Özet

Avaliando as respostas imunes respiratórias ao Haemophilus influenzae

Published: June 29, 2021
doi:

Özet

Haemophilus influenzae induz inflamação no trato respiratório. Este artigo se concentrará no uso da citometria de fluxo e microscopia confocal para definir respostas imunes por fagócitos e linfócitos em resposta a essa bactéria.

Abstract

Haemophilus influenzae (Hi) é uma bactéria prevalente encontrada em uma variedade de condições respiratórias. Uma variedade de diferentes ensaios/técnicas podem ser usados para avaliar a resposta imunológica/inflamatória respiratória a esta bactéria. A citometria de fluxo e a microscopia confocal são tecnologias baseadas em fluorescência que permitem a caracterização detalhada das respostas biológicas. Diferentes formas de antígeno Hi podem ser usadas, incluindo componentes da parede celular, preparações mortas / inativadas e bactérias vivas. Oi é uma bactéria fastidiosa que requer meios enriquecidos, mas geralmente é fácil de cultivar em ambientes laboratoriais padrão. Amostras de tecido para estimulação com Hi podem ser obtidas de sangue periférico, broncoscopia ou pulmão ressecado (por exemplo, em pacientes submetidos à cirurgia para o tratamento do câncer de pulmão). A função dos macrófagos e neutrófilos pode ser avaliada de forma abrangente usando citometria de fluxo com uma variedade de parâmetros medidos, incluindo fagocitose, espécies reativas de oxigênio e produção de citocinas intracelulares. A função dos linfócitos (por exemplo, função das células T e das células NK) pode ser especificamente avaliada usando citometria de fluxo, principalmente para a produção de citocinas intracelulares. A infecção por Hi é um potente indutor da produção de armadilhas extracelulares, tanto por neutrófilos (TNEs) quanto por macrófagos (METs). A microscopia confocal é, sem dúvida, a maneira mais ideal de avaliar a expressão de TNE e MET, que também pode ser usada para avaliar a atividade da protease. A imunidade pulmonar ao Haemophilus influenzae pode ser avaliada usando citometria de fluxo e microscopia confocal.

Introduction

Haemophilus influenzae (Hi) é uma bactéria comensal normal presente na faringe da maioria dos adultos saudáveis. O Hi pode ter uma cápsula de polissacarídeo (tipos A-F, por exemplo, tipo B ou HiB) ou não ter uma cápsula e ser indigitável (NTHi)1. A colonização da mucosa com essa bactéria inicia-se na primeira infância, e há uma rotatividade de diferentes cepas colonizadoras2. Esta bactéria também é capaz de invasão do trato respiratório superior e inferior; nesse contexto, pode induzir a ativação da resposta imune e a inflamação 3,4. Essa resposta inflamatória pode causar doença clínica e contribuir para uma variedade de condições respiratórias importantes, incluindo sinusite, otite média, bronquite, fibrose cística, pneumonia e doença pulmonar obstrutiva crônica (DPOC). A maioria dessas condições é devida a cepas NTHi2. Este artigo descreverá métodos para avaliar as respostas imunes respiratórias à Hi usando citometria de fluxo e microscopia confocal.

Os métodos descritos a seguir foram adaptados de técnicas bem estabelecidas que foram modificadas para avaliar a resposta inflamatória à Hi. A seleção de uma forma antigênica apropriada de Hi é uma parte fundamental desta avaliação. As preparações antigênicas variam de componentes da parede celular a bactérias vivas. Para estabelecer e padronizar ensaios, o uso de amostras de sangue periférico pode ser muito útil inicialmente.

A citometria de fluxo permite a medição de uma variedade de parâmetros e ensaios funcionais a partir de uma amostra a nível celular. Essa técnica tem a vantagem de que respostas celulares específicas (por exemplo, produção de espécies reativas de oxigênio (ROS) ou produção intracelular de citocinas) podem ser avaliadas quando comparadas a outros métodos mais gerais, como ensaio imunoenzimático (ELISA) ou ELISspot.

As armadilhas extracelulares são expressas por neutrófilos (TNEs)5,6,7 e por outras células, como macrófagos (METs)8. São cada vez mais reconhecidos como uma resposta inflamatória chave, particularmente na infecção pulmonar9. Eles podem ser avaliados por microscopia de fluorescência confocal. Essa técnica permite a identificação definitiva de TNEs/METs e distingue sua expressão de outras formas de morte celular6.

Tanto a citometria de fluxo quanto a microscopia confocal são ensaios baseados em fluorescência. Seu sucesso depende de protocolos de esforço ideais de amostras biológicas. Esses métodos levam algum tempo para aprender e exigem conhecimentos de supervisão apropriados. Os instrumentos envolvidos também são caros tanto para comprar quanto para executar. O cenário ideal para seu uso inclui grandes universidades e hospitais terciários de referência.

