Quantification of Mouse Heart Left Ventricular Function, Myocardial Strain, and Hemodynamic Forces by Cardiovascular Magnetic Resonance Imaging

Mariah R. R. Daal; Gustav J. Strijkers; Claudia Calcagno; Ruslan R. Garipov; Rob C. I. W&#252;st; David Hautemann; Bram F. Coolen

doi:10.3791/62595

JoVE Journal > Bioengineering

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Biyomühendislik

Quantification de la fonction ventriculaire gauche du cœur de souris, de la tension myocardique et des forces hémodynamiques par imagerie par résonance magnétique cardiovasculaire

Published: May 24, 2021

doi:

10.3791/62595

Mariah R. R. Daal¹, Gustav J. Strijkers^1,2, Claudia Calcagno², Ruslan R. Garipov³, Rob C. I. Wüst^1,4, David Hautemann⁵, Bram F. Coolen¹

¹Department of Biomedical Engineering & Physics, Amsterdam University Medical Centers, Amsterdam Cardiovascular Sciences,University of Amsterdam, ²BioMedical Engineering and Imaging Institute,Icahn School of Medicine at Mount Sinai, ³MR Solutions Ltd., ⁴Laboratory for Myology, Department of Human Movement Sciences, Faculty of Behavioral and Movement Sciences,Vrije Universiteit Amsterdam, ⁵Medis medical imaging systems B.V.

Özet

Cette étude décrit un protocole complet d’imagerie par résonance magnétique cardiovasculaire (CMR) pour quantifier les paramètres fonctionnels ventriculaires gauches du cœur de la souris. Le protocole décrit l’acquisition, le post-traitement et l’analyse des images CMR ainsi que l’évaluation de différents paramètres fonctionnels cardiaques.

Abstract

Les modèles murins ont contribué de manière significative à la compréhension des facteurs génétiques et physiologiques impliqués dans la fonction cardiaque saine, de la façon dont les perturbations entraînent une pathologie et de la façon dont les maladies du myocarde peuvent être traitées. L’imagerie par résonance magnétique cardiovasculaire (CMR) est devenue un outil indispensable pour une évaluation complète in vivo de l’anatomie et de la fonction cardiaques. Ce protocole montre des mesures détaillées de la fonction ventriculaire gauche du cœur de souris, de la tension myocardique et des forces hémodynamiques à l’aide de la CMR 7-Tesla. Tout d’abord, la préparation et le positionnement des animaux dans le scanner sont démontrés. Les analyses d’enquête sont effectuées pour planifier des tranches d’imagerie dans diverses vues à axe court et long. Une série de films prospectifs à axe court (SA) déclenchés par l’ECG (ou images CINE) sont acquis couvrant le cœur de l’apex à la base, capturant les phases systolique terminale et diastolique terminale. Par la suite, des images CINE à tranche unique et rétrospectivement fermées sont acquises dans une vue SA midventriculaire et dans des vues à 2, 3 et 4 chambres, pour être reconstruites en images CINE haute résolution temporelle à l’aide d’un logiciel personnalisé et open source. Les images CINE sont ensuite analysées à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images CMR dédié.

La délimitation des frontières endomyocardiques et épicardiques dans les images CINE systoliques et diastoliques finales SA permet de calculer les volumes systoliques et diastoliques finaux, la fraction d’éjection et le débit cardiaque. Les images SA CINE midventriculaires sont délimitées pour toutes les périodes cardiaques afin d’extraire une courbe volume-temps détaillée. Sa dérivée temporelle permet de calculer la fonction diastolique comme rapport des ondes de remplissage précoce et de contraction auriculaire. Enfin, les parois endocardiques ventriculaires gauches dans les vues à 2, 3 et 4 chambres sont délimitées à l’aide du suivi des caractéristiques, à partir duquel les paramètres de déformation myocardique longitudinale et les forces hémodynamiques ventriculaires gauches sont calculés. En conclusion, ce protocole fournit une quantification détaillée in vivo des paramètres cardiaques de la souris, qui peut être utilisée pour étudier les altérations temporelles de la fonction cardiaque dans divers modèles murins de maladie cardiaque.

Introduction

La résonance magnétique cardiovasculaire (CMR) chez les petits animaux fournit une mesure in vivo précise de la fonction myocardique, faisant de la CMR un outil optimal pour la recherche préclinique sur les maladies cardiovasculaires. En raison de la haute résolution spatiale et du contraste élevé entre le sang et le myocarde dans les images CMR, il est possible de délimiter les contours endo- et épicardiques et de calculer la masse myocardique et les volumes ventriculaires¹^,². Malgré les fréquences cardiaques élevées allant jusqu’à 600 battements / min, l’utilisation de l’électrocardiogramme (ECG) et du déclenchement respiratoire permet des mesures de haute qualité de différentes phases cardiaques (également appelées images CINE) sans artefacts de mouvement respiratoire. De cette façon, plusieurs tranches peuvent être utilisées pour couvrir le cœur de l’apex à la base afin d’extraire les paramètres de la fonction systolique tels que la fraction d’éjection (EF), le volume systolique final (ESV), le volume diastolique final (EDV) et le débit cardiaque (CO)³. Outre l’évaluation de base de la fonction systolique, des techniques cmR supplémentaires ont été récemment développées pour évaluer le dysfonctionnement diastolique^4,la souche myocardique⁵et les forces hémodynamiques (HDF)^6.

