Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Francois Potus; Ashley  Y Martin; Brooke Snetsinger; Stephen  L. Archer

doi:10.3791/61088

JoVE Journal > Medicine

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Tıp

הערכה דו-חדרית של תפקוד הלב ולולאות נפח לחץ על ידי צנתור חזה סגור בעכברים

Published: June 15, 2020

doi:

10.3791/61088

Francois Potus¹, Ashley Y Martin¹, Brooke Snetsinger¹, Stephen L. Archer¹

¹Tıp Fakültesi,Queen’s University

Özet

מוצג כאן פרוטוקול להערכת תפקוד הלב הדו-חדרי בעכברים על ידי יצירת לולאות נפח לחץ (PV) מהחדר הימני והשמאלי באותו בעל חיים באמצעות צנתור חזה סגור. ההתמקדות היא בהיבט הטכני של ניתוח ורכישת נתונים.

Abstract

הערכת תפקוד הלב חיונית לביצוע מחקר פרה-קליני קרדיווסקולרי וריאתי-וסקולרי. לולאות נפח לחץ (PV loops) הנוצרות על ידי רישום לחץ ונפח במהלך צנתור הלב חיוניות בעת הערכת תפקוד הלב הסיסטולי והדיאסטולי. תפקוד הלב השמאלי והימני קשורים זה לזה, ובאים לידי ביטוי בתלות הדדית חדרית. לכן, רישום תפקוד דו חדרי באותה חיה חשוב לקבל הערכה מלאה של תפקוד הלב. בפרוטוקול זה מאומצת בעכברים גישה של צנתור לב בחזה סגור התואמת את אופן ביצוע הצנתור בחולים. אסטרטגיית החזה הסגור היא אמנם מאתגרת, אך היא גישה פיזיולוגית יותר, מכיוון שפתיחת החזה גורמת לשינויים משמעותיים בעומס המקדים ובעומס שיוצרים ממצאים, ובראשם ירידה בלחץ הדם המערכתי. בעוד אקוקרדיוגרפיה ברזולוציה גבוהה משמשת להערכת מכרסמים, צנתור לב הוא יקר ערך, במיוחד בעת הערכת לחצים דיאסטוליים בשני החדרים.

מתואר כאן הליך לביצוע לולאות פולשניות, סגורות בחזה, רציפות של נפח לחץ החדר השמאלי והימני (PV) באותה חיה. לולאות PV נרכשות באמצעות טכנולוגיית כניסה עם צנתר לחץ עכבר ורכישת מערכת נפח לחץ. ההליך מתואר, החל מדיסקציה של הצוואר, הנדרשת כדי לגשת לווריד הצוואר הימני ועורק התרדמה הימני, דרך החדרת ומיקום הצנתר, ולבסוף איסוף הנתונים. לאחר מכן, נדונים הקריטריונים הנדרשים כדי להבטיח רכישת לולאות PV באיכות גבוהה. לבסוף, ניתוח לולאות PV בחדר השמאלי והימני והפרמטרים ההמודינמיים השונים הזמינים לכימות תפקוד החדר הסיסטולי והדיאסטולי מתוארים בקצרה.

Introduction

על פי ארגון הבריאות העולמי (WHO), מחלות לב הן סיבת המוות המובילה בעולם בקרב גברים ונשים^כאחד ^1,2,3. מחקרים רבים מתמקדים באבחון ושיפור תפקוד לב לקוי⁴. עבור יישומים אלה, הערכה איכותית וניתנת לשחזור של תפקוד הלב היא קריטית. נתוני צנתר באיכות גבוהה וניתנים לשחזור נדרשים כדי להעריך תגובות אטיולוגיות וטיפוליות כאחד. לדוגמה, הערכת תפקוד הלב חיונית להערכת יעילותן של תרופות וטיפולים אחרים במודלים פרה-קליניים של אוטם שריר הלב⁵. בעוד מחקרים קרדיווסקולריים רבים מתמקדים בתפקוד החדר השמאלי, תפקוד החדר הימני הוא גם גורם מכריע ביכולת התפקודית ובפרוגנוזה בחולים עם מחלת כלי דם ריאתיים ^6,7. בחולים עם אי ספיקת לב מתקדמת, לחצי מילוי גבוהים באופן מתמשך בצד ימין ובצד שמאל מנבאים את הסיכון המשולב למוות, אשפוז קרדיווסקולרי והשתלת לב⁸. במחלה משולבת של אבי העורקים והמסתם המיטרלי, תפקוד שריר הלב לפני הניתוח (המתבטא בפרמטרים כגון אינדקס הלב ומקטע פליטת החדר השמאלי) הוא המנבא העיקרי להישרדות ארוכת טווח⁹. תפקוד החדר הימני הוא המנבא העיקרי הן לתחלואה והן לתמותה ביתר לחץ דם עורקי ריאתי^10,11. לפיכך, הערכה של תפקוד החדר הימני היא מרכיב הכרחי במחקר פרה-קליני מקיף באמצעות מודלים של יתר לחץ דם עורקי ריאתי^12,13,14.

