Beurteilung der respiratorischen Immunantwort auf Haemophilus influenzae
Özet
Haemophilus influenzae induziert Entzündungen in den Atemwegen. Dieser Artikel konzentriert sich auf die Verwendung von Durchflusszytometrie und konfokaler Mikroskopie, um Immunantworten von Phagozyten und Lymphozyten als Reaktion auf dieses Bakterium zu definieren.
Abstract
Haemophilus influenzae (Hi) ist ein weit verbreitetes Bakterium, das bei einer Reihe von Atemwegserkrankungen vorkommt. Eine Vielzahl verschiedener Assays / Techniken kann verwendet werden, um die respiratorische Immun- / Entzündungsreaktion auf dieses Bakterium zu beurteilen. Durchflusszytometrie und konfokale Mikroskopie sind fluoreszenzbasierte Technologien, die eine detaillierte Charakterisierung biologischer Reaktionen ermöglichen. Verschiedene Formen von Hi-Antigen können verwendet werden, einschließlich Zellwandkomponenten, abgetötete / inaktivierte Präparate und lebende Bakterien. Hi ist ein anspruchsvolles Bakterium, das angereicherte Medien benötigt, aber im Allgemeinen in Standardlaborumgebungen leicht zu züchten ist. Gewebeproben zur Stimulation mit Hi können aus peripherem Blut, Bronchoskopie oder resezierter Lunge gewonnen werden (z. B. bei Patienten, die sich einer Operation zur Behandlung von Lungenkrebs unterziehen). Die Funktion von Makrophagen und Neutrophilen kann mittels Durchflusszytometrie umfassend beurteilt werden, wobei eine Vielzahl von Parametern gemessen wird, einschließlich Phagozytose, reaktiver Sauerstoffspezies und intrazellulärer Zytokinproduktion. Die Lymphozytenfunktion (z. B. T-Zell- und NK-Zellfunktion) kann mittels Durchflusszytometrie spezifisch beurteilt werden, hauptsächlich für die intrazelluläre Zytokinproduktion. Hi-Infektion ist ein potenter Induktor der extrazellulären Fallenproduktion, sowohl durch Neutrophile (NETs) als auch durch Makrophagen (METs). Die konfokale Mikroskopie ist wohl der optimalste Weg, um die NET- und MET-Expression zu beurteilen, die auch zur Beurteilung der Proteaseaktivität verwendet werden kann. Die Lungenimmunität gegen Haemophilus influenzae kann mittels Durchflusszytometrie und konfokaler Mikroskopie beurteilt werden.
Introduction
Haemophilus influenzae (Hi) ist ein normales kommensales Bakterium, das im Rachen der meisten gesunden Erwachsenen vorkommt. Hi kann eine Polysaccharidkapsel haben (Typ A-F, z. B. Typ B oder HiB) oder keine Kapsel haben und nicht typisierbar sein (NTHi)1. Die Besiedlung der Schleimhaut mit diesem Bakterium beginnt in der frühen Kindheit, und es gibt einen Umsatz verschiedener kolonisierender Stämme2. Dieses Bakterium ist auch in der Lage, sowohl in die oberen als auch in die unteren Atemwege einzudringen; In diesem Zusammenhang kann es eine Aktivierung der Immunantwort und Entzündung induzieren 3,4. Diese Entzündungsreaktion kann klinische Erkrankungen verursachen und zu einer Vielzahl wichtiger Atemwegserkrankungen beitragen, darunter Sinusitis, Mittelohrentzündung, Bronchitis, Mukoviszidose, Lungenentzündung und chronisch obstruktive Lungenerkrankung (COPD). Die meisten dieser Bedingungen sind auf NTHi-Stämmezurückzuführen 2. Dieser Artikel beschreibt Methoden zur Beurteilung der respiratorischen Immunantwort auf Hi mittels Durchflusszytometrie und konfokaler Mikroskopie.
Die unten beschriebenen Methoden wurden von etablierten Techniken adaptiert, die modifiziert wurden, um die Entzündungsreaktion auf Hi zu beurteilen. Die Auswahl einer geeigneten antigenen Form von Hi ist ein wesentlicher Bestandteil dieser Bewertung. Antigene Präparate reichen von Zellwandbestandteilen bis hin zu lebenden Bakterien. Um Assays zu etablieren und zu standardisieren, kann die Verwendung von peripheren Blutproben zunächst sehr hilfreich sein.
Die Durchflusszytometrie ermöglicht die Messung einer Vielzahl von Parametern und funktionellen Assays aus einer Probe auf zellulärer Ebene. Diese Technik hat den Vorteil, dass spezifische zelluläre Reaktionen (z. B. Produktion von reaktiven Sauerstoffspezies (ROS) oder intrazelluläre Zytokinproduktion) im Vergleich zu anderen allgemeineren Methoden wie Enzyme-linked Immunosorbent Assay (ELISA) oder ELISspot bewertet werden können.
