Özet

Визуализация поглощения митохондриального Ca2+ в астроцитах и нейронах с использованием генетически закодированных индикаторов Ca2+ (GECI)

Published: January 22, 2022
doi:

Özet

Этот проктокол призван обеспечить метод визуализации митохондрий Ca2+ in vitro и in vivo в астроцитах и нейронах.

Abstract

Митохондриальный Ca2+ играет решающую роль в контроле цитозольной буферизации Ca2+, энергетического метаболизма и трансдукции клеточного сигнала. Перегрузка митохондриального Ca2+ способствует различным патологическим состояниям, включая нейродегенерацию и апоптотическую гибель клеток при неврологических заболеваниях. Здесь мы представляем специфический клеточный тип и митохондрии, нацеленные на молекулярный подход для визуализации митохондрий Ca2 + в астроцитах и нейронах in vitro и in vivo. Мы построили ДНК-плазмиды, кодирующие митохондрии-таргетные генетически закодированные индикаторы Ca2+ (GECI) GCaMP5G или GCaMP6s (GCaMP5G/6s) с астроцитарными и нейрон-специфическими промоторами gfaABC1D и CaMKII и последовательностью нацеливания на митохондрии (mito-). Для визуализации митохондрий Ca2+ in vitro плазмиды трансфектировались в культивируемых астроцитах и нейронах для экспрессии GCaMP5G/6s. Для визуализации in vivo митохондриального Ca2+ аденоассоциированные вирусные векторы (AAV) были подготовлены и введены в мозг мыши для экспрессии GCaMP5G/6s в митохондриях в астроцитах и нейронах. Наш подход предоставляет полезные средства для изображения динамики митохондриального Ca2+ в астроцитах и нейронах для изучения взаимосвязи между цитозольной и митохондриальной сигнализацией Ca2+, а также взаимодействиями астроцитов и нейронов.

Introduction

Митохондрии являются динамическими субклеточными органеллами и считаются клеточными электростанциями для производства энергии. С другой стороны, митохондрии могут поглощать Ca2+ в матрицу в ответ на локальное или цитозольное повышение Ca2+. Поглощение митохондриальной Ca2+ влияет на митохондриальную функцию, включая метаболические процессы, такие как реакции в цикле трикарбоновой кислоты (TCA) и окислительное фосфорилирование, и регулирует Ca2+-чувствительные белки в физиологических условиях1,2,3,4. Перегрузка митохондрий Ca2+ также является определяющим фактором гибели клеток, включая некроз и апоптоз при различных заболеваниях головного мозга5,6,7. Это вызывает открытие переходных пор митохондриальной проницаемости (мПТП) и высвобождение кофактора каспазы, которые инициируют апоптотическую гибель клеток. Поэтому важно изучать динамику митохондриального Ca2+ и обработку в живых клетках, чтобы лучше понять клеточную физиологию и патологию.

Митохондрии поддерживают матричный гомеостаз Ca2 + через баланс между поглощением Ca2 + и эффлюксом. Поглощение митохондриального Ca2+ в основном опосредовано митохондриальными Ca2+ унипортерами (MCU), в то время как митохондриальный Ca2+ эффлюкс опосредован Na+-Ca2 +-Li+ теплообменниками (NCLX) и H+/ Ca2 + обменниками (mHCX)8. Баланс может быть нарушен посредством стимуляции рецепторов, связанных с G-белком (GPCR)9. Митохондриальный гомеостаз Ca2+ также подвержен влиянию митохондриальной буферизации путем образования нерастворимых комплексов xCa2+-xPO4x-xOH8.

Внутриклеточные и митохондриальные изменения концентрации Ca2+ ([Ca2+]) могут быть оценены по флуоресцентным или люминесцентным показателям Ca2+. Связывание Ca2+ с индикаторами вызывает спектральные модификации, позволяющие регистрировать свободную клетку [Ca2+]в реальном времени в живых клетках. В настоящее время доступны два типа зондов для мониторинга изменений Ca2+ в клетках: органические химические индикаторы и генетически закодированные индикаторы Ca2+ (GECI). Как правило, для исследуемых биологических вопросов доступны различные варианты с различными сродствами Ca2+ (на основе Kd),спектральными свойствами (волны возбуждения и излучения), динамическими диапазонами и чувствительностью. Хотя многие синтетические органические индикаторы Ca2+ использовались для цитозольной визуализации Ca2+, только некоторые из них могут быть избирательно загружены в митохондриальный матрикс для визуализации митохондриального Ca2+, причем Род-2 является наиболее широко используемым (для обзоров см.10,11). Тем не менее, Rhod-2 имеет серьезный недостаток утечки во время длительных экспериментов; кроме того, он разделен между митохондриями, другими органеллами и цитозолом, что затрудняет абсолютные измерения в разных подкомпартментах. Напротив, используя специфические промоторы клеточного типа и последовательности нацеливания на субклеточный компартмент, GECI могут быть экспрессированы в различных типах клеток и субклеточных компартментах для клеточной и компартмент-специфической визуализации Ca2+ in vitro или in vivo. Одноволновые индикаторы интенсивности флуоресценции на основе GCaMP Ca2+ недавно стали основными GECI12,13,14,15,16. В этой статье мы предоставляем протокол для нацеливания на митохондрии и специфической экспрессии GCaMP5G и GCaMP6s (GCaMP5G / 6s) в астроцитах и нейронах, а также визуализации поглощения митохондриального Ca2 + в этих типах клеток. Используя этот протокол, экспрессия GCaMP6G/6s в отдельных митохондриях может быть выявлена, а поглощение Ca2+ в одном митохондриальном разрешении может быть достигнуто в астроцитах и нейронах in vitro и in vivo.

