Échantillonnage et traitement du brossage nasal à l’aide de la vidéomicroscopie ciliaire numérique à grande vitesse – Adaptation à la pandémie de COVID-19
Özet
Pour garantir une analyse fonctionnelle ciliaire réussie et de haute qualité pour le diagnostic de la DCP, une méthode précise et minutieuse d’échantillonnage et de traitement de l’épithélium respiratoire est essentielle. Afin de continuer à fournir des services de diagnostic de la DCP pendant la pandémie de COVID-19, le protocole de vidéomicroscopie ciliaire a été mis à jour pour inclure des mesures appropriées de contrôle des infections.
Abstract
La dyskinésie ciliaire primitive (DCP) est une ciliopathie mobile génétique, entraînant une maladie otosinopulmonaire importante. Le diagnostic de la DCP est souvent manqué ou retardé en raison de défis liés aux différentes modalités de diagnostic. La vidéomicroscopie ciliaire, utilisant la vidéomicroscopie numérique à grande vitesse (DHSV), l’un des outils de diagnostic de la DCP, est considérée comme la méthode optimale pour effectuer une analyse fonctionnelle ciliaire (CFA), comprenant l’analyse de la fréquence des battements ciliaires (CBF) et du diagramme de battement (CBP). Cependant, le DHSV ne dispose pas de procédures opérationnelles normalisées et publiées pour le traitement et l’analyse des échantillons. Il utilise également l’épithélium respiratoire vivant, un problème important de contrôle des infections pendant la pandémie de COVID-19. Afin de continuer à fournir un service de diagnostic pendant cette crise sanitaire, le protocole de vidéomicroscopie ciliaire a été adapté pour inclure des mesures adéquates de contrôle des infections.
Nous décrivons ici un protocole révisé pour l’échantillonnage et le traitement en laboratoire des échantillons respiratoires ciliés, en soulignant les adaptations apportées pour se conformer aux mesures de contrôle des infections COVID-19. Les résultats représentatifs de l’ACF provenant d’échantillons de brossage nasal obtenus chez 16 sujets sains, traités et analysés conformément à ce protocole, sont décrits. Nous illustrons également l’importance d’obtenir et de traiter des bandelettes ciliées épithéliales de qualité optimale, car les échantillons ne répondant pas aux critères de sélection de la qualité permettent maintenant la CFA, ce qui peut diminuer la fiabilité diagnostique et l’efficacité de cette technique.
Introduction
La dyskinésie ciliaire primitive (PCD) est une ciliopathie motile hétérogène héréditaire, dans laquelle les cils respiratoires sont stationnaires, lents ou dyskinétiques, entraînant une altération de la clairance mucociliaire et une maladie oto-sino-pulmonaire chronique 1,2,3,4. Les manifestations cliniques de la DCP sont la toux grasse chronique et la congestion nasale chronique débutant dès la petite enfance, les infections récurrentes ou chroniques des voies respiratoires supérieures et inférieures entraînant une bronchectasie, ainsi que l’otite moyenne et la sinusite récurrentes ou chroniques 5,6,7. Environ la moitié des patients atteints de DCP présentent des défauts de latéralité d’organe tels que situs inversus ou situs ambiguus. Certains patients présentent également des problèmes d’infertilité dus au sperme immotile chez les hommes et aux cils immotiles dans les trompes de Fallope chez les femmes 1,2,8. La DCP est rare, mais sa prévalence est difficile à définir et varie de 1:10 000 à 1:20 000 9,10. Cependant, la prévalence réelle de la DCP est considérée comme plus élevée en raison des difficultés de diagnostic et de l’absence de suspicion clinique. Les symptômes de la DCP imitent les manifestations respiratoires courantes d’autres affections respiratoires aiguës ou chroniques, et les difficultés diagnostiques liées à la confirmation du diagnostic sont bien connues, ce qui entraîne un traitement et un suivi inadéquats 2,5,9,11.
La vidéomicroscopie ciliaire, utilisant la vidéomicroscopie numérique à grande vitesse (DHSV), est l’un des outils de diagnostic de la DCP 4,8,12,13. Le DHSV est considéré comme la méthode optimale pour effectuer une analyse fonctionnelle ciliaire (CFA), comprenant l’analyse de la fréquence des battements ciliaires (CBF) et du diagramme de battement (CBP) 2,14,15,16. Le DHSV utilise un épithélium respiratoire vivant, généralement obtenu par brossage nasal13.
Compte tenu de l’épidémie actuelle de COVID-19, la confirmation d’un diagnostic de DCP est désormais encore plus importante, car les preuves suggèrent que la maladie respiratoire sous-jacente peut entraîner de pires résultats après une infection à COVID-19 17,18. Un service de diagnostic sûr et efficace de la DCP pendant la pandémie actuelle permettra également aux patients atteints de DCP confirmés de bénéficier de mesures de protection supplémentaires, par rapport à la population générale19.