Le contrôle ECG permet la synchronisation avec le cycle cardiaque en démarrant l’acquisition du signal MR après la détection du pic R et en enregistrant un nombre défini de phases cardiaques pendant l’intervalle R-R. Cependant, le nombre de phases cardiaques (fréquence d’images) pouvant être acquises de cette manière dépend du temps de répétition (TR) le plus bas possible que le système peut atteindre tout en maintenant un rapport signal/bruit (SNR) acceptable et une résolution spatiale⁴. De plus, comme l’utilisation de gradients de champ magnétique élevés peut déformer temporairement le signal ECG, l’acquisition est généralement arrêtée avant la phase diastolique terminale. Ces deux facteurs limitent l’utilisation de tels scans aux évaluations de la fonction systolique, car le calcul d’autres paramètres fonctionnels cardiaques nécessite une meilleure définition de la courbe volume-temps ventriculaire gauche (LV).

Les images CINE à haute fréquence d’images peuvent être acquises par contrôle rétrospectif, par lequel le signal MR est acquis en continu pendant la numérisation, et un écho de navigateur incorporé après une excitation radiofréquence (RF) détecte les mouvements cardiaques et respiratoires. Étant donné que l’acquisition CMR est effectuée de manière asynchrone avec le mouvement cardiaque, les signaux MR acquis peuvent ensuite être attribués à un nombre de trames cardiaques choisi rétrospectivement. De cette façon, si suffisamment de données sont collectées, les images CINE à haute fréquence d’images peuvent être reconstruites⁴^,⁷. Cela permet ensuite une évaluation de la fonction diastolique, représentée par le rapport entre le taux de remplissage précoce maximal (E’) et le taux de remplissage tardif maximal de contraction auriculaire (A’).

En recherche clinique, les images CINE peuvent être analysées avec le suivi des caractéristiques CMR pour évaluer la souche myocardique et HDF⁶^,⁸. La déformation myocardique est un paramètre de déformation cardiaque qui mesure la différence de pourcentage entre la longueur initiale (généralement en longueur diastolique terminale) et la longueur maximale (généralement en systole terminale) d’un segment myocardique⁹. Les mesures de la déformation myocardique peuvent être d’une valeur incrémentielle pour évaluer la fonction LV, car les valeurs de déformation quantifient le raccourcissement et l’épaississement de la paroi myocardique. Une réduction de la fonction de raccourcissement pourrait être une indication de dommages aux fibres sous-endocardiques¹⁰. Les altérations de la souche myocardique peuvent se produire indépendamment de l’EF et pourraient être un précurseur de complications sous-jacentes.

Plus précisément, la souche longitudinale globale (GLS) et la souche circonférentielle globale (GCS) se sont révélées être d’une valeur ajoutée dans la caractérisation des maladies cardiaques¹⁰^,¹¹^,¹². De même, HDF a été suggéré comme un paramètre nouveau potentiel pour indiquer une altération de la fonction cardiaque⁶^,¹³. Ces HDF ou gradients de pression interventriculaire (IVPG) entraînent le mouvement sanguin lors de l’éjection et du remplissage du cœur et sont affectés par l’échange de momentum entre le sang et le myocarde, y compris la valve aortique et mitrale¹⁴^,¹⁵.

Dans cette étude, un protocole complet est décrit pour effectuer des mesures CMR robustes chez les petits animaux afin de quantifier la fonction LV, la tension myocardique et le HDF des cœurs de souris. Il contient les étapes nécessaires à la préparation des animaux, à l’acquisition de données à l’aide d’images CINE prospectives et rétrospectives du cœur, ainsi qu’à l’analyse avec un logiciel dédié capable de calculer les mesures volumétriques, le rapport E’/A’, la tension myocardique et le HDF du cœur. Ce protocole peut être utilisé pour l’évaluation approfondie de la fonction LV dans divers modèles murins de maladies cardiovasculaires.