Protocol

Процедуры с участием животных были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) в Университете Миссури-Колумбия. 1. Построение плазмид ДНК ПРИМЕЧАНИЕ: Для визуализации in vitro и in vivo построены плазмиды ?…

Representative Results

Целью этого исследования было предоставление методологии для изображения митохондриальных сигналов Ca2+ с использованием GECI в астроцитах и нейронах in vitro и in vivo. Здесь представлены результаты как in vitro, так и in vivo митохондриальной визуализации Ca2+. <p class="jov…

Discussion

В этой статье мы представляем метод и протокол визуализации митохондриальных сигналов Ca2+ в астроцитах и нейронах. Мы внедрили стратегии таргетирования митохондрий и типа клеток для экспрессии GECI GCaMP5G/6s. Чтобы нацелиться на GCaMP5G/6s в митохондриях, мы включили последовательность, на…

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана Национальным институтом здравоохранения Национального института неврологических расстройств и инсульта (NINDS) грантами R01NS069726 и R01NS094539 для SD. Благодарим Эрику ДеМерс за аудиозапись.

Materials

Artificial tears ointment Rugby NDC-0536-6550-91 83% white petrolatum
Cyanoacrylate glue World Precision Instruments 3M Vetbond Adhesive
Dissecting stereomicroscope Nikon SMZ 2B Surgery
Dumont forceps with fine tip Fine Science Tools 11255-20 for removal of dura
Glass cover slips, 0.13-0.17 mm thick Fisher Scientific 12-542A for cranial window cover
High speed micro drill Fine Science Tools 18000-17 with bone polishing drill bit
Injection syringe Hamilton 2.5 ml for viral injection
Ketamine VEDCO NDC-50989-996-06 100 mg/kg body weight
Low melting point agarose Sigma-Aldrich A9793 reducing movement artifacts
Metal frame Custom-made see Fig 1 for brain attachment to microscope stage
MicroSyringe Pump Controller World Precision Instruments UMP3 Injection speed controller
Mouse stereotaxic device Stoelting 51725 for holding mice
Perfusion chamber Warner Instruments 64-0284
Persfusion system ALA Scientific Instruments ALA-VM8
Self-regulating heating pad Fine Science Tools 21061 to prevent hypothermia of mice
Sulforhodamine 101 Invitrogen S-359 red fluorescent dye to label astrocytes
Surgical scissors, 12 cm Fine Science Tools 14002-12 for dissection
Trephine Fine Science Tools 18004-23 for clearing of material
Xylazine VEDCO NDC-50989-234-11 10 mg/kg body weight

