Este artículo presenta dos protocolos optimizados para examinar las células inmunitarias residentes y derivadas periféricas dentro del sistema nervioso central, incluyendo el cerebro, la médula espinal y las meninges. Cada uno de estos protocolos ayuda a determinar la función y composición de las células que ocupan estos compartimentos en estado estacionario y en condiciones inflamatorias.
El sistema nervioso central (SNC) está compuesto por el cerebro y la médula espinal y está envuelto por las meninges, capas membranosas que sirven como barrera entre la periferia y el SNC. El SNC es un sitio inmunológicamente especializado y, en condiciones de estado estacionario, el privilegio inmunitario es más evidente en el parénquima del SNC. Por el contrario, las meninges albergan una amplia gama de células residentes, incluidas las células inmunitarias innatas y adaptativas. Durante las afecciones inflamatorias desencadenadas por una lesión del SNC, la autoinmunidad, la infección o incluso la neurodegeneración, las células inmunitarias de origen periférico pueden entrar en el parénquima y residir dentro de las meninges. Se cree que estas células realizan acciones beneficiosas y perjudiciales durante la patogénesis de la enfermedad del SNC. A pesar de este conocimiento, las meninges a menudo se pasan por alto cuando se analiza el compartimento del SNC, porque los métodos convencionales de extracción de tejido del SNC omiten las capas meníngeas. Este protocolo presenta dos métodos distintos para el aislamiento rápido de tejidos murinos del SNC (es decir, cerebro, médula espinal y meninges) que son adecuados para el análisis posterior mediante técnicas unicelulares, inmunohistoquímica y métodos de hibridación in situ. Los métodos descritos proporcionan un análisis exhaustivo de los tejidos del SNC, ideal para evaluar el fenotipo, la función y la localización de las células que ocupan el compartimento del SNC en condiciones homeostáticas y durante la patogénesis de la enfermedad.
El sistema nervioso central (SNC) es un sitio inmunológicamente especializado. El parénquima del SNC, excluyendo el espacio LCR, las meninges y la vasculatura, es considerado clásicamente como un sitio inmunoprivilegiado 1,2,3,4,5 y está relativamente desprovisto de células inmunitarias durante las condiciones homeostáticas 2,6,7. Por el contrario, las meninges, compuestas por las capas duramadre, aracnoidea y pia, son componentes cruciales del compartimento del SNC, participando activamente en la vigilancia inmunitaria homeostática y en los procesos inflamatorios durante la patogénesis de la enfermedad 3,6,7,8. Durante las condiciones de estado estacionario, las meninges albergan numerosas células centinela inmunitarias, incluidas las células linfoides innatas (ILC), los macrófagos, las células dendríticas (DC), los mastocitos, las células T y, en menor medida, las células B 9,10,11.
Las meninges son estructuras altamente vascularizadas y contienen vasos linfáticos que proporcionan una conexión linfática entre el SNC y su periferia 8,12,13,14. En las afecciones inflamatorias inducidas por lesiones del SNC, infecciones, autoinmunidad o incluso neurodegeneración, las células inmunitarias de origen periférico se infiltran en el parénquima y alteran el paisaje inmunitario dentro de las meninges. Después de la infiltración celular, las meninges pueden representar un nicho funcional para las células inmunitarias derivadas periféricamente, promoviendo la agregación de células inmunitarias, la activación local de las células inmunitarias y la supervivencia a largo plazo en el compartimento del SNC. La inflamación meníngea prominente se observa en múltiples enfermedades que afectan al SNC, incluyendo la esclerosis múltiple (EM)15,16,17,18,19, el accidente cerebrovascular 20,21, la lesión estéril 22,23 (es decir, la lesión de la médula espinal y la lesión cerebral traumática), las migrañas 24 y la infección microbiana 25,26,27,28,29. Por lo tanto, la caracterización de las células residentes y las células inmunitarias derivadas periféricamente en el compartimento meníngeo es esencial para comprender el papel de estas células durante las condiciones de estado estacionario y la patogénesis de la enfermedad.