Extrazelluläre Fallen werden durch Neutrophile (NETs)5,6,7 und durch andere Zellen wie Makrophagen (METs)8 exprimiert. Sie werden zunehmend als eine wichtige Entzündungsreaktion erkannt, insbesondere bei Infektionen in der Lunge9. Sie können durch konfokale Fluoreszenzmikroskopie beurteilt werden. Diese Technik ermöglicht die definitive Identifizierung von NETs/METs und unterscheidet ihre Expression von anderen Formen desZelltods 6.
Sowohl die Durchflusszytometrie als auch die konfokale Mikroskopie sind fluoreszenzbasierte Assays. Ihr Erfolg hängt von optimalen Belastungsprotokollen biologischer Proben ab. Diese Methoden brauchen einige Zeit, um zu erlernen und erfordern entsprechende Aufsichtskenntnisse. Die beteiligten Instrumente sind auch teuer in der Anschaffung und im Betrieb. Der optimale Rahmen für ihren Einsatz sind große Universitäten und tertiäre Überweisungskrankenhäuser.
Die in diesem Protokoll verwendeten Methoden sind übertragbar auf die Untersuchung anderer ähnlicher Organismen, die an Atemwegserkrankungen beteiligt sind (z. B. Moxarella catarrhalis und Streptococcus pneumoniae). NTHi interagiert auch mit anderen häufigen Atemwegsbakterien10.
Protocol
Representative Results
Discussion
Die hier aufgeführten Methoden verwenden fluoreszenzbasierte Durchflusszytometrie und konfokale Mikroskopietechniken, die in Verbindung verwendet werden können, um detaillierte Informationen über die entzündliche Lungenantwort auf Hi zu erhalten.
Die Festlegung der geeigneten Antigenformulierung von Hi ist von entscheidender Bedeutung, und es ist ratsam, diesbezüglich spezifische Beiträge von einem Mikrobiologen zu erhalten. Live Hi induziert eine stärkere Reaktion, während abgetötete…
Açıklamalar
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Die Autoren danken den Mitarbeitern der Klinischen Immunologie von Monash Health für ihre Unterstützung bei dieser Arbeit.
Materials
| Ammonium chloride | Sigma Aldrich | 213330 | |
| Brefeldin | Sigma Aldrich | B6542 | |
| CD28 | Thermofisher | 16-0289-81 | |
| CD49d | Thermofisher | 534048 | |
| DAPI prolong gold | Thermofisher | P36931 | |
| DHR123 | Sigma Aldrich | 109244-58-8 | |
| Filcon sterile nylon mesh | Becton Dickinson | 340606 | |
| Gelatin substrate, Enzchek | Molecular probes | E12055 | |
| MACS mix tube rotater | Miltenyi Biotec | 130-090-753 | |
| Medimachine | Becton Dickinson | Catalogue number not available | |
| Medicons 50 µm | Becton Dickinson | 340592 | |
| Pansorbin | Sigma Aldrich | 507858 | |
| Propidium iodide | Sigma Aldrich | P4170 | |
| Saponin | Sigma Aldrich | 8047152 | |
| Superfrost slides | Thermofisher | 11562203 |
Referanslar
- Smith-Vaughan, H. C., Sriprakash, K. S., Leach, A. J., Mathews, J. D., Kemp, D. J. Low genetic diversity of Haemophilus influenzae type b compared to nonencapsulated H. influenzae in a population in which H. influenzae is highly endemic. Infection and Immunity. 66, 3403-3409 (1998).
- Murphy, T. F. Haemophilus and Moxarella infections. Harrisons Principles of Internal Medicine. 152, (2018).
- King, P. T., Sharma, R. The lung immune response to nontypeable haemophilus influenzae (lung immunity to NTHi). Journal of Immunology Research. , 706376 (2015).
- Ahearn, C. P., Gallo, M. C., Murphy, T. F. Insights on persistent airway infection by non-typeable Haemophilus influenzae in chronic obstructive pulmonary disease. Pathogens and Disease. 75, 9 (2017).
- Brinkmann, V., et al. Neutrophil extracellular traps kill bacteria. Science. 303, 1532-1535 (2004).
- Brinkmann, V., Zychlinsky, A. Neutrophil extracellular traps: is immunity the second function of chromatin. Journal of Cell Biology. 198, 773-783 (2012).
- Jorch, S. K., Kubes, P. An emerging role for neutrophil extracellular traps in noninfectious disease. Nature Medicine. 23, 279-287 (2017).
- Boe, D. M., Curtis, B. J., Chen, M. M., Ippolito, J. A., Kovacs, E. J. Extracellular traps and macrophages: new roles for the versatile phagocyte. Journal of Leukocyte Biology. 97, 1023-1035 (2015).
- Cheng, O. Z., Palaniyar, N. NET balancing: a problem in inflammatory lung diseases. Frontiers in Immunology. 4, 1 (2013).
- Jacobs, D. M., Ochs-Balcom, H. M., Zhao, J., Murphy, T. F., Sethi, S. Lower airway bacterial colonization patterns and species-specific interactions in chronic obstructive pulmonary disease. Journal of Clinical Microbiology. 56, (2018).
- Barenkamp, S. J., Munson, R. S., Granoff, D. M. Subtyping isolates of Haemophilus influenzae type b by outer-membrane protein profiles. The Journal of Infectious Diseases. 143, 668-676 (1981).
- Barenkamp, S. J. Outer membrane proteins and lipopolysaccharides of nontypeable Haemophilus influenzae. The Journal of Infectious Diseases. 165, 181-184 (1992).
- Johnston, J. W. Laboratory growth and maintenance of Haemophilus influenzae. Current Protocols in Microbiology. , (2010).
- King, P. T., et al. Adaptive immunity to nontypeable Haemophilus influenzae. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 167, 587-592 (2003).
- Coleman, H. N., Daines, D. A., Jarisch, J., Smith, A. L. Chemically defined media for growth of Haemophilus influenzae strains. Journal of Clinical Microbiology. 41, 4408-4410 (2003).
- King, P. T., Ngui, J., Gunawardena, D., Holmes, P. W., Farmer, M. W., Holdsworth, S. R. Systemic humoral immunity to non-typeable Haemophilus influenzae. Clinical & Experimental Immunology. 153, 376-384 (2008).
- King, P. T., et al. Nontypeable Haemophilus influenzae induces sustained lung oxidative stress and protease expression. PLoS One. 10, 0120371 (2015).
- Aaron, S. D., et al. Granulocyte inflammatory markers and airway infection during acute exacerbation of chronic obstructive pulmonary disease. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163, 349-355 (2001).
- King, P. T., et al. Lung T-cell responses to nontypeable Haemophilus influenzae in patients with chronic obstructive pulmonary disease. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 131, 1314-1321 (2013).
- Tsujikawa, T., et al. Robust cell detection and segmentation for image cytometry reveal th17 cell heterogeneity. Cytometry A. 95, 389-398 (2019).
- Sharma, R., O’Sullivan, K. M., Holdsworth, S. R., Bardin, P. G., King, P. T. Visualizing macrophage extracellular traps using confocal microscopy. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e56459 (2017).
- Stiefel, P., Schmidt-Emrich, S., Maniura-Weber, K., Ren, Q. Critical aspects of using bacterial cell viability assays with the fluorophores SYTO9 and propidium iodide. BMC Microbiology. 15, 36 (2015).
- Ueckert, J. E., Nebe von-Caron, G., Bos, A. P., ter Steeg, P. F. Flow cytometric analysis of Lactobacillus plantarum to monitor lag times, cell division and injury. Letters in Applied Microbiology. 25, 295-299 (1997).
- Essilfie, A. T., et al. Combined Haemophilus influenzae respiratory infection and allergic airways disease drives chronic infection and features of neutrophilic asthma. Thorax. 67, 588-599 (2012).
- Huvenne, W., et al. Exacerbation of cigarette smoke-induced pulmonary inflammation by Staphylococcus aureus enterotoxin B in mice. Respiratory Research. 12, 69 (2011).
- Radhakrishna, N., Farmer, M., Steinfort, D. P., King, P. A Comparison of Techniques for Optimal Performance of Bronchoalveolar Lavage. Journal of Bronchology & Interventional Pulmonology. 22, 300-305 (2015).
- Quatromoni, J. G., Singhal, S., Bhojnagarwala, P., Hancock, W. W., Albelda, S. M., Eruslanov, E. An optimized disaggregation method for human lung tumors that preserves the phenotype and function of the immune cells. Journal of Leukocyte Biology. 97, 201-209 (2015).
- Tighe, R. M., et al. Improving the quality and reproducibility of flow cytometry in the lung. An official American thoracic society workshop report. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 61, 150-161 (2019).
- Yu, Y. R., et al. A protocol for the comprehensive flow cytometric analysis of immune cells in normal and inflamed murine non-lymphoid tissues. PLoS One. 11, 0150606 (2016).
- Duan, M., et al. Distinct macrophage subpopulations characterize acute infection and chronic inflammatory lung disease. Journal of Immunology. 189, 946-955 (2012).