תפקוד החדר השמאלי והימני נחקרים לעתים קרובות באופן עצמאי. עם זאת, מכיוון שהפונקציות של החדר השמאלי והימני קשורות זו לזו, אידיאלי לקבל הערכה דו-חדרית של תפקוד סיסטולי ודיאסטולי מבדיקה אחת¹⁵. לדוגמה, החדר הימני חולק סיבים אלכסוניים במחיצה הבין-חדרית עם החדר השמאלי, המהווה את אחד הקשרים המכניים בין פונקציית ההתכווצות של החדר השמאלי והימני^16,17. תופעה זו, המכונה אינטראקציה חדרית סיסטולית, מאפשרת להתכווצות החדר השמאלי להגביר את התכווצות החדר הימני. אינטראקציות חדריות במהלך דיאסטולה חשובות גם הן. במהלך הדיאסטולה, נפחו של חדר אחד משפיע על נפח החדר הנגדי, ובכך משנה את ההיענות הדיאסטולית ואת העומס המוקדם^18,19. במצבים פתולוגיים, ירידה בתפקוד של חדר אחד, או עומס נפח לקוי, יכולים לפגוע במישרין או בעקיפין בתפקוד של החדר השני²⁰. כתוצאה מאינטראקציה חדרית סיסטולית, ירידה גלובלית בתפקוד החדר השמאלי עלולה להפחית את ביצועי התכווצות החדר הימני¹⁵. בחולים עם אי ספיקת לב עקב תפקוד סיסטולי של החדר השמאלי ולחץ דיאסטולי סופי מוגבר, לחץ עורק הריאה מוגבר, ובעקיפין מגביר את עומס החדר הימני^21,22. לעומת זאת, לחץ מוגבר בחדר ימין ועומס נפח ביתר לחץ דם ריאתי חמור מפעיל דחיסה מכנית על הלב השמאלי. השטחה בצורת D זו של החדר השמאלי, הנגרמת על ידי תזוזה שמאלה במחיצה הבין-חדרית, מפחיתה את נפחי החדר השמאלי ופוגעת בתפקוד הסיסטולי והדיאסטולי ^{23,24,25,26,27}. לפיכך, הערכת החדר השמאלי והימני חיונית להערכת תפקוד הלב העולמי במודלים פרה-קליניים של מחלות אנושיות.

תפקוד הלב יכול להיות מוערך גם על ידי אקוקרדיוגרפיה לא פולשנית, הדמיית תהודה מגנטית (MRI), וצנתור פולשני^28,29,30. אקוקרדיוגרפיה היא שיטת ההדמיה הנפוצה ביותר במחקר לב וכלי דם מכיוון שהיא זולה יחסית ונגישה³¹. עם זאת, לאקוקרדיוגרפיה מספר מגבלות טכניות, כולל מדידה עקיפה של לחץ מילוי ויכולת מוגבלת לכמת תפקוד דיאסטולי. בנוסף, איכות הנתונים המתקבלים על ידי אקוקרדיוגרפיה תלויה מאוד במפעיל. MRI לב הוא תוספת חדשה יחסית לנשק הדמיה פרה-קליני שיש לו פוטנציאל גדול להערכה כמותית של תפקוד דו-חדרי. הכימות באמצעות MRI לב הוא מדויק, שכן הוא אינו מניח הנחות גיאומטריות של צורת החדר, בניגוד לאקוקרדיוגרפיה³². עם זאת, פלטפורמת הדמיית MRI היא יקרה, והיא זמינה לעתים רחוקות. יתר על כן, עיבוד נתוני MRI דורש תמיכה מיומנת של פיזיקאי או מדען מקביל, דבר שחסר במעבדות פרה-קליניות רבות³³. באופן דומה, השימוש בטומוגרפיה מיקרו-ממוחשבת (MicroCT) במחקרים פרה-קליניים מספק נתונים אנטומיים תלת-ממדיים (תלת-ממדיים) כמותיים ברזולוציה גבוהה הניתנים להשגה באופן לא פולשני, ומאפשרים מחקרי אורך³⁴. עם זאת, הדמיית MicroCT דורשת הזרקה של חומרי ניגוד, אשר לעתים קרובות יקרים. פלטפורמת ההדמיה MicroCT, כמו MRI, גם היא יקרה ודורשת גם טכנאי מיומן.