Protocol

Les expériences sur les animaux décrites sont menées conformément aux directives de l’Union européenne pour le bien-être des animaux de laboratoire (directive 2010/63/UE) et ont été approuvées par le comité d’éthique animale du centre médical universitaire. 1. Installation et préparation des animaux Avant de commencer l’expérience, assurez-vous qu’il y a suffisamment d’anesthésie à l’isoflurane pendant au moins 2 h et que la batterie disponible pour l’ECG et la surveillance respiratoire est suffisamment chargée. Assurez-vous que la zone du scanner est équipée d’un tube d’extraction des fumées fonctionnel pour éliminer l’excès d’isoflurane. Préparez le berceau de la souris (Figure 1A) et allumez le système de chauffage des animaux dont la température est réglée sur 40 °C. Préparez le module d’interface ECG/respiratoire et la configuration de la batterie (Figure 1B), et démarrez le logiciel pour la surveillance en temps réel de l’ECG et des signaux respiratoires (Figure 1C). Retirez la souris de sa cage de logement et mesurez le poids corporel. Placer la souris dans une chambre d’induction d’anesthésie sous un bras d’extraction de hotte et fournir 3-4% d’isoflurane dans un mélange de 0,2 L / min O2 et 0,2 L / min d’air médical. Une fois l’animal complètement anesthésié, appliquez une petite goutte de pommade pour les yeux sur chaque œil et fermez les paupières de la souris. Placez la souris en position couchée sur le berceau de la souris. Accrochez les incisives de la souris dans la barre de morsure sur le berceau de la souris et ajustez le cône de nez pour qu’il s’ajuste correctement (Figure 1A). Vérifiez visuellement si la respiration est stable en dessous de 100 respirations / min et réduisez l’isoflurane à environ 2% pendant la préparation de l’animal. Déplacez le berceau de la souris de manière à ce que le cœur soit situé dans la partie du support de berceau qui se retrouvera au centre de la bobine RF et à l’isocentre de l’aimant. Utilisez de la vaseline pour insérer la sonde de température rectale et collez le câble à fibre optique de la sonde de température au berceau de la souris. Placez le ballon respiratoire sur le bas-ventre de la souris et fixez-le avec du ruban adhésif. Insérez deux aiguilles d’électrode ECG par voie sous-cutanée dans le thorax à la hauteur des pattes antérieures et collez-les doucement pour éviter tout mouvement (Figure 1A). Vérifiez si les signaux de respiration et d’ECG sont de qualité suffisante et si les points de déclenchement corrects sont détectés par le logiciel (Figure 1C). Assurez-vous que la fréquence respiratoire est de 50 à 80 respirations / min, la fréquence cardiaque ~ 400-600 battements / min et la température corporelle autour de 37 ° C. Ajuster l’administration d’isoflurane lorsque la fréquence respiratoire est en dehors de cette plage et réduire la température du système de chauffage de l’animal si la température corporelle a tendance à dépasser 37 ° C. Placez la bobine RF sur la souris.REMARQUE: Selon le système, cela peut nécessiter une déconnexion temporaire des électrodes ECG et des bouchons de ballon respiratoire du module d’interface ECG/respiratoire. Connectez les câbles de la bobine et placez le berceau dans l’alésage de l’aimant. Vérifiez si le signal ECG est toujours stable. Si le signal ECG est sous-optimal, repositionnez les électrodes ECG pour un meilleur signal, car cela ne peut pas être fait à un stade ultérieur sans changer considérablement l’orientation de l’animal. Figure 1: Préparation des animaux et configuration de l’équipement pour l’imagerie CMR du cœur de la souris. (A) Souris entièrement anesthésiée en position couchée, placée dans le berceau chauffant de la souris avec un oreiller pneumatique respiratoire placé sur l’abdomen, un capteur de température à fibre optique rectale et des sondes ECG sous-cutanées dans la poitrine près des pattes antérieures. (B) Bobine de corps de souris placée sur le berceau de la souris, avec des fils ECG et un oreiller respiratoire reconnectés à l’ECG et à l’interface respiratoire avant de placer le support dans l’aimant IRM. (C) Représentation de l’ECG et des signaux respiratoires dans un logiciel dédié de surveillance des petits animaux. Le pic R du signal ECG est détecté et utilisé comme point de départ pour l’acquisition du signal IRM. Une période d’occultation entre les pics R peut être ajustée manuellement en fonction de la période d’un battement de cœur. Le déclenchement ne peut se produire que pendant le plateau respiratoire (ligne verte dans le panneau central) pour lequel le délai de début et la largeur maximale peuvent être ajustés manuellement. Abréviations : CMR = imagerie par résonance magnétique cardiovasculaire; ECG = électrocardiogramme; IRM = imagerie par résonance magnétique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. 2. Calibrage et déclenchement de l’IRM Ajustez les paramètres de l’ECG et de la grille respiratoire dans le logiciel de surveillance du signal de manière à ce que les points de déclenchement soient générés aux pics R et uniquement pendant la partie plate du signal respiratoire. Pour minimiser les erreurs de contrôle ECG, définissez une période d’occultation de 10 à 15 ms plus courte que l’intervalle R-R.REMARQUE: Cette période d’occultation doit être ajustée pendant toute l’expérience si des changements de fréquence cardiaque se produisent. Effectuez un étalonnage de fréquence centrale et un balayage SCOUT standard (non masqué) avec un décalage nul pour déterminer la position de la souris dans le scanner dans les directions coronale, axiale et sagittale. Si le cœur n’est pas positionné à moins de 0,5 à 1 cm du centre du champ de vision (FOV), ajustez la position du berceau en conséquence et refaites le scan SCOUT. Effectuez un étalonnage manuel de cale et RF à l’aide des méthodes disponibles du fournisseur. 