofibrillären Regionen isoliert wurden, was mögliche funktionelle Auswirkungen auf den Stoffwechsel in diesen subzellulären Regionen widerlegt8,9,10,11.

Die Biogenese der Mitochondrien ist einzigartig, da sie den Beitrag von Genprodukten sowohl aus der kernigen als auch aus der mitochondrialen DNA erfordert. Die überwiegende Mehrheit davon stammt jedoch aus dem Zellkern, da die mtDNA-Transkription nur zur Synthese von 13 Proteinen führt. Da Mitochondrien normalerweise >1000 Proteine umfassen, die an verschiedenen Stoffwechselwegen beteiligt sind, erfordert die Biogenese der Organelle ein streng reguliertes Mittel zum Import und Zusammenbau von Vorläuferproteinen aus dem Zytosol in die verschiedenen mitochondrialen Unterkompartimente, um eine ordnungsgemäße Stöchiometrie und Funktion aufrechtzuerhalten12,13. Kernkodierte Proteine, die für Mitochondrien bestimmt sind, tragen normalerweise eine mitochondriale Zielsequenz (MTS), die sie auf die Organelle abstößt und ihre subkompartimentale Lokalisierung erleichtert. Die meisten matrixgebundenen Proteine enthalten ein spaltbares N-terminales MTS, während diejenigen, die für die äußere oder innere mitochondriale Membran bestimmt sind, normalerweise interne Zieldomänen haben14. Der Importprozess wird von einer Reihe verschiedener Kanäle durchgeführt, die mehrere Wege für den Eintritt in die Organelle13 bieten. Der Translokase-Komplex der äußeren Membran (TOM) transportiert Vorläufer aus dem Zytosol in den Intermembranraum, wo sie vom Translocase-Komplex der inneren Membran (TIM) erkannt werden. Dieser Komplex ist verantwortlich für den Import von kernkodierten Vorläufern in die Matrix, wo Proteasen die N-terminale Zielvorsequenz spalten. Proteine, die für die äußere Membran bestimmt sind, können durch den TOM-Komplex direkt in diese Membran eingefügt werden, während diejenigen, die für die innere Membran bestimmt sind, durch ein TIM-Protein, speziell TIM22, eingefügt werden. Nach ihrem Import werden Proteine von residenten Proteasen und Chaperonen weiterverarbeitet und verbinden sich oft zu größeren Komplexen, wie sie in der Elektronentransportkette vorkommen.

Der mitochondriale Proteinimport selbst dient auch als Messung der mitochondrialen Gesundheit, da dieser Prozess auf dem Vorhandensein von Membranpotential und einer Energiequelle in Form von ATP15 beruht. Wenn beispielsweise das Membranpotential dissipiert wird, kann die Proteinkinase PINK1 nicht von der Organelle aufgenommen werden, und dies führt zu Phosphorylierungssignalen, die den Beginn des Abbaus der Organelle über einen Weg namens Mitophagie auslösen16,17. Unter ähnlichen Umständen kann das Protein ATF5, wenn der Import behindert wird, nicht in die Organelle gelangen und transloziert anschließend in den Zellkern, wo es als Transkriptionsfaktor für die Hochregulierung der UPR-Genexpression dient18,19. So kann die Messung der Proteinimporteffizienz einen umfassenden Einblick in die Gesundheit der Organelle geben, während die Genexpressionsantwort verwendet werden kann, um den Grad der retrograden Signalübertragung an den Zellkern anzuzeigen.

Trotz seiner offensichtlichen Bedeutung für die Biogenese der Mitochondrien und für die Zellgesundheit im Allgemeinen ist der Importweg in den Mitochondrien von Säugetieren bemerkenswert wenig erforscht. In diesem Bericht beschreiben wir die spezifischen Schritte zur Messung des Imports von Vorläuferproteinen in die Mitochondrien der Skelettmuskulatur und liefern Daten, um die adaptive Reaktion des Importsystems auf Muskelveränderungen und Nichtgebrauch zu veranschaulichen und den Beitrag des Proteinimports zur adaptiven Plastizität der Skelettmuskulatur zu veranschaulichen.