לעומת זאת, צנתור היא טכניקה פולשנית הכוללת החדרת קטטר לחדר ימין ו/או שמאל למדידת לחץ ו/או נפח. הכלים הנדרשים לביצוע צנתור לב אינם יקרים כמו אקוקרדיוגרפיה, CT או MRI. עם זאת, נדרשת מיומנות טכנית משמעותית בצנתור ובהרדמה של בעלי חיים קטנים. הצנתור מאפשר הערכה ישירה ומדויקת של תפקוד הלב²⁸. בפרוטוקול זה, צנתר PV אשפוז משמש להערכת תפקוד הלב. טכנולוגיה זו, המבוססת על תכונות ההולכה החשמלית המובהקות של הדם ושריר הלב, מאפשרת רישום בו זמנית של לחץ ונפח בתוך חלל הלב ויצירת לולאות PV בזמן אמת ^5,35. בקצרה, הצנתר מורכב הן מאלקטרודות עירור והן מאלקטרודות רישום. אלקטרודות העירור מייצרות שדה חשמלי בתוך החדר הימני או השמאלי. אלקטרודת ההקלטה הפנימית מודדת שינוי מתח, שהוא פרופורציונלי לשינוי בהתנגדות. הפקת נפח החדר מבוססת על חוק אוהם (מתח = זרם x התנגדות) שממנו מחושבת מוליכות (כלומר, הופכי ההתנגדות). בהגדרה זו, ערך המוליכות הנמדד הוא שילוב של מוליכות הדם ומוליכות השרירים. בשדה החשמלי, הדם הוא התנגדותי בלבד בעוד שריר יש גם תכונות קיבולי התנגדות. התכונה הקיבולית של השריר גורמת לעיכוב זמן באות הנמדד. מעקב אחר עיכוב זה, המכונה זווית “פאזה”, מדווח על חדירת רקמת הלב לשדה כאשר הלב מתכווץ. מדידה זו היא הגדולה ביותר בסיסטולה, והנמוכה ביותר בדיאסטולה. תכונה זו מאפשרת הפרדה של מרכיב השריר של המוליכות מזו של הדם ומאפשרת קירוב קרוב של נפחים סיסטוליים ודיאסטוליים מוחלטים. לולאות נפח לחץ מספקות מגוון פרמטרים המודינמיים שאינם ניתנים למדידה בקלות בשיטות אחרות, כגון צנתור מדרדר פשוט באמצעות צנתרים מלאים בנוזל למדידת לחצי לב. לולאות נפח לחץ מודדות לחצים חדריים אך גם מספקות נתונים על התכווצות, אלסטיות, כוח, אנרגטיקה ויעילות. בנוסף, לולאות PV מספקות מדידות כמותיות חזקות³⁶. לפיכך, הערכת תפקוד הלב על ידי לולאות PV הנוצרות על ידי צנתור התגלתה כתקן הזהב במחקר פרה-קליני³⁷. בנוסף, טכניקות פרה-קליניות רלוונטיות למחלות אנושיות בהן צנתור לב, אם כי עם צנתרים מלאים בנוזל, נפוץ. עם זאת, צנתור לב במכרסמים דורש הרדמה ללא דופי וטכניקה מצוינת כדי למנוע אובדן יתר של דם, hypoventilation, או שינויים בטמפרטורת הגוף.

בחולים אנושיים, צנתור הלב מבוצע בתצורת חזה סגור וגישה וסקולרית מושגת דרך הווריד הצווארי או הסובקלבי לחדר ימין ועורק רדיאלי או פמורלי לחדר שמאל. בשל גודלם הקטן של עכברים, גישת החזה הסגור היא לעתים קרובות מאתגרת. לכן, מחקרים שנערכו בעכברים בדרך כלל מאמצים גישה של חזה פתוח. טכניקה זו כוללת פתיחת בית החזה, ובכך חשיפת הלב, והקלה על החדרת הצנתר באמצעות ניקוב של קודקוד החדר השמאלי ו/או הימני³⁸. בעוד שגישה זו פחות מאתגרת מבחינה טכנית וניתנת לשחזור למדי, מגבלותיה העיקריות כוללות דימום וסיבוכים אחרים של החדרת קטטרים אפיקליים, וירידה ניכרת בלחץ תוך לבבי כתוצאה מפתיחת חלל בית החזה ללחץ אטמוספרי. פתיחת בית החזה במכרסם מאוורר גורמת לירידה של 5-10 מ”מ כספית בלחץ הסיסטולי של החדר השמאלי וירידה של 2-5 מ”מ כספית בלחץ החדר הימני³⁹. לכן, פותחה גישת חזה סגור שהיא פחות טראומטית ללב ומניבה מדידות פיזיולוגיות רלוונטיות יותר המתורגמות ביתר קלות להערכה קלינית של תפקוד הלב.