3. Planification et acquisition de l’analyse REMARQUE : Reportez-vous au tableau 1 pour connaître les paramètres d’analyse détaillés des analyses suivantes. Sur la base du SCOUT initial, effectuez un balayage de scout GRE (Gradient Echo) à une seule image(Tableau 1,scan 1) avec 5 tranches dans 3 directions orthogonales et positionnez chaque pile de tranches sur l’emplacement approximatif du cœur pour localiser la position exacte du cœur (Figure 2A). Effectuez une analyse sa sa multi-tranches à une seule image fermée (Tableau 1, analyse 2). À cette fin, utilisez le scout GRE précédent pour positionner 4-5 tranches dans une position ventriculaire mi-gauche, perpendiculairement à l’axe long du cœur pour trouver une estimation initiale de la vue SA midventriculaire, qui est nécessaire pour planifier le scout à 2 chambres à axe long (Figure 2B). Pour les examens prospectifs suivants (étapes 3.4 à 3.6), ajustez le nombre de trames cardiaques (Nframes) de sorte que Nframes × TR représente environ 60 à 70% de l’intervalle R-R.REMARQUE: L’acquisition de 60 à 70% de l’intervalle R-R est suffisante pour capturer la phase diastolique terminale du cycle cardiaque, tout en permettant une relaxation T1 supplémentaire pendant la diastole terminale pour améliorer le SNR et prévenir la perturbation du pic R suivant par commutation de gradient. Effectuez un balayage GRE à une tranche fermée pour générer le repère à 2 chambres à axe long (2CH), qui, combiné au balayage SA, est nécessaire pour planifier le balayage à 4 chambres (4CH) (Tableau 1, scan 3). À cette fin, positionnez une tranche perpendiculaire aux vues SA précédentes parallèlement aux points de connexion entre le ventricule gauche et droit. Déplacez cette tranche au milieu du ventricule gauche et vérifiez dans l’image coronale du repère GRE si la tranche est alignée avec l’axe long LV de sorte qu’elle est placée à travers l’apex (Figure 2C). Effectuez une autre analyse GRE à tranche unique fermée pour générer l’analyse de reconnaissance à 4 chambres (4CH), qui est nécessaire pour planifier l’analyse SA multi-tranches et l’analyse à 3 chambres (Tableau 1, scan 4). À cette fin, positionnez une tranche perpendiculairement au balayage éclaireur 2CH et alignez-la au centre du long axe de sorte que la tranche passe par la valve mitrale et l’apex. Dans les vues SA, ajustez la tranche de manière à ce qu’elle soit placée parallèlement à la paroi ventriculaire postérieure et antérieure et entre les deux muscles papillaires (Figure 2D). Vérifiez si la tranche reste au centre du ventricule tout au long du cycle cardiaque. Effectuez une analyse SA GRE séquentielle multi-tranches fermée (Tableau 1, scan 5) pour les mesures de fonction systolique. À cette fin, placez une tranche ventriculaire moyenne perpendiculaire à l’axe long LV dans les vues 2CH et 4CH au centre du cœur et augmentez le nombre de tranches (généralement un nombre impair, par exemple, 7 ou 9 tranches, pas d’espace entre les tranches) pour couvrir le cœur de la base à l’apex(Figure 2E). Pour les scans rétrospectivement fermés suivants (étapes 3.8 à 3.9), désactivez toutes les fonctionnalités prospectives de contrôle cardiaque et respiratoire. Prenez note de la fréquence cardiaque et respiratoire avant et après chaque balayage rétrospectivement fermé, et utilisez ces valeurs à des fins de reconstruction plus tard (étape 5.2.2). Effectuer trois scans GRE séquentiels à une tranche rétrospectivement fermés dans la vue SA midventriculaire (pour la quantification du rapport E’/A’), la vue 2CH et la vue 4CH, ces deux dernières étant nécessaires à la quantification de la souche myocardique et des valeurs HDF (Tableau 1, scan 6-8). Si nécessaire, optimisez les orientations finales des tranches 2CH et 4CH en fonction des vues SA multi-tranches ainsi que des scans scout 2CH et 4CH disponibles. Effectuez un balayage GRE à tranche unique rétrospectivement fermé dans une vue à 3 chambres (3CH), qui, combinée à la vue 2CH et 4CH de l’étape 3.8, est nécessaire pour la quantification de la souche myocardique et des valeurs HDF (Tableau 1, scan 9). À cette fin, positionnez une tranche perpendiculaire à la vue SA moyenne ventriculaire similaire à la position de la vue finale à axe long 4CH, et tournez la tranche de 45 ° pour passer de la paroi antérieure au muscle papillaire le plus proche de la paroi postérieure. Inspectez la tranche SA basale pour voir si la tranche passe à travers la valve mitrale et aortique. Inspectez dans la dernière vue 4CH à axe long si la tranche passe par le sommet (Figure 2F). Figure 2: Planification des tranches pour l’imagerie CMR dans une souris. (A) Planification DU SCOUT GRE à travers le cœur en 3 vues orthogonales à l’aide du balayage scout initial. (B) Planification du scoutisme à axe court sur les tranches coronales et sagittales GRE SCOUT. (C) Planification de la vue scout 2CH à l’aide du scout à axe court et de la tranche coronale GRE SCOUT. (D) Planification de la vue scout 4CH à l’aide du scout à axe court et du scout 2CH. (E) Planification de la vue multi-tranches à axe court à l’aide de scouts 2CH et 4CH. (F) (à gauche) Planification des vues finales 2CH, 3CH et 4CH à l’aide des vues d’axe court moyen et 2CH/4CH. Abréviations : CMR = imagerie par résonance magnétique cardiovasculaire; GRE = Echo de gradient; CH = chambre. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Numéro(s) de numérisation 1 2 3 4 5 6-9 Nom(s) de l’analyse Scout GRE scout SA multi-tranches Scout 2CH Scout 4CH SA multi-tranches SA, 2CH, 4CH, 3CH nombre total de tranches 15 (3 x 5)* 4-5 1 1 7-9 1 Épaisseur (mm) 1 1 1 1 1 1 Champ de vision (mm) 60 35 30 30 35 30 FOV Ratio 1 1 1 1 1 1 Angle de retournement 40 20 20 20 20 15 TE (ms)** 3.8 3.4 2.5 2.5 2.5 3.6 TR (ms) 200 1 R-R 7 7 7 8 Nframes 1 1 12-14 12-14 12-14 32 *** Taille de la matrice 192 x 192 192 x 192 192 x 192 192 x 192 192 x 192 192 x 192 Déclenchement de l’ECG Non oui oui oui oui rétrospectif Déclenchement respiratoire oui oui oui oui oui rétrospectif Moyennes 1 3 5 5 5 rétrospective **** Temps total d’imagerie (estimation *****) 2 min 2 min 3-4 min 3-4 min 20-25 min 13 min / scan Tableau 1 : Paramètres d’acquisition pour chaque séquence utilisée pendant le protocole CMR. * Les scans sont effectués dans trois orientations orthogonales différentes (axiale, coronale, sagittale). **Le TE le plus court possible, étant donné que tous les autres paramètres sont utilisés, ce qui dépend de la configuration spécifique du scanner. C’est le nombre de trames cardiaques après le binning rétrospectif. La moyenne effective dépend du remplissage aléatoire de l’espace k pendant le temps total d’acquisition. Au total, 400 répétitions de toutes les lignes k ont été effectuées. Y compris les retards de déclenchement ECG / respiratoire. Abréviations : CMR = imagerie par résonance magnétique cardiovasculaire; ECG = électrocardiogramme; GRE = écho de gradient; FOV = champ de vision; TE = temps d’écho; TR = temps de répétition; Nframes = nombre de trames cardiaques; SA = axe court; CH = chambre. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau. 4. Finalisation de l’expérience et stockage des données Retirez la souris du berceau après avoir détaché tous les autres équipements de mesure et éteignez l’anesthésie. Dans le cas d’expériences longitudinales, placer la souris dans une cage de logement préchauffée à 37 °C pour la récupération jusqu’à ce que l’animal soit éveillé et actif. Nettoyez tout l’équipement qui a été utilisé avec des lingettes nettoyantes ou de l’alcool à 70%. Générez des fichiers d’imagerie numérique et de communication en médecine (DICOM) pour les données IRM prospectivement fermées et copiez-les avec les fichiers de données brutes IRM des scans rétrospectivement fermés sur un serveur sécurisé pour une analyse ultérieure des données. 5. Reconstruction hors ligne des scans acquis rétrospectivement REMARQUE: Pour la reconstruction des scans rétrospectivement fermés, un logiciel open source personnalisé a été utilisé (Figure 3). Effectuez les étapes suivantes pour chacune des données déclenchées rétrospectivement séparément. Ouvrez le logiciel de reconstruction Retrospectiveet chargez le fichier de données brutes correspondant à une IRM rétrospectivement fermée. Inspectez le signal du navigateur Raw et notez que les pics de signal les plus élevés représentent la fréquence respiratoire et les pics de signal inférieurs représentent la fréquence cardiaque. Si les pics sont enregistrés à l’envers, retournez le signal avec l’interrupteur haut/bas. De plus, vérifiez si la fréquence cardiaque détectée automatiquement correspond à 10% des valeurs observées lors de chaque scan. Si ce n’est pas le cas, ajustez manuellement ces valeurs car la détection automatisée a échoué. Choisissez un pourcentage de fenêtre approprié pour l’exclusion des données pendant les mouvements respiratoires, généralement 30%. Appuyez sur Filtre pour effectuer l’analyse du navigateur et séparez le navigateur cardiaque du navigateur respiratoire. Définissez le nombre d’images CINE sur 32 (valeur utilisée dans cette étude), puis appuyez sur trier k-space. Choisissez les paramètres appropriés pour la régularisation de la détection compressée (CS), puis appuyez sur Reconstruire. Utilisez les paramètres de régularisation typiques suivants : paramètre de régularisation des ondelettes dans les dimensions spatiales (x, y et z) (WVxyz) 0,001 ou 0 ; contrainte de variation totale dans la dimension CINE (TVcine) 0,1; contrainte de variation totale de la dimension spatiale (TVxyz) 0; et la contrainte de variation totale dans la dimension dynamique (TVdyn) 0,05. Une fois la reconstruction terminée, prévisualisez le film CINE pour évaluer la reconstruction. Exportez des images DICOM pour une analyse plus approfondie avec Export DCM. Figure 3: Interface utilisateur graphique de déclenchement ‘Rétrospective’. ‘Retrospective’ est une application de reconstruction sur mesure pour les scans d’imagerie par résonance magnétique cardiaque déclenchés rétrospectivement. Dans l’interface utilisateur, il est possible d’évaluer le signal du navigateur, d’ajuster le nombre d’images CINE à reconstruire, d’ajuster les paramètres de détection compressés pour améliorer la reconstruction, de prévisualiser les images CINE sous forme de film dynamique et d’exporter les données reconstruites. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. 6. Logiciel d’analyse d’images REMARQUE: Le logiciel d’analyse d’images (Figure 4) nécessite l’utilisation d’images DICOM et dispose de plusieurs plugins pour différentes applications d’analyse cardiovasculaire, tels que le plugin pour les mesures volumétriques et le plugin pour l’analyse de déformation et HDF. Pour l’évaluation volumétrique du LV, sélectionnez le scan SA multi-tranches et chargez-le dans le plugin pour les mesures volumétriques. Attribuez des étiquettes systolique terminale (ES) et diastolique terminale (DE) au cadre cardiaque correspondant. Utilisez les outils de contour pour segmenter les bordures endomyocardiques dans les cadres ES et ED.REMARQUE: Le logiciel d’analyse, utilisé pour ce protocole, affiche automatiquement les paramètres LV EF, EDV, ESV lorsque toutes les annotations nécessaires ont été effectuées. Pour les mesures diastoliques, sélectionnez les images SA CINE midventriculaires et chargez-les dans le plugin pour les mesures volumétriques. Attribuez les étiquettes ED et ES aux cadres cardiaques correspondants. Utilisez les outils de contour pour segmenter la bordure endocardique de toutes les images. Comparez la segmentation des cadres voisins pour assurer des transitions en douceur de la segmentation tout au long du cycle cardiaque. Exportez l’évolution temporelle de toutes les trames cardiaques et les volumes endomyocardiques LV correspondants (LV ENDO). Appliquez un script personnalisé (voir Matériau supplémentaire)pour calculer le ratio E’/A’.REMARQUE: Le script applique un filtre Savitzky-Golay pour un calcul robuste des courbes dV / dt et utilise la détection de pic semi-automatique pour trouver les pics E’ et A’. Pour les calculs de déformation et HDF, sélectionnez les images CINE à long axe 2CH, 3CH et 4CH et chargez-les dans le plugin pour les mesures volumétriques. Attribuez les étiquettes ED et ES au cadre cardiaque correspondant dans chaque orientation de tranche. Utilisez les outils de contour pour segmenter la bordure endocardique de toutes les images dans les 3 orientations. Comparez la segmentation des cadres voisins pour assurer des transitions en douceur de la segmentation tout au long du cycle cardiaque. Une fois les contours dessinés dans le plugin pour les mesures volumétriques, exécutez le plugin pour l’analyse de déformation et HDF. Affectez chacun des jeux de données acquis aux étiquettes correspondantes pour les vues 2CH, 3CH et 4CH, puis exécutez l’analyse de déformation. Pour l’analyse HDF, dessinez le diamètre de la valve mitrale au niveau du cadre diastolique d’extrémité dans les 3 orientations et dessinez le diamètre de l’aorte dans l’image à 3 chambres à long axe. Figure 4: Interface utilisateur graphique du logiciel d’analyse d’images. Le plugin pour la mesure volumétrique dans le logiciel d’analyse d’image, qui est utilisé pour le contour de la bordure endomyocardique. Pour chaque ensemble de données, les phases cardiaques diastoliques terminales et systoliques terminales sont sélectionnées, et la bordure endomyocardique est segmentée pour toutes les trames. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Representative Results