Protocol

Alle Tiere, die in diesen Experimenten verwendet werden, werden in der Tierpflegeeinrichtung der York University gehalten. Die Experimente werden in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Canadian Council on Animal Care mit Genehmigung des York University Animal Care Committee (Genehmigung: 2017-08) durchgeführt. 1. Funktionelle Isolierung subsarkolumer und intermyofibrillarer Mitochondrien aus der Skelettmuskulatur Vorbereitung des Reagenzes: Bereiten Sie alle Puffer und …

Representative Results

Wir haben ausführlich dargelegt, dass dieses Protokoll ein gültiger Assay zur Bestimmung der Importrate in funktionelle und intakte isolierte Mitochondrien der Skelettmuskulatur ist. Im Vergleich zu unbehandelten Bedingungen ist der Import typischer Vorläuferproteine wie Malatdehydrogenase (MDH) in die Matrix empfindlich gegenüber dem Membranpotential, da er durch Valinomycin, einen Entkoppler der Atmungskette, gehemmt werden kann (Abbildung 2A).< Der Import wird auch be…

Discussion

Mitochondrien sind in einzigartiger Weise von der Expression und Koordination sowohl des nuklearen als auch des mitochondrialen Genoms für ihre Synthese und Expansion innerhalb von Zellen abhängig. Das Kerngenom kodiert jedoch für die überwiegende Mehrheit (99%) des mitochondrialen Proteoms, was die Bedeutung der Proteinimportmaschinerie für die Unterstützung der mitochondrialen Biogenese unterstreicht. Der Import dient auch als wichtiges Signalereignis, da ein Nichtimport die Initiierung der entfalteten Proteinant…

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren danken Dr. G.C. Shore von der McGill University, Dr. A. Strauss von der Washington School of Medicine und Dr.M.T. Ryan von der La Trobe University für die ursprünglichen Spenden von Expressionsplasmiden, die für diese Forschung verwendet wurden. Diese Arbeit wurde durch die Finanzierung des Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC) an D. A. Hood unterstützt. D. A. Hood ist auch Inhaber eines kanadischen Forschungslehrstuhls für Zellphysiologie.

Materials

0.2% BSA Sigma A2153
35S-methionine Perkin Elmer NEG709A500UC Purchase requires a valid radioisotope permit
ATP Sigma A7699
Blotting paper; Whatman 3MM CHR Paper Thermo Fisher 05-714-5
Cassette for film Kodak Kodak Xomatic
Centrifugation Tube Thermo Fisher 3138-0050
Chloroform Thermo Fisher C298-4
DTT Sigma D9779-5G
EDTA BioShop EDT002
EGTA Sigma E4378
Gel Dryer BioRad Model 583
Gel Drying Kit Sigma or BioRad Z377570-1PAK or OW-GDF-10 Various options are commercially available through many companies, these are just as few examples.
Glycerol Caledon Laboratory Chemicals 5350-1-40
HEPES Sigma H3375
High Speed Centrifuge Beckman Coulter Avanti J-25 Centrifuge
Homogenizer IKA T25 Digital Ultra Turrex
Isoamylalcohol, or 3-methylbutanol Sigma I9392
KAc BioShop POA301.500
KCl Sigma P3911
M7G New England Biolab S1404S Dilute with 1000ul 20mM HEPES to make 1mM stock
MgCl BioShop MAG510
MgSO4 Thermo Fisher M65-500
MOPS BioShop MOP001
NaCl BioShop SOD001
NTP Thermo Fisher R0191
OCT Plasmid Donated from Dr. G. C. Shore, McGill University, Montreal, Canada; alternative available through Addgene, plasmid #71877
pGEM4Z/hTom40 Plasmid Donated from Dr. M. T. Ryan, La Trobe University, Melbourne, Australia
pGMDH Plasmid Donated from Dr. A. Strauss, Washington University School of Medicine
Phenol Sigma P4557
Phenol:Chloroform:Isoamyalcohol Sigma P3803 Can also be made with the ratio provided
Phosphorus Film Fujifilm BAS-IP MS 2025
Rabbit reticulocyte lysate Promega L4960 Avoid freeze-thaw; aliquot lysate upon arrival; amino acids are provided in the kit as well
RNAsin Promega N2311
Rotor for High Speed Centrifuge Beckman Coulter JA-25.50
SDS BioShop SDS001.500 Caution: harmful if ingested or inhaled, wear a mask.
Sodium acetate Bioshop SAA 304
Sodium Carbonate VWR BDH9284
Sodium salicylate Millipore Sigma 106601
Sorbitol Sigma S6021
SP6 RNA Polymerase Promega P1085
Spectrophotometer Thermo Fisher Nanodrop 2000
Spermidine Sigma S-2626
Sucrose BioShop SUC507
T7 RNA Polymerase Promega P2075
Tabletop Centrifuge Thermo Fisher AccuSpin Micro 17
Trichloroacetic acid Thermo Fisher A322-500
Tris BioShop TRS001
β-mercaptoethanol Sigma M6250-100ML