La extracción del cerebro, la médula espinal y las meninges del cráneo y los cuerpos vertebrales es técnicamente difícil y requiere mucho tiempo. Actualmente no existen técnicas disponibles para la extracción rápida del cerebro con las tres capas meníngeas intactas. Si bien la laminectomía produce una excelente morfología del tejido de la médula espinal y preserva las capas meníngeas, requiere mucho tiempo y es extremadamente complicada30,31. Por el contrario, los métodos de extracción más convencionales, como la extirpación del cerebro del cráneo y la extrusión hidráulica de la médula espinal, facilitan la extracción rápida del tejido del SNC, pero con estas técnicas se pierden tanto las meninges aracnoideas como las durales30,31. La omisión de las capas duramadre y aracnoidea durante el aislamiento convencional de los tejidos del cerebro y la médula espinal da lugar a un análisis incompleto de las células dentro del compartimento del SNC. Por lo tanto, la identificación de nuevas técnicas enfocadas a la extracción rápida de tejidos del SNC con meninges intactas es crucial para el análisis óptimo del compartimento del SNC.
Este manuscrito presenta dos métodos para la extracción rápida del cerebro, la médula espinal y las meninges de ratones, lo que facilita el análisis posterior de las células residentes y las células inmunitarias derivadas periféricamente en el parénquima y las meninges del SNC. Estos protocolos optimizados se centran en 1) aislar suspensiones unicelulares para el análisis posterior y 2) preparar el tejido para el procesamiento histológico. La obtención de suspensiones unicelulares del cerebro, del tejido de la médula espinal y de las meninges durales y aracnoideas32 permite el análisis simultáneo de las células que residen en los compartimentos parenquimatoso y meníngeo. Las suspensiones unicelulares se pueden utilizar en diferentes aplicaciones, incluidos los ensayos de cultivo celular para realizar estimulación in vitro 33, inmunopunto ligado a enzimas (ELISpot)28,34,35, citometría de flujo36,33 y transcriptómica de una sola célula 37 o a granel. Además, el protocolo optimizado para la descalcificación de cerebros enteros y médula espinal con cráneos o columnas vertebrales intactos, respectivamente, permite la descalcificación suave del hueso circundante, dejando las meninges intactas y preservando la morfología del tejido. Este método permite la identificación selectiva de proteínas o ARN mediante técnicas de inmunohistoquímica (IHQ) o hibridación in situ (ISH) tanto en el espacio parenquimatoso como en el meníngeo. La caracterización del fenotipo, el estado de activación y la localización de las células residentes y las células inmunitarias derivadas periféricamente dentro del SNC puede proporcionar información esencial para comprender cómo los tipos de células individuales en el compartimento del SNC contribuyen a la homeostasis y la patogénesis de la enfermedad.
Los métodos para evaluar la composición celular en el compartimento del SNC durante la homeostasis y la enfermedad son esenciales para comprender los estados fisiológicos y patológicos del SNC. Sin embargo, a pesar de servir como una barrera importante en el SNC y albergar una amplia gama de células inmunitarias, las meninges a menudo se omiten del análisis porque muchos métodos convencionales de extracción de tejidos para el cerebro y la médula espinal no permiten la recolección de estas membranas. Esta omisi?…
The authors have nothing to disclose.
Los autores agradecen al personal del Centro de Medicina e Investigación Comparativa (CCMR) de Dartmouth por su atención experta a los ratones utilizados para estos estudios. El Fondo de Investigación Bornstein financió esta investigación.