Protocol

כל הניסויים בוצעו בהתאם להנחיות הבטיחות הביולוגית והאתיקה של אוניברסיטת המלכה (ROMEO/TRAQ#6016826). ההליכים שבוצעו בוצעו בהתאם להנחיות המוסדיים. זהו הליך סופני. בשל הפולשנות של הצנתור הימני והשמאלי, יש להרדים את בעלי החיים מיד לאחר רכישת הנתונים. המתת חסד צריכה להתבצע על פי הנחיות המוסד למחקרים בבעלי חיים. 1. הכנה והתקנה ניסיונית הכניסו את הצנתר למזרק של 10 מ”ל עם מי מלח/הפרין, בטמפרטורת החדר 30 דקות לפני תחילת הניסוי (איור 1A). לאחר 30 דקות, כייל את הצנתר (למשל, מערכת הבסיס והרכישה) בהתאם להמלצות היצרן. מערכת הרכש מציגה ערכי כיול גבוהים ונמוכים המשמשים לכיול מערכת הרכש לפני תחילת ניסוי. הפק פלט של ערכים אלה וודא שהם תואמים.השתמש בלחצן “בקרת איזון לחץ”, “גס +/- “או “בסדר +/-” כדי להגדיר את ערך הלחץ הבסיסי על אפס. בצע כיול של שתי נקודות עבור אות גבוה ונמוך.במסוף הבקרה, לחץ על “הגדרת מערכת” ב “תפריט קטטר”. לחץ על “שלח אות כיול” ב”תפריט הגדרת מערכת” כדי לשלוח את האות הנמוך. ודא שהלחץ, הנפח, הפאזה והגודל הם 0 מ”מ כספית, 0 μL, 0° ו- 0 μs בהתאמה. לחץ על “Enter” כדי לשלוח את האות הגבוה. ודא שהלחץ, הנפח, הפאזה והגודל הם 100 מ”מ כספית, 150 μL, 20° ו- 5,000 μs בהתאמה. לחץ על “Enter” כדי לחזור אל “תפריט הגדרת המערכת”. לחץ על “6” כדי לחזור ל”תפריט קטטר”. לאחר מכן לחץ על “רכוש נתונים”. כופפו מחט של 30 גרם לכ-90° (איור 1B,C). מחט כפופה זו תשמש כדי לנקב את כלי הצוואר והתרדמה. 2. הרדמה ובקרת טמפרטורת הגוף הכניסו את העכבר (28 גרם, C57BL/6 בפרוטוקול זה) לתא הרדמה המכיל גז הרדמה (כלומר חמצן 100%, איזופלורן 3-4% לזירוז). כאשר בעל החיים מורדם, ואינו מגיב לצביטה בכפה או בזנב, הניחו את העכבר בשכיבה על כרית החימום שנקבעה בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס. חבר את העכבר למכונת ההנשמה דרך חרוט אף המספק תערובת של 100% חמצן ו -2% איזופלורן. כדי לחשב באופן אוטומטי את הגדרות האוורור המומלצות, הזן את משקל בעל החיים בתוכנה הקניינית של מכונת ההנשמה באמצעות מסך המגע. החישובים משתמשים בנוסחה הבאה:נפח גאות = 6.2 x מסת בעלי חיים1.01 (kg),קצב נשימה = 53.5 x מסת בעלי חיים-0.26 (ק”ג). הפעל את קו ההרדמה מתא ההרדמה אל חרוט האף. הכנס את בדיקת משוב הטמפרטורה לתוך פי הטבעת, ואת בדיקת כרית בין כרית לבין גב העכבר, הגדרת טמפרטורת הגוף הרצויה ל 37 ° C – 37.5 ° C. שלוט בטמפרטורה של החיה במסך הצג (איור 2A,B). הדביקו את הכפות הקדמיות וכפה דיסטלית אחת של העכבר לשמיכת החימום באמצעות סרט כירורגי, והשאירו כף אחורית אחת פנויה כדי לפקח על עומק ההרדמה. 3. גישה לאתר כירורגי בצע חתך צוואר הרחם הגחוני בצורת H בצורת H מהמנובריום לגובה עצם היואיד.