Os métodos utilizados neste protocolo são transferíveis para o estudo de outros organismos semelhantes envolvidos em doenças respiratórias (por exemplo, Moxarella catarrhalis e Streptococcus pneumoniae). NTHi também interage com outras bactérias respiratórias comuns10.

Protocol

Este trabalho foi aprovado pelo comitê de ética em pesquisa com seres humanos da Monash Health. O protocolo segue as diretrizes do comitê de ética em pesquisa com seres humanos. 1. Preparação antigénica NOTA: Três preparações antigênicas diferentes podem ser usadas para avaliar a resposta imune ao Hi. Estes são 1) um componente subcelular (tipicamente da parede celular bacteriana); 2) bactérias mortas e inativadas; e 3) bactérias vivas. Determinar o uso …

Representative Results

Os resultados representativos mostram como as respostas imunes inflamatórias à NTHi podem ser avaliadas/quantificadas por citometria de fluxo e microscopia confocal. Uma parte fundamental da interpretação dos resultados é a comparação em fluorescência entre amostras controle e estimuladas. Uma série de experimentos preliminares são geralmente necessários para otimizar a coloração das amostras. Quantas cores diferentes podem ser examinadas simultaneamente dependerá do número de canais disponíveis no citôm…

Discussion

Os métodos aqui listados utilizam citometria de fluxo baseada em fluorescência e técnicas de microscopia confocal que podem ser usadas em conjunto para obter informações detalhadas sobre a resposta inflamatória pulmonar à Hi.

Estabelecer a formulação antigênica apropriada de Hi a ser usada é fundamental, e é aconselhável ter informações específicas de um microbiologista a esse respeito. Live Hi induz uma resposta mais forte, enquanto as preparações de Hi mortas e os component…

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Os autores gostariam de agradecer à equipe de Imunologia Clínica da Monash Health por sua assistência com este trabalho.

Materials

Ammonium chloride Sigma Aldrich 213330
Brefeldin Sigma Aldrich B6542
CD28 Thermofisher 16-0289-81
CD49d Thermofisher 534048
DAPI prolong gold Thermofisher P36931
DHR123 Sigma Aldrich 109244-58-8
Filcon sterile nylon mesh Becton Dickinson 340606
Gelatin substrate, Enzchek Molecular probes E12055
MACS mix tube rotater Miltenyi Biotec 130-090-753
Medimachine Becton Dickinson Catalogue number not available
Medicons 50 µm Becton Dickinson 340592
Pansorbin Sigma Aldrich 507858
Propidium iodide Sigma Aldrich P4170
Saponin Sigma Aldrich 8047152
Superfrost slides Thermofisher 11562203