La transmission de la COVID-19 se produit principalement par la propagation de gouttelettes20. Le potentiel élevé de transmission chez les patients asymptomatiques (ou peu symptomatiques) est suggéré par la charge virale élevée dans l’échantillon nasal20. De plus, si les particules virales deviennent aérosolisées, elles restent dans l’air pendant au moins 3 heures21. Par conséquent, les travailleurs de la santé respiratoire sont exposés à un réservoir élevé de charge virale lorsqu’ils prodiguent des soins cliniques et prélèvent des échantillons pour les techniques de diagnostic22. De plus, la manipulation d’échantillons respiratoires vivants expose le technicien à la contamination par la COVID-19. Alors que les recommandations de pratiques exemplaires pour les médecins respiratoires et les chirurgiens ORL qui soignent des patients atteints de COVID-19 sont mises en œuvre23, il y a un manque de recommandations pour effectuer le DHSV pendant la pandémie de COVID-19.
Afin de continuer à fournir un service de diagnostic de la DCP, tout en assurant la sécurité du travailleur de la santé (effectuant le prélèvement d’échantillons) et du technicien (effectuant le traitement des échantillons), le protocole de vidéomicroscopie ciliaire a dû être adapté pendant la pandémie de COVID-19. La technique de la vidéomicroscopie ciliaire est actuellement limitée au service de recherche et aux centres de diagnostic spécialisés, car le CFA nécessite une formation et une expérience approfondies. En outre, il existe actuellement un manque de normalisation et de procédures opérationnelles précises pour le traitement et l’analyse des échantillons à l’aide du DHSV 4,13.
L’objectif de cet article est de décrire les procédures opérationnelles normalisées pour le DHSV, en particulier les mesures de contrôle des infections et la sécurité lors de l’échantillonnage et du traitement de l’épithélium nasal vivant. Cela permettra de poursuivre le diagnostic et les soins de haute qualité de la DCP, malgré l’épidémie actuelle de COVID-19.
Protocol
Representative Results
Discussion
Cet article vise à fournir une procédure opérationnelle standard pour la CFA utilisant des échantillons de brossage nasal, avec des ajustements effectués pour des considérations appropriées de contrôle des infections pendant la pandémie de COVID-19. Le diagnostic de la DCP est difficile et nécessite actuellement un panel de tests diagnostiques différents, selon les recommandations internationales, y compris la mesure nasale de l’oxyde nitrique, la CFA à l’aide du DHSV, l’analyse ultrastructurale ciliair…
Açıklamalar
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous tenons à remercier Jean-François Papon, Bruno Louis, Estelle Escudier et tous les membres de l’équipe du centre de diagnostic PCD de Paris-Est pour leur disponibilité et leur accueil chaleureux lors de la visite de leur centre de diagnostic PCD, et les nombreux échanges. Nous remercions également Robert Hirst et tous les membres de l’équipe du centre PCD de Leicester pour leur accueil, leur temps, leurs conseils et leur expertise.
Materials
| 15 mL conical tubes | FisherScientific | 352096 | 15 ml High-Clarity Polypropylene Conical Tube with lid |
| Amphotericin B | LONZA | 17-836E | Antifungal solution |
| Blakesley-weil nasal forceps | NOVO SURGICAL | E7739-12 | Used to hold the brush to perform the nasal brushing |
| Bronchial cytology brush | CONMED | 129 | Used for nasal brushing |
| Cotton swab | NUOVA APTACA | 2150/SG | Used for COVID-19 testing |
| Digitial high-speed videomicroscopy camera | IDTeu Innovation in motion | CrashCam Mini 1510 | |
| Glass slide | ThermoScientific | 12372098 | Microscope slides used to create the visualization chamber |
| Heated Box | IBIDI cells in focus | 10918 | Used to heat the sample |
| Inverted Light microscope | Zeiss | AXIO Vert.A1 | |
| Lens Heater | TOKAI HIT | TPiE-LH | Used to heat the oil immersion lens |
| Medium 199 (M199), HEPES | TermoFisher Scientific | 12340030 | Cell Culture Medium |
| Motion Studio X64 | IDT Motion | version 2.14.01 | Software |
| Oil | FischerScientific, Carl Zeiss | 11825153 | |
| Rectangular cover slip | VWR | 631-0145 | Used to cover the visualization chamber |
| Spacer (Ispacer) 0.25 mm | Sunjinlab | IS203 | Used for the creation of the hermetic closed visualization chamber |
| Square cover slip | VWR | 631-0122 | Used for the creation of lab-built open visualization chamber |
| Streptomycin/Penicillin | FisherScientific, Gibco | 11548876 | Antiobiotics solution |
Referanslar
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