En utilisant le protocole décrit précédemment, un groupe de souris de type sauvage C57BL/6 en bonne santé (n = 6, âge de 14 semaines) a été scanné à l’aide d’un scanner IRM de 7 Tesla à l’aide d’une bobine de cage à oiseaux de 38 mm de diamètre. Au cours de chaque session de numérisation, les images CINE SA multi-tranches ont été acquises à l’aide de séquences GRE prospectivement fermées, tandis que les vues SA, 2CH, 3CH et 4CH à une seule tranche ont été acquises à l’aide d’une grille rétrospective. Des reconstructions représentatives à haute fréquence d’images de scans rétrospectivement fermés à l’aide d’un logiciel de post-traitement personnalisé peuvent être vues dans la vidéo supplémentaire 1. À partir des images résultantes, des courbes volume-temps au cours du cycle cardiaque(Figure 5A)ont été déterminées ainsi que les courbes de première dérivée correspondantes (dV/dt) pour le calcul des paramètres systoliques (EF = 72,4 ± 2,8%) et diastoliques (rapport E’/A’ = 1,5 ± 0,3) respectivement. Les images CINE en vue 2CH, 3CH et 4CH ont été analysées à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images pour déterminer les changements de GLS endocardique (endoGLS) tout au long du cycle cardiaque(Figure 5B)et les valeurs de GLS maximales correspondantes (-22,8 ± 2,4%) comme mesure de la tension myocardique. De plus, le logiciel calcule le carré moyen racine (RMS) HDF dans les directions longitudinale (apex-base) (135,2 ± 31,7%) et transversale (inferolateral-antéroseptale) (12,9 ± 5,0%). Pour chaque animal, il est également possible de produire un profil temporel HDF, qui suit un schéma cohérent de pics positifs et négatifs qui représentent l’ampleur et la direction du HDF pendant le cycle cardiaque (Figure 5C). Les résultats descriptifs de tous les paramètres de résultat sont résumés à la figure 5D. Figure 5: Quantification des paramètres fonctionnels LV en fonction du cœur de la souris. (A) Courbe volume-temps représentative et courbe dV/dt correspondante. Ce dernier représente la vitesse d’écoulement avec un pic de remplissage précoce (E’) et un pic de contraction auriculaire (A’) distincts. (B) Courbe GLS représentative indiquant la déformation de la déformation dans la direction longitudinale tout au long du cycle cardiaque. (C) Courbe HDF représentative avec des pics de force distincts dans la direction apex-base, commençant par la force d’éjection systolique et suivie d’une force vers le bas à la transition entre la systole et la diastole, la force de décélération de l’onde E, l’accélération de l’onde A et la force de décélération. (D) Résultats descriptifs de tous les animaux pour les valeurs du rapport EF, E’/A’, du GLS maximal et du carré moyen racinaire du HDF dans les directions apex-base et inferolatéral-antéroseptale. Les valeurs sont exprimées en moyenne ± SD. Abréviations: LV = ventricule gauche; V = volume; t = temps; GLS = déformation longitudinale globale; HDF = forces hémodynamiques; EF = fraction d’éjection. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Vidéo supplémentaire 1 : Reconstruction représentative d’images CINE rétrospectivement fermées en vues SA, 2CH, 3CH et 4CH. Abréviations: SA = axe court; CH = chambre. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo. Matériel supplémentaire : Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