יש לשקף את העור הרחק מהשרירים שמתחתיו. במידת הצורך, ניתן לכרות שרירים אלה לצורך הדמיה טובה יותר. הזיזו בעדינות את הבלוטה התת-לסתית הצידה. לנתח את הרקמה הרכה הצווארית ולחשוף את sternocleidomastoid ואת שריר sternohyoid עם מלקחיים באמצעות שיטת דיסקציה קהה. לפצל את הפאשיה באמצע, מעל הסטרנוהיואיד הזוגי. אפשר sternohyoid זוג לסגת לרוחב כדי לחשוף את קנה הנשימה. היזהרו שלא לפגוע בעורקי התרדמה ובעצבים התועה, הפועלים לצד קנה הנשימה. מעבירים מלקחיים מתחת לקנה הנשימה כדי להגביהו. לאחר מכן, העבירו תפר משי כירורגי 4.0 מתחת לקנה הנשימה וצרו קשר פוטנציאלי באמצע התפר, אשר מאוחר יותר יהודק כדי לאבטח את הצינור האנדוטרכאלי (איור 3A). באמצעות מספריים, לעשות חתך קטן בין טבעות הסחוס של קנה הנשימה מתחת לרמה של הגרון. הכניסו את הצינור האנדוטרכאלי (איור 3B). חבר את צינור קנה הנשימה למכונת ההנשמה והתחל אוורור עם 100% חמצן ו 2% איזופלורן. הדקו את הקשר סביב קנה הנשימה כדי לאבטח את הצינור האנדוטרכאלי והדביקו את צינור ההנשמה לשולחן הניתוחים. ודאו שקנה הנשימה אינו חסום או קורס (איור 3C). 4. בידוד צוואר ימין וקרוטיד ימין בידוד קרוטיד ימיןבאמצעות דיסקציה קהה, להזיז את שריר sternohyoid לרוחב כדי לחשוף ולבודד את עורק התרדמה הימני. בודדו את עורק התרדמה מהעצב התועה על ידי דיסקציה קהה באמצעות מלקחיים. לעבור שלושה תפרים כירורגיים (4.0) מתחת לעורק התרדמה, למעט העצב התועה. בידוד ורידים צווארי ימניהחלף את בלוטת submandibular ו parotid לרוחב כדי לדמיין את הווריד jugular ימין. נתחו וחשפו בבוטות את וריד הצוואר הימני באמצעות מלקחיים. נתחו בזהירות את הווריד והסירו את הפאשיה שמסביב. מעבירים מלקחיים מתחת לווריד הצוואר. מעבירים תפר כירורגי אחד מתחת לווריד הצוואר, ואז קושרים אותו בצד הגולגולתי של הווריד. יש להפעיל מתיחה עדינה על תפר זה לכיוון הראש באמצעות מהדק המוסטטי. מעבירים שני תפרים נוספים מתחת לווריד הצוואר. משוך בעדינות את התפר הדיסטלי ביותר בכיוון קאודלי באמצעות מהדק המוסטטי. צור קשר רופף ופוטנציאלי בתפר האמצעי. שים כמה טיפות של מלוחים מחוממים, פיזיולוגיים על כלי באתר של venotomy צפוי. 5. הליכים כירורגיים לצנתור חדר ימין וחדר שמאל צנתור חדר ימין (איור 4 A-D).באמצעות סטריאומיקרוסקופ, לזהות את הווריד jugular. יש למרוח בעדינות אחיזה מעולה על הווריד. בצע ארס על ידי החדרת מחט מעוקלת 30 G בין תפר הגולגולת לתפר האמצעי. הכנס את המחט בזווית של 140° ביחס לווריד כדי לוודא שהיא נכנסת בצורה קואקסיאלית. כאשר מוחדר, להרחיב את הארס על ידי הזזת המחט. הכנס את קצה הצנתר לוונוטומיה, מתחת למחט. לאחר מכן לקשור בעדינות את התפר האמצעי, לאבטח את הצנתר.הערה: יש להיזהר במיוחד שלא לקשור את התפר חזק מדי, מכיוון שעודף כוח עלול לפגוע בצנתר. שחררו את התפר הקאודלי, וקדמו את הצנתר לחדר הימני, תוך גילוי צורת הגל הקלאסית של לחץ החדר הימני על צג רציף. לייצב את לחץ החדר הימני. ודא את המיקום הנכון של הצנתר בחדר הימני כדי ליצור לולאת PV אופטימלית.לייצב את הגודל, המשקף את הדם והשריר, כדי ליצור לולאות לחץ-גודל (כלומר, לחץ ציר Y, גודל ציר X). במידת הצורך, סובב בעדינות את מוט הצנתר כדי להשיג מיקום אופטימלי של הצנתר לאורך ציר החדר הימני.