Referanslar

  1. Smith-Vaughan, H. C., Sriprakash, K. S., Leach, A. J., Mathews, J. D., Kemp, D. J. Low genetic diversity of Haemophilus influenzae type b compared to nonencapsulated H. influenzae in a population in which H. influenzae is highly endemic. Infection and Immunity. 66, 3403-3409 (1998).
  2. Murphy, T. F. Haemophilus and Moxarella infections. Harrisons Principles of Internal Medicine. 152, (2018).
  3. King, P. T., Sharma, R. The lung immune response to nontypeable haemophilus influenzae (lung immunity to NTHi). Journal of Immunology Research. , 706376 (2015).
  4. Ahearn, C. P., Gallo, M. C., Murphy, T. F. Insights on persistent airway infection by non-typeable Haemophilus influenzae in chronic obstructive pulmonary disease. Pathogens and Disease. 75, 9 (2017).
  5. Brinkmann, V., et al. Neutrophil extracellular traps kill bacteria. Science. 303, 1532-1535 (2004).
  6. Brinkmann, V., Zychlinsky, A. Neutrophil extracellular traps: is immunity the second function of chromatin. Journal of Cell Biology. 198, 773-783 (2012).
  7. Jorch, S. K., Kubes, P. An emerging role for neutrophil extracellular traps in noninfectious disease. Nature Medicine. 23, 279-287 (2017).
  8. Boe, D. M., Curtis, B. J., Chen, M. M., Ippolito, J. A., Kovacs, E. J. Extracellular traps and macrophages: new roles for the versatile phagocyte. Journal of Leukocyte Biology. 97, 1023-1035 (2015).
  9. Cheng, O. Z., Palaniyar, N. NET balancing: a problem in inflammatory lung diseases. Frontiers in Immunology. 4, 1 (2013).
  10. Jacobs, D. M., Ochs-Balcom, H. M., Zhao, J., Murphy, T. F., Sethi, S. Lower airway bacterial colonization patterns and species-specific interactions in chronic obstructive pulmonary disease. Journal of Clinical Microbiology. 56, (2018).
  11. Barenkamp, S. J., Munson, R. S., Granoff, D. M. Subtyping isolates of Haemophilus influenzae type b by outer-membrane protein profiles. The Journal of Infectious Diseases. 143, 668-676 (1981).
  12. Barenkamp, S. J. Outer membrane proteins and lipopolysaccharides of nontypeable Haemophilus influenzae. The Journal of Infectious Diseases. 165, 181-184 (1992).
  13. Johnston, J. W. Laboratory growth and maintenance of Haemophilus influenzae. Current Protocols in Microbiology. , (2010).
  14. King, P. T., et al. Adaptive immunity to nontypeable Haemophilus influenzae. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 167, 587-592 (2003).
  15. Coleman, H. N., Daines, D. A., Jarisch, J., Smith, A. L. Chemically defined media for growth of Haemophilus influenzae strains. Journal of Clinical Microbiology. 41, 4408-4410 (2003).
  16. King, P. T., Ngui, J., Gunawardena, D., Holmes, P. W., Farmer, M. W., Holdsworth, S. R. Systemic humoral immunity to non-typeable Haemophilus influenzae. Clinical & Experimental Immunology. 153, 376-384 (2008).
  17. King, P. T., et al. Nontypeable Haemophilus influenzae induces sustained lung oxidative stress and protease expression. PLoS One. 10, 0120371 (2015).
  18. Aaron, S. D., et al. Granulocyte inflammatory markers and airway infection during acute exacerbation of chronic obstructive pulmonary disease. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163, 349-355 (2001).
  19. King, P. T., et al. Lung T-cell responses to nontypeable Haemophilus influenzae in patients with chronic obstructive pulmonary disease. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 131, 1314-1321 (2013).
  20. Tsujikawa, T., et al. Robust cell detection and segmentation for image cytometry reveal th17 cell heterogeneity. Cytometry A. 95, 389-398 (2019).
  21. Sharma, R., O’Sullivan, K. M., Holdsworth, S. R., Bardin, P. G., King, P. T. Visualizing macrophage extracellular traps using confocal microscopy. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e56459 (2017).
  22. Stiefel, P., Schmidt-Emrich, S., Maniura-Weber, K., Ren, Q. Critical aspects of using bacterial cell viability assays with the fluorophores SYTO9 and propidium iodide. BMC Microbiology. 15, 36 (2015).
  23. Ueckert, J. E., Nebe von-Caron, G., Bos, A. P., ter Steeg, P. F. Flow cytometric analysis of Lactobacillus plantarum to monitor lag times, cell division and injury. Letters in Applied Microbiology. 25, 295-299 (1997).
  24. Essilfie, A. T., et al. Combined Haemophilus influenzae respiratory infection and allergic airways disease drives chronic infection and features of neutrophilic asthma. Thorax. 67, 588-599 (2012).
  25. Huvenne, W., et al. Exacerbation of cigarette smoke-induced pulmonary inflammation by Staphylococcus aureus enterotoxin B in mice. Respiratory Research. 12, 69 (2011).
  26. Radhakrishna, N., Farmer, M., Steinfort, D. P., King, P. A Comparison of Techniques for Optimal Performance of Bronchoalveolar Lavage. Journal of Bronchology & Interventional Pulmonology. 22, 300-305 (2015).
  27. Quatromoni, J. G., Singhal, S., Bhojnagarwala, P., Hancock, W. W., Albelda, S. M., Eruslanov, E. An optimized disaggregation method for human lung tumors that preserves the phenotype and function of the immune cells. Journal of Leukocyte Biology. 97, 201-209 (2015).
  28. Tighe, R. M., et al. Improving the quality and reproducibility of flow cytometry in the lung. An official American thoracic society workshop report. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 61, 150-161 (2019).
  29. Yu, Y. R., et al. A protocol for the comprehensive flow cytometric analysis of immune cells in normal and inflamed murine non-lymphoid tissues. PLoS One. 11, 0150606 (2016).
  30. Duan, M., et al. Distinct macrophage subpopulations characterize acute infection and chronic inflammatory lung disease. Journal of Immunology. 189, 946-955 (2012).

Play Video

Bu Makaleden Alıntı Yapın
Dousha, L., Sharma, R., Lim, S., Ngui, J., Buckle, A. M., King, P. T. Assessing Respiratory Immune Responses to Haemophilus Influenzae. J. Vis. Exp. (172), e62572, doi:10.3791/62572 (2021).

View Video