Aluminum foil | any | N/A | |
Bovine Serum Albumin | ThermoFisher Scientific | 37002D | |
Centrifuge | Beckman Coulter | Allegra X-12R centrifuge | |
Collagenase I | Worthington | LS004196 | |
Conical tube, 15 mL | VWR | 525-1069 | |
Conical tube, 50 mL | VWR | 89039-658 | |
Cover glass | Hauser Scientific | 5000 | |
Cryomold | VWR | 18000-128 | |
Curved forceps | Fine Science Tools | 11003-14 | |
Disposable polystyrene tube, 14 mL | Fisher Scientific | 14-959-1B | |
Disposable Scalpel | Fisher Scientific | NC0595256 | |
DNAse I | Worthington | LS002139 | |
Dry ice | Airgas | N/A | |
Durmont #7Forceps | Fine Science Tools | 11271-30 | |
EDTA disodium salt dihydrate | Amresco | 0105-500g | |
Ethanol, 100% | any | N/A | |
Fetal Bovine Serum (FBS) | Hyclone | SH30910.03 | |
Filter top tube, 5 mL | VWR | 352235 | |
Fixable viability stain 780 | Becton Dickinson | 565388 | |
Flow cytometer | Beckman Coulter | Gallios | |
Glucose | Fisher Chemical | D16-500 | |
Goat anti-mouse IgG (488 conjugate) | Jackson immunoresearch | 115-546-146 | |
Goat anti-mouse IgG (594 conjugate) | Jackson immunoresearch | 115-586-146 | |
Goat anti-rabbit 488 | Jackson immunoresearch | 111-545-144 | |
Goat anti-rat 594 | Jackson immunoresearch | 112-585-167 | |
Goat anti-rat 650 | Jackson immunoresearch | 112-605-167 | |
Hank's Balnced Salt Solution (HBSS) | Corning | 21-020-CV | |
Hemacytometer | Andwin Scientific | 02-671-51B | |
Hemostat | Fine Science Tools | 13004-14 | |
HEPES (N-2-hydroxyethylpiperazine-N-2-ethane sulfonic acid) | ThermoFisher Scientific | 15630080 | |
KCl | Fisher chemical | BP366-500 | |
KH2PO4 (anhydrous) | Sigma Aldrich | P5655-100G | |
Liquid Nitrogen | Airgas | N/A | |
Mouse FC block (CD16/32) | Becton Dickinson | 553141 | |
Na2HP04 (anhydrous) | Fisher Chemical | S374-500 | |
NaCl | Fisher chemical | S671-500 | |
Needle, 25 gauge | Becton Dickinson | 305122 | |
Normal mouse serum | ThermoFisher Scientific | 31881 | |
Nylon mesh strainer | VWR | 352350 | |
OCT | Sakura | 4583 | |
Paraformaldehyde, 20% | Electron Microscopy Sciences | 15713-S | Diluted to 4% using 1 x PBS |
Pasteur pipette, 9 inch, unplugged | Fisher Scientific | 13-678-20C | |
PBS (1x) | Corning | 21-040-CV | |
PE Rat Anti-Mouse CD4 | Becton Dickinson | 553730 | |
PE-CF594 Rat Anti-Mouse CD19 | Becton Dickinson | 562329 | |
Percoll density gradient media | GE healthcare | 17-0891-01 | |
PerCP-Cy5.5 Rat Anti-Mouse CD45 | Becton Dickinson | 550994 | |
Petri dish, 100 mm | VWR | 353003 | |
pH meter | Fisher Scientific | 13-636-AB150 | |
Pipet-Aid | Drummond Scientific Corporation | 4-000-101 | |
Pipette 200 µl | Gilson | FA10005M | |
Pipette tips, 1 mL | USA Scientific | 1111-2831 | |
Pipette tips, 200 µl | USA Scientific | 1111-1816 | |
Pipette, 1 mL | Gilson | FA10006M | |
Prolong Diamond mountant with DAPI | ThermoFisher Scientific | P36962 | |
Purified Rat Anti-Mouse CD16/CD32 | Becton Dickinson | 553141 | |
Rabbit anti-mouse CD3 (SP7 clone) | Abcam | ab16669 | |
Rabbit anti-mouse laminin | Abcam | ab11575 | |
Rat anti-mouse ERT-R7 | Abcam | ab51824 | |
RPMI 1640 | Corning | 10-040-CV | |
Serological pipet, 1 mL | VWR | 357521 | |
Serological pipet, 10 mL | VWR | 357551 | |
Serological pipet, 5 mL | VWR | 357543 | |
Sodium hydroxide | Fisher Scientific | S318-100 | |
Sucrose | Fisher chemical | S5-500 | |
Surgical scissors | Fine Science Tools | 14001-16 | |
Surgical scissors, extra fine | Roboz | RS-5882 | |
Syringe, 10 mL | Becton Dickinson | 302995 | |
Syringe, 5 mL | Becton Dickinson | 309646 | |
Trypan blue | Gibco | 15250-061 | |
Vacuum filter system | Millipore | 20207749 | |
Vacuum flask | Thomas Scientific | 5340-2L | |
Vacuum in-line filter | Pall Corporation | 4402 | |
Vacuum line | Cole Palmer | EW-06414-20 | |
Water bath | ThermoFisher Scientific | Versa bath |