הערה: ערך הפאזה המקסימלי, המשקף את השריר, צריך להיות מתחת ל-7°. כאשר אות הלולאה של גודל הלחץ הוא אופטימלי, לחץ על “Enter” במסוף במהלך הרכישה כדי לבצע סריקה בסיסית. ודא שהדופק המדווח על מסך הצג בפעימות לדקה (פעימות לדקה) הוא בטווח פיזיולוגי (כלומר, 400-600 פעימות לדקה). צור את לולאות ה- PV. שנה את “מגניטודה” ל”נפח” כפרמטר עבור ציר X ושמור על הלחץ כציר Y. כאשר אות לולאות PV הוא אופטימלי, הקלט עבור 30 שניות. עצור את ההקלטה. משכו את הצנתר לאחור ונגבו בעדינות עם גזה. הכניסו את הצנתר לתמיסת הפרין/נתרן כלורי וקשרו את התפר הקאודלי כדי לעצור דימום מהווריד הצווארי. צנתור חדר שמאל (איור 5 A-D).הרימו בעדינות את התרדמה הימנית, שבודדה בעבר (5A) על ידי החלקת מלקחיים מעוקלים מתחת לעורק. לקשור את התפר הקודם, ובכך לחסום את העורק. לאחר מכן, החל בעדינות מתיחה מכוונת גולגולת באמצעות מהדק המוסטטי. משוך את התפר הדיסטלי ביותר בכיוון קאודלי באמצעות מהדק המוסטטי. צור קשר פוטנציאלי רופף בתפר האמצעי. שים כמה טיפות של מלוחים פיזיולוגיים מחוממים על הכלי באתר של arteriotomy הצפוי. התמקדו בקטע הגולגולתי, בין התפר הקאודלי לתפר האמצעי, באמצעות המיקרוסקופ הסטריאוטקסי. יש להפעיל בעדינות אחיזה מעולה על העורק. בצע ארטריוטומיה, על ידי החדרת מחט מעוקלת 30 G בין תפר הגולגולת לתפר האמצעי. הכנס את המחט ב 140° ביחס לעורק כדי להבטיח שהיא נכנסת בצורה קואקסיאלית. הכנס את קצה הצנתר לתוך העורקים ולאחר מכן הדק את התפר האמצעי כדי לאבטח את הצנתר. במקביל, שחררו את התפר הדיסטלי וקדמו את הצנתר לתוך אבי העורקים כדי להתחיל להקליט. ודא שערוץ הלחץ מציג עקבות אבי העורקים טיפוסי. לקדם את נסיגת הצנתר דרך המסתם האאורטלי לחדר השמאלי. הכניסה לחדר השמאלי תיראה מהירידה הניכרת הפתאומית בלחץ הדיאסטולי מאבי העורקים. לייצב את לחץ החדר השמאלי. ודא את המיקום הנכון של הצנתר בחדר השמאלי כדי ליצור לולאת PV אופטימלית.לייצב את הגודל, המשקף את הדם והשריר, כדי ליצור לולאות לחץ-גודל (כלומר, לחץ ציר Y, גודל ציר X). במידת הצורך, סובב בעדינות את מוט הצנתר כדי להשיג מיקום אופטימלי של הצנתר לאורך ציר החדר השמאלי.הערה: ערך הפאזה המקסימלי, המשקף את השריר, צריך להיות מתחת ל-7°. עצור את ההקלטה. משכו את הצנתר לאחור והכניסו אותו לתמיסת הפרין/נתרן כלורי. ואז לקשור את התפר הקאודלי. נקו את הצנתר עם חומר ניקוי אנזימטי (למשל, אנדוזימה).הערה: לאחר הניתוח, יש להרדים את בעל החיים בהתאם להנחיות המוסד ללימודי בעלי חיים. 6. ניתוח נתונים בצע את ניתוח לולאת PV על פי המלצות שנקבעו.בחר את מעקב עוצמת הלחץ האופטימלי (רצוי הקלטה שלמה ויציבה של 30 שניות). בתוכנה, לחץ על “מתקדם”, לחץ על “לולאות” ולאחר מכן לחץ על “חישוב לא מקוון”. בחר עוצמת קול כערוץ עוצמת קול ולחץ כערוץ לחץ. לקבלת תוצאות עקביות יש צורך במינימום של 20 לולאות.