Le protocole présenté décrit l’utilisation de l’imagerie CMR pour des expériences longitudinales, non invasives et in vivo visant à analyser la fonction cardiaque chez la souris. Ces résultats sont des exemples d’animaux en bonne santé pour démontrer la faisabilité de l’utilisation d’images CINE pour quantifier les paramètres cardiaques. Cependant, les méthodes décrites peuvent être utilisées pour divers modèles animaux. Bien que des modèles de maladie spécifiques puissent nécessiter de petites modifications du protocole, sa structure de base pour évaluer les différents paramètres fonctionnels cardiaques sera très similaire. Un cas particulier qui mérite d’être mentionné est un modèle d’infarctus du myocarde où une partie du cœur présente une perte significative de contractilité. Cela peut entraîner une mauvaise qualité du signal du navigateur cardiaque dans cette tranche. Dans ce cas, une autre option serait d’acquérir le navigateur à partir d’une tranche distincte, comme décrit dans une étude précédente de Coolen et al.¹⁶. Les images CINE dans différentes vues sont reconstruites à partir de données rétrospectivement fermées à l’aide d’algorithmes CS et sont analysées à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images pour calculer les valeurs de déformation et HDF.

La qualité des images acquises dépend naturellement de toutes les étapes de préparation, qui doivent être soigneusement effectuées avant de commencer le protocole d’IRM cardiaque. Par exemple, si aucun ECG clair et aucun signal respiratoire n’est observé lors du placement de l’animal à l’intérieur du scanner IRM, cela entraînera probablement des acquisitions sous-optimales et même une augmentation des temps de balayage en raison de l’effet supplémentaire des distorsions magnétohydrodynamiques¹⁷. Il est important de réaliser qu’en raison de la planification séquentielle des orientations des tranches, les animaux ne peuvent pas simplement être repositionnés entre les scans. Il n’est donc pas possible de réajuster les fils ECG entre les scans, car cela modifierait la position de la souris dans le scanner. Pendant la numérisation, le contrôle de la température est crucial pour maintenir un intervalle cardiaque et respiratoire constant, ce qui profite particulièrement à la qualité des scans rétrospectivement fermés qui sont acquis sur une plus longue période de temps. Au cours de cette analyse à cycle d’utilisation élevé, la température de l’animal peut augmenter régulièrement, entraînant une augmentation de la fréquence cardiaque et de la fréquence respiratoire. L’ajustement de la température du système de chauffage et de l’anesthésie pourrait grandement contribuer à stabiliser la fréquence respiratoire avant ou pendant le balayage.

Une étape critique au cours de l’analyse est la cohérence dans le dessin de contour. Bien que la segmentation automatique fonctionne bien pour les données cliniques, elle ne fonctionne pas de manière robuste dans le cas des données cardiaques de souris (non testées pour les rats). La fréquence cardiaque élevée et le flux sanguin élevé pendant des phases cardiaques spécifiques, en particulier au début du remplissage de la VL, peuvent provoquer un déphasage intravoxel et des vides de signalisation, compromettant la délimitation de la paroi myocardique. Il n’est donc pas conseillé d’analyser chaque image indépendamment, mais d’inspecter visuellement le mouvement de la paroi myocardique entre les images et d’en tenir compte lors du dessin des contours sur toutes les images. Il est conseillé de copier et d’ajuster le contour endocardique entre deux images consécutives pour maintenir un mouvement contractile plus naturel dans l’analyse. Dans ce protocole, les muscles papillaires sont exclus du volume de la lumière ventriculaire dans les images SA pour l’évaluation de la fonction systolique et diastolique, alors qu’ils sont inclus dans les vues 2CH, 3CH et 4CH pour l’analyse de la déformation et du HDF, car cette dernière repose sur la connaissance du mouvement précis de la paroi myocardique, plutôt que sur le volume précis de la lumière ventriculaire.

Alors que les paramètres de la fonction systolique et diastolique sont basés sur la mesure des volumes LV tout au long du cycle cardiaque, les paramètres de tension et de HDF dépendent également des schémas de mouvement dans la paroi myocardique. Pour cela, des techniques de suivi des caractéristiques sont utilisées où le déplacement du segment myocardique peut être évalué en reconnaissant des caractéristiques anatomiques distinctes et des intensités de signal entre les phases CINE suivantes. Le fort contraste entre le bassin sanguin et le myocarde dans les images CMR facilite l’utilisation du suivi des caractéristiques pour l’analyse ultérieure de la souche et du HDF⁸. Avant le suivi des caractéristiques de la CMR, la souche myocardique a été déterminée à l’aide d’une échographie de suivi des mouchetures et d’un marquage tissulaire CMR. Le suivi des caractéristiques CMR ne nécessite pas de temps de numérisation supplémentaire par rapport au marquage tissulaire CMR. Cependant, malgré l’utilisation du déclenchement rétrospectif, la CMR a toujours une résolution temporelle limitée, ce qui pourrait rendre difficile l’évaluation correcte des déformations rapides dans le cycle cardiaque.