Referanslar

  1. Kirkwood, S. P., Munn, E. A., Brooks, G. A. Mitochondrial reticulum in limb skeletal muscle. The American Journal of Physiology. 251 (3), 395-402 (1986).
  2. Glancy, B., et al. Power grid protection of the muscle mitochondrial reticulum. Cell Reports. 19 (3), 487-496 (2017).
  3. Vincent, A. E., et al. Quantitative 3D mapping of the human skeletal muscle mitochondrial network. Cell Reports. 26 (4), 996-1009 (2019).
  4. Ogata, T., Yamasaki, Y. Ultra-high-resolution scanning electron microscopy of mitochondria and sarcoplasmic reticulum arrangement in human red, white, and intermediate muscle fibers. Anatomical Record. 248 (2), 214-223 (1997).
  5. Hood, D. A., Tryon, L. D., Carter, H. N., Kim, Y., Chen, C. C. W. Unravelling the mechanisms regulating muscle mitochondrial biogenesis. Biochemical Journal. 473, 2295-2314 (2016).
  6. Perry, C. G. R., Kane, D. A., Lanza, I. R., Neufer, P. D. Methods for assessing mitochondrial function in diabetes. Diabetes. 62, 1032-1036 (2013).
  7. Holloszy, J. O. Biochemical adaptations in muscle. The Journal of Biological Chemistry. 242 (9), 2278-2282 (1967).
  8. Cogswell, A. M., Stevens, R. J., Hood, D. A. Properties of skeletal muscle mitochondria from subsarcolemmal and intermyofibrillar isolated regions. The American Journal of Physiology. 264, 383-389 (1993).
  9. Koves, T. R., Noland, R. C., Bates, A. L., Henes, S. T., Muoio, D. M., Cortright, R. N. Subsarcolemmal and intermyofibrillar mitochondria play distinct roles in regulating skeletal muscle fatty acid metabolism. American Journal of Physiology – Cell Physiology. 288, 1074-1082 (2005).
  10. Bizeau, M. E., Willis, W. T., Hazel, J. R. Differential responses to endurance training in subsarcolemmal and intermyofibrillar mitochondria. Journal of Applied Physiology. 85 (4), 1279-1284 (1998).
  11. Krieger, D. A., Tate, C. A., McMillin-Wood, J., Booth, F. W. Populations of rat skeletal muscle mitochondria after exercise and immobilization. Journal of Applied Physiology: Respiratory, Environmental and Exercise Physiology. 48 (1), 23-28 (1980).
  12. Calvo, S. E., Clauser, K. R., Mootha, V. K. MitoCarta2.0: An updated inventory of mammalian mitochondrial proteins. Nucleic Acids Research. 44 (1), 1251-1257 (2016).
  13. Wiedemann, N., Pfanner, N. Mitochondrial machineries for protein import and assembly. Annual Review of Biochemistry. 86 (1), 685-714 (2017).
  14. Backes, S., Herrmann, J. M. Protein translocation into the intermembrane space and matrix of mitochondria: mechanisms and driving forces. Frontiers in Molecular Biosciences. 4, 83 (2017).
  15. Harbauer, A. B., Zahedi, R. P., Sickmann, A., Pfanner, N., Meisinger, C. The protein import machinery of mitochondria – A regulatory hub in metabolism, stress, and disease. Cell Metabolism. 19 (3), 357-372 (2014).
  16. Jin, S. M., Lazarou, M., Wang, C., Kane, L. A., Narendra, D. P., Youle, R. J. Mitochondrial membrane potential regulates PINK1 import and proteolytic destabilization by PARL. The Journal of Cell Biology. 191 (5), 933-942 (2010).
  17. Matsuda, N., et al. PINK1 stabilized by mitochondrial depolarization recruits Parkin to damaged mitochondria and activates latent Parkin for mitophagy. The Journal of Cell Biology. 189 (2), 211-221 (2010).
  18. Fiorese, C. J., Schulz, A. M., Lin, Y. -. F., Rosin, N., Pellegrino, M. W., Haynes, C. M. The transcription factor ATF5 mediates a mammalian mitochondrial UPR. Current biology. 26 (15), 2037-2043 (2016).
  19. Quiros, P. M., et al. Multi-omics analysis identifies ATF4 as a key regulator of the mitochondrial stress response in mammals. The Journal of Cell Biology. 216 (7), 2027-2045 (2017).
  20. Takahashi, M., Hood, D. A. Protein import into subsarcolemmal and intermyofibrillar skeletal muscle mitochondria. Differential import regulation in distinct subcellular regions. The Journal of Biological Chemistry. 271 (44), 27285-27291 (1996).
  21. Hood, D. A., Memme, J. M., Oliveira, A. N., Triolo, M. Maintenance of skeletal muscle mitochondria in health, exercise, and aging. Annual Review of Physiology. 81, (2019).
  22. Joseph, A., Hood, D. A. Mitochondrion plasticity of TOM complex assembly in skeletal muscle mitochondria in response to chronic contractile activity. Mitochondrion. 12 (2), 305-312 (2012).
  23. Singh, K., Hood, D. A. Effect of denervation-induced muscle disuse on mitochondrial protein import. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 300 (1), 138-145 (2011).
  24. Zhang, Y., et al. Altered mitochondrial morphology and defective protein import reveal novel roles for Bax and/or Bak in skeletal muscle. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 305 (5), 502-511 (2013).
  25. Lai, N., Kummitha, C., Rosca, M., Fujioka, H., Tandler, B., Hoppel, C. Isolation of mitochondrial subpopulations from skeletal muscle: optimizing recovery and preserving integrity. Acta Physiologica. 25 (2), 13182 (2019).
  26. Nargund, A. M., Pellegrino, M. W., Fiorese, C. J., Baker, B. M., Haynes, C. M. Mitochondrial import efficiency of ATFS-1 regulates mitochondrial UPR activation. Science. 337 (6094), 587-590 (2012).
  27. Picard, M., Taivassalo, T., Gouspillou, G., Hepple, R. T. Mitochondria: Isolation, structure and function. Journal of Physiology. 589 (18), 4413-4421 (2011).
  28. Kras, K. A., Willis, W. T., Barker, N., Czyzyk, T., Langlais, P. R., Katsanos, C. S. Subsarcolemmal mitochondria isolated with the proteolytic enzyme nagarse exhibit greater protein specific activities and functional coupling. Biochemistry and Biophysics Reports. 6, 101-107 (2016).
  29. Sánchez-Duarte, E., et al. Nicorandil affects mitochondrial respiratory chain function by increasing complex III activity and ROS production in skeletal muscle mitochondria. Journal of Membrane Biology. 253 (4), 309-318 (2020).
  30. Iñigo, M. R., et al. Estrogen receptor-α in female skeletal muscle is not required for regulation of muscle insulin sensitivity and mitochondrial regulation. Molecular Metabolism. 34 (2020), 1-15 (2020).
  31. Newsom, S. A., Stierwalt, H. D., Ehrlicher, S. E., Robinson, M. M. Substrate-specific respiration of isolated skeletal muscle mitochondria after 1 h of moderate cycling in sedentary adults. Medicine and Science in Sports and Exercise. 53 (7), 1375-1384 (2021).
  32. Takahashi, M., Chesley, A., Freyssenet, D., Hood, D. A. Contractile activity-induced adaptations in the mitochondrial protein import system. The American Journal of Physiology. 274 (5), 1380-1387 (1998).
  33. Kravic, B., et al. In mammalian skeletal muscle, phosphorylation of TOMM22 by protein kinase CSNK2/CK2 controls mitophagy. Autophagy. 8627, 01-65 (2017).
  34. Opalińska, M., Meisinger, C. Metabolic control via the mitochondrial protein import machinery. Current Opinion in Cell Biology. 33, 42-48 (2015).
  35. Gerbeth, C., et al. Glucose-induced regulation of protein import receptor tom22 by cytosolic and mitochondria-bound kinases. Cell Metabolism. 18 (4), 578-587 (2013).

Play Video

Bu Makaleden Alıntı Yapın
Oliveira, A. N., Richards, B. J., Hood, D. A. Measurement of Protein Import Capacity of Skeletal Muscle Mitochondria. J. Vis. Exp. (179), e63055, doi:10.3791/63055 (2022).

View Video