Referanslar

  1. Griffiths, E. J., Rutter, G. A. Mitochondrial calcium as a key regulator of mitochondrial ATP production in mammalian cells. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1787 (11), 1324-1333 (2009).
  2. Pizzo, P., Drago, I., Filadi, R., Pozzan, T. Mitochondrial Ca2+ homeostasis: mechanism, role, and tissue specificities. Pflugers Archiv – European Journal of Physiology. 464 (1), 3-17 (2012).
  3. Llorente-Folch, I., et al. Calcium-regulation of mitochondrial respiration maintains ATP homeostasis and requires ARALAR/AGC1-malate aspartate shuttle in intact cortical neurons. The Journal of Neuroscience. 33 (35), 13957-13971 (2013).
  4. Burkeen, J. F., Womac, A. D., Earnest, D. J., Zoran, M. J. Mitochondrial calcium signaling mediates rhythmic extracellular ATP accumulation in suprachiasmatic nucleus astrocytes. The Journal of Neuroscience. 31 (23), 8432-8440 (2011).
  5. Duchen, M. Mitochondria, calcium-dependent neuronal death and neurodegenerative disease. Pflugers Archiv – European Journal of Physiology. 464 (1), 111-121 (2012).
  6. Gouriou, Y., Demaurex, N., Bijlenga, P., De Marchi, U. Mitochondrial calcium handling during ischemia-induced cell death in neurons. Biochimie. 93 (12), 2060-2067 (2011).
  7. Qiu, J., et al. Mitochondrial calcium uniporter Mcu controls excitotoxicity and is transcriptionally repressed by neuroprotective nuclear calcium signals. Nature Communications. 4, 2034 (2013).
  8. Filadi, R., Greotti, E. The yin and yang of mitochondrial Ca2+ signaling in cell physiology and pathology. Cell Calcium. 93, 102321 (2021).
  9. Finkel, T., et al. The ins and outs of mitochondrial calcium. Circulation Research. 116 (11), 1810-1819 (2015).
  10. Paredes, R. M., Etzler, J. C., Watts, L. T., Zheng, W., Lechleiter, J. D. Chemical calcium indicators. Methods. 46 (3), 143-151 (2008).
  11. Contreras, L., Drago, I., Zampese, E., Pozzan, T. Mitochondria: The calcium connection. Biochimica et Biophysica Acta (BBA. 1797 (6-7), 607-618 (2010).
  12. Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nature Methods. 6 (12), 875-881 (2009).
  13. Yamada, Y., et al. Quantitative comparison of genetically encoded Ca2+ indicators in cortical pyramidal cells and cerebellar Purkinje cells. Frontiers in Cellular Neuroscience. 5, 18 (2011).
  14. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP Calcium Indicator for Neural Activity Imaging. The Journal of Neuroscience. 32 (40), 13819-13840 (2012).
  15. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  16. Dana, H., et al. High-performance calcium sensors for imaging activity in neuronal populations and microcompartments. Nature Methods. 16 (7), 649-657 (2019).
  17. Rizzuto, R., Brini, M., Pizzo, P., Murgia, M., Pozzan, T. Chimeric green fluorescent protein as a tool for visualizing subcellular organelles in living cells. Current Biology: CB. 5 (6), 635-642 (1995).
  18. Xie, Y., Wang, T., Sun, G. Y., Ding, S. Specific disruption of astrocytic Ca2+ signaling pathway in vivo by adeno-associated viral transduction. Nörobilim. 170 (4), 992-1003 (2010).
  19. Lee, Y., et al. GFAP promoter elements required for region-specific and astrocyte-specific expression. Glia. 56 (5), 481-493 (2008).
  20. Li, H., et al. Imaging of mitochondrial Ca2+ dynamics in astrocytes using cell-specific mitochondria-targeted GCaMP5G/6s: Mitochondrial Ca2+ uptake and cytosolic Ca2+ availability via the endoplasmic reticulum store. Cell Calcium. 56 (6), 457-466 (2014).
  21. Zhang, N., Ding, S. Imaging of mitochondrial and cytosolic Ca2+ signals in cultured astrocytes. Current Protocols in Neuroscience. 82, 1-11 (2018).
  22. Bi, J., Li, H., Ye, S. Q., Ding, S. Pre-B-cell colony-enhancing factor exerts a neuronal protection through its enzymatic activity and the reduction of mitochondrial dysfunction in in vitro ischemic models. Journal of Neurochemistry. 120 (2), 334-346 (2012).
  23. Wang, X., Li, H., Ding, S. Pre-B-cell colony-enhancing factor protects against apoptotic neuronal death and mitochondrial damage in ischemia. Scientific Reports. 6, 32416 (2016).
  24. Wang, X., et al. Subcellular NAMPT-mediated NAD+ salvage pathways and their roles in bioenergetics and neuronal protection after ischemic injury. Journal of Neurochemistry. 151 (6), 732-748 (2019).
  25. Xie, Y., Chen, S., Wu, Y., Murphy, T. H. Prolonged deficits in parvalbumin neuron stimulation-evoked network activity despite recovery of dendritic structure and excitability in the somatosensory cortex following global ischemia in mice. The Journal of Neuroscience. 34 (45), 14890-14900 (2014).
  26. Ding, S., Milner, R. . In vivo imaging of Ca2+ signaling in astrocytes using two-photon laser scanning fluorescent microscopy in Astrocytes. , 545-554 (2012).
  27. Li, H., et al. Disruption of IP3R2-mediated Ca2+ signaling pathway in astrocytes ameliorates neuronal death and brain damage while reducing behavioral deficits after focal ischemic stroke. Cell Calcium. 58 (6), 565-576 (2015).
  28. Ding, S., et al. Photothrombosis ischemia stimulates a sustained astrocytic Ca2+ signaling in vivo. Glia. 57 (7), 767-776 (2009).
  29. Ding, S., et al. Enhanced astrocytic Ca2+ signals contribute to neuronal excitotoxicity after status epilepticus. The Journal of Neuroscience. 27 (40), 10674-10684 (2007).
  30. Gobel, J., et al. Mitochondria-endoplasmic reticulum contacts in reactive astrocytes promote vascular remodeling. Cell Metabolism. 31 (4), 791-808 (2020).
  31. Diaz-Garcia, C. M., et al. The distinct roles of calcium in rapid control of neuronal glycolysis and the tricarboxylic acid cycle. eLife. 10, 64821 (2021).

Play Video

Bu Makaleden Alıntı Yapın
Zhang, N., Zhang, Z., Ozden, I., Ding, S. Imaging Mitochondrial Ca2+ Uptake in Astrocytes and Neurons using Genetically Encoded Ca2+ Indicators (GECIs). J. Vis. Exp. (179), e62917, doi:10.3791/62917 (2022).

View Video