L’évaluation du HDF tout au long du cycle cardiaque nécessite des mesures des diamètres des valves mitrale et aortique pour calculer le HDF dans les directions apex-base et inferolatéral-antéroseptale à l’aide des équations décrites précédemment¹⁸. Cette méthode a montré des estimations cohérentes du HDF par rapport à l’IRM à débit 4D standard de référence, qui a une disponibilité limitée en utilisation clinique en raison de sa complexité⁶. Il est important de savoir qu’une estimation robuste des diamètres de vanne est difficile et, par conséquent, les diamètres de vanne doivent être maintenus constants pour un groupe d’animaux et à travers des mesures répétées dans une étude longitudinale, car les variations de ce paramètre par des estimations incorrectes pourraient facilement éclipser les changements subtils dans les paramètres HDF. Le logiciel spécifique utilisé pour calculer les paramètres GLS et HDF peut ne pas être disponible pour tous les utilisateurs. Par conséquent, on peut se référer à Voigt et al.¹⁹ (GLS) ainsi qu’à Pedrizzetti et al.⁶^,²⁰ (HDF), qui contiennent toutes les descriptions mathématiques qui constituent la base des calculs respectifs effectués par le logiciel d’analyse.

Aux fins de la présente étude, le protocole a été évalué chez des animaux en bonne santé (N = 6). Un ensemble représentatif de courbes temporelles pour le volume LV, dV/dt, endoGLS et HDF est illustré à la Figure 5A–C. Les valeurs moyennes de plusieurs paramètres fonctionnels cardiaques (EF, rapport E’/A’, PIC GLS et HDF) sont illustrées à la figure 5D. Ceux-ci concordent bien avec des protocoles comparables utilisés dans la littérature²¹. La littérature sur les données GLS et HDF chez la souris est rare. Une valeur moyenne de GLS de -22,8% a été mesurée, ce qui est dans la même plage que les données cliniques⁸, indiquant que les mesures GLS obtenues avec la méthode décrite sont réalisables chez la souris. Les courbes HDF obtenues chez la souris montrent également les mêmes phases distinctes que celles observées dans les données humaines, montrant la traduction réussie de cette technique à la recherche préclinique. Bien que les paramètres HDF soient supposés servir de biomarqueurs précoces du dysfonctionnement cardiaque, d’autres études sont justifiées pour étudier la valeur diagnostique et prédictive de ce nouveau paramètre. Les résultats de ce protocole montrent que les résultats du HDF et du GLS devraient être plus variables d’un animal à l’autre, ce qui doit être pris en compte lorsque des différences subtiles dans les modèles animaux ou les effets du traitement sont attendues.

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercient Dorita Dekkers et Fatimah Al Darwish pour leur aide dans les mesures de souris et l’analyse des données.

Materials

Equipment
AccuSens single and multi-channel signal conditioner	Opsens solutions inc., Canada	ACS-P4-N-62SC	Used with fiber optic temperature sensor to monitor body temperature
Duratears eye ointment	Alcon Nederland B.V., Netherlands
Mouse cell	Équipment Vétérinaire Minerve, France		referred to as mouse cradle
MR-compatible Monitoring & Gating System for Small animals	SA Intuments, Inc., United States	Model 1030	ERT Module (ECG/respiratory interface module) , ERT Control/Gating Module, battery pack and subdermal ECG Electrode Set
MRI scanner	MR Solutions Ltd., United Kingdom	Model: MRS-7024	Preclinical MRI System 7.0T/24 cm
Multistation temperature control unit and High Flow PCA	Équipment Vétérinaire Minerve, France	Model: URT Multipostes	animal heating system
Respiration Sensor	Graseby Medical Limited, United Kingdom	Ref 2005100
RF coil	MR Solutions Ltd., United Kingdom	MRS-MVC	38mm mouse volume RF coil for mouse body studies
SF flowmeter	flow-meter, Italy	SF 3
Vaporizer sigma delta Intermed	Penlon Ltd., United Kingdom
Materials
Isoflurane	AST farma, Netherlands
Vaseline petroleum jelly	Unilever, United Kingdom
Software
BART toolbox			https://mrirecon.github.io/bart/
Mathematica 12.0	Wolfram Research, Inc., United States
MATLAB 2019a	The MathWorks,Inc., United States
MEDIS Suite MR	Medis Medical Imaging Systems B.V. ,Netherlands		Image analysis software
PC-SAM	SA Intuments, Inc., United States
Preclinical Scan	MR Solutions Ltd., United Kingdom		Scanning software
Retrospective version 7.0	Amsterdam UMC, the Netherlands		Reconstuction software: https://github.com/Moby1971?tab=repositories

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Cardiovascular Magnetic Resonance Imaging Mouse Heart Left Ventricular Function Myocardial Strain Hemodynamic Forces Ejection Fraction E/A Ratio Global Longitudinal Strain Heart Failure ECG Gating Respiratory Gating Gradient Echo Scout Scan Short-axis View Long-axis View

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Daal, M. R. R., Strijkers, G. J., Calcagno, C., Garipov, R. R., Wüst, R. C. I., Hautemann, D., Coolen, B. F. Quantification of Mouse Heart Left Ventricular Function, Myocardial Strain, and Hemodynamic Forces by Cardiovascular Magnetic Resonance Imaging. J. Vis. Exp. (171), e62595, doi:10.3791/62595 (2021).