Representative Results

הצנתר הוכנס למזרק בנפח 10 מ”ל שהכיל תמיסה של מי מלח בהפריניזציה בטמפרטורת החדר 30 דקות לפני הצנתור (איור 1A). מחט במשקל 30 גרם כופפה ~90° (איור 1B, C), והוכנה קנולה של קנה הנשימה בקוטר 1.45 מ”מ (איור 1C). שמירה על טמפרטורת הגוף הפיזיולוגית היא קריטית. העכבר הודבק וחובר למכונת ההנשמה דרך חרוט באף. בדיקת המשוב הונחה בין הפד לגב העכבר. בדיקה רקטלית הוכנסה כדי לנטר את טמפרטורת הגוף של החיה (איור 2A). טמפרטורת הגוף (37.1 מעלות צלזיוס) וטמפרטורת הפד (40.7 מעלות צלזיוס) נוטרו (איור 2B). תצלומים של השלבים הקריטיים של הליך האינטובציה מוצגים באיור 3A-C. אינטובציה מוצלחת וללא הפרעה הביאה לקצב נשימה סדיר עם לחץ שיא יציב (איור 2B). תמונות של השלבים הקריטיים של צנתור לב ימין, מהבידוד של הווריד הצווארי (איור 4A-C) ועד החדרת הצנתר לווריד הצווארי מוצגות באיור 4D. איור 5 מראה את השלבים הקריטיים של צנתור לב שמאלי, כולל בידוד עורק התרדמה הימני (איור 5 A,B) והחדרת קטטר (איור 5 C,D) הצנתר הוחדר לווריד הצוואר והתקדם לחדר הימני. לאחר מכן התייצב לחץ החדר הימני, והמיקום הנכון אומת. כל האלקטרודות של הצנתר (אורך ציר באורך 6 מ”מ) היו צריכות להיות בתוך חדרי החדר הימני ולא במגע עם דפנות החדר. מיקום אופטימלי של הצנתר כפי שהוא מיוצג באופן סכמטי באיור 6A יצר לולאות PV אופטימליות (כלומר, משולשות, סדירות). מיקום לא נכון כפי שהוא מיוצג באופן סכמטי באיור 6B (כלומר, מגע עם דופן החדר) יגרום ללולאות PV פגומות (כלומר, לולאות שקרסו ולא סדירות). הצנתר הוחדר לתוך התרדמה, התקדם לתוך אבי העורקים, ואז התקדם בנסיגה דרך המסתם האאורטלי לחדר השמאלי. לחץ החדר השמאלי יוצב ואומת המיקום הימני. כל האלקטרודות של הצנתר (אורך ציר באורך 6 מ”מ) צריכות להיות בתוך חדרי החדר השמאלי ולא במגע עם דפנות החדר. מיקום אופטימלי של הצנתר כפי שהוא מיוצג באופן סכמטי באיור 6C יצר לולאות PV אופטימליות (כלומר, מלבניות, רגילות). מיקום לא נכון כפי שהוא מיוצג באופן סכמטי באיור 6D (כלומר, מגע עם דופן החדר) גרם ללולאות PV פגומות (כלומר, לולאות שקרסו, לא מלבניות ולא סדירות). המודינמיקה מייצגת שנוצרה על ידי לולאות PV שמאליות וימניות הראתה קצב לב של 410 פעימות לדקה, תפוקת לב של 9,107 מיקרוליטר/דקה ונפח שבץ של 24.5 מיקרוליטר. פרמטרים ספציפיים של החדר הימני הראו לחץ סיסטולי בחדר ימין של 21.9 מ”מ כספית, לחץ דיאסטולי בקצה החדר הימני 1.049 מ”מ כספית, מקטע פליטה של 56.1%, dp/dt מקסימום של 1,469 מ”מ כספית/שנייה, dp/dt max של -1,504 מ”מ כספית/שנייה, נפח דיאסטולי סופי של 38.4 μL, עבודת שבץ של 0.068 mJ, שטח נפח לחץ של 0.089 mJ, אלסטיסטנציה עורקית ריאתית (Ea) של 0.83 מ”מ כספית/μL, ופקטור טאו של 12.8 מילישניות. פרמטרים ספציפיים של החדר השמאלי הראו לחץ סיסטולי בחדר שמאל של 77.1 מ”מ כספית, לחץ דיאסטולי בקצה החדר השמאלי של 2.33 מ”מ כספית, מקטע פליטה של 59.1%, dp/dt מקסימום של 4,695 מ”מ כספית/שנייה, dp/dt מקסימום של -3,553 מ”מ כספית/שנייה, נפח דיאסטולי סופי של 36.9 מיקרוליטר, עבודת שבץ של 0.14 mJ, שטח נפח לחץ של 0.22 mJ, אלסטיות עורקים (Ea) של 5.37 מ”מ כספית/μL, ומקדם טאו של 15.1 מילישניות (טבלה 1). פרמטרים המודינמיים משאבי אנוש (BPM) 410.6 ± 23.3 CO (מיקרוליטר/דקה) 9107 ± 1016 SV (μL) 39.5 ± 2.3 הפונקציה RV RVSP (mmHg) 35.2 ± 2.15 RVEDP (mmHg) 1.042 ± 0.12 EF (%) 50.3 ± 4.4 dP/dt מקסימום (mmHg/s) 1469 ± 170 dP/dt מקסימום (- mmHg/s) 1504 ± 215 EDV (μL) 61.8 ± 3.7 SW (mJoules) 0.068 ± 0.008 PVA (mJoules) 0.084 ± 0.009 Ea (mmHg/μL) 0.83 ± 0.09 גורם טאו (ms) 20.6 ± 0.8 הפונקציה LV LVSP (mmHg) 75.9 ± 2.4 LVEDP (mmHg) 2.33 ± 0.17 EF (%) 95.1 ± 3.6 dP/dt מקסימום (mmHg/s) 4695 ± 355 dP/dt מקסימום (- mmHg/s) 3553 ± 373 EDV (μL) 59.4 ± 4.8 SW (mJoules) 0.14 ± 0.013 PVA (mJoules) 0.22 ± 0.03 Ea (mmHg/μL) 5.37 ± 0.9 גורם טאו (ms) 15.07 ± 1.7 CO, תפוקת לב; Ea, אלסטיות עורקיות; EDV, נפח דיאסטולי קצה; HR, קצב הלב; LVEDP, נפח דיאסטולי בקצה החדר השמאלי; LVSP, לחץ סיסטולי בחדר שמאל; PVA, אזור נפח לחץ; RVEDP, לחץ דיאסטולי בקצה החדר הימני; RVSP, לחץ סיסטולי בחדר ימין; SV, נפח קו; SW, שבץ עבודה; טאו פקטור, טאו מירסקי. N= 6 עכברים. הערכים מבוטאים ± SEM טבלה 1: טבלת פרמטרים המודינמיים. פרמטר המודינמי של החדר השמאלי והימני נמדד בשישה עכברים. איור 1: הכנה והתקנה של ניסויים. (A) קטטר במזרק 10 מ”ל של מי מלח/הפרין, (B), (C) מחט 30 גרם כפופה לכ-90°, (D) קנולה קנה הנשימה, בקוטר 1.45 מ”מ. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 2: הרדמה, בקרת טמפרטורת הגוף . (A) עכבר עם שלוש כפות מודבקות, מחובר למכונת הנשמה דרך חרוט באף, עם משוב ובדיקות רקטליות מוכנסות. שימו לב שכרית החימום נמצאת מתחת לשמיכה הכירורגית. (B) בקרת מד טמפרטורה המציגה את טמפרטורת הגוף (פי הטבעת) והפד (משוב) ואת פרמטרי האוורור: קצב נשימה (מוגדר RR), נפח גאות ממוצע (Meas TV), לחץ שיא (PeakPress) ואוורור זעיר (MinVol). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 3: הליך אינטובציה. (A) העור נמשך משם ונחתך. הבלוטה התת-לסתית הוזזה בעדינות הצידה. הסטרנוקלידומסטואיד ושריר הסטרנוהיואיד הופרדו זה מזה ואז הועברו מלקחיים מתחת לקנה הנשימה, באמצעות דיסקציה עדינה וקהה. (B) משי כירורגי (4.0) הועבר מתחת לקנה הנשימה וחתך קטן נעשה קדמית בין שתי טבעות סחוס של קנה הנשימה. קנה הנשימה הוכנס ונקשר. (ג) צינור קנה הנשימה חובר למכונת ההנשמה, והתפר נקשר סביב הצינור. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 4: צנתור חדר ימין. (A), (B), (C) וריד הצוואר הימני בודד, ואז תפר כירורגי אחד הועבר מתחתיו ונקשר בצד הגולגולתי של הווריד. מתיחה עדינה הוחלה על תפר זה לכיוון הראש באמצעות מהדק המוסטטי. שני תפרים נוספים הועברו באופן דיסטלי, מתחת לווריד הצוואר. התפר הדיסטלי ביותר נמשך בעדינות לכיוון קאודלי באמצעות מהדק המוסטטי. קשר רופף ופוטנציאלי נעשה בתפר האמצעי. (D) הצנתר הוחדר לווריד הצוואר, התפר האמצעי היה קשור לצנתר. התמונות ב-(C) וב-(D) מוגדלות באמצעות סטריאומיקרוסקופ. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 5: צנתור חדר שמאל. (A), (B) בודד התרדמה הימנית, ואז תפר כירורגי אחד הועבר מתחת לווריד הצוואר ונקשר בצד הגולגולתי של הווריד. מתיחה עדינה הוחלה על תפר זה לכיוון הראש באמצעות מהדק המוסטטי. שני תפרים נוספים הועברו מתחת לעורק התרדמה. התפר הדיסטלי ביותר נמשך בעדינות לכיוון קאודלי באמצעות מהדק המוסטטי. נוצר קשר רופף ופוטנציאלי בתפר האמצעי. (C) קצה הצנתר הוחדר לעורק התרדמה, ולאחר מכן התפר האמצעי נקשר לצנתר כדי לאבטח אותו. (D) הצנתר התקדם בעדינות במורד התרדמה לכיוון אבי העורקים. התמונות ב-(B), (C), (D) מוגדלות באמצעות סטריאומיקרוסקופ. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה. איור 6: ייצוג סכמטי של מיקום הצנתר ולולאות PV הנובעות מכך. (A) מיקום אופטימלי של הצנתר בחדר הימני. קצה הצנתר נמצא באמצע החדר, מבודד מדפנות החדר. לולאות PV מייצגות הנובעות ממיקום קטטר אופטימלי בחדר הימני (כלומר, יציב, משולש). (B) מיקום לא תקין של הצנתר בחדר הימני. קצה הצנתר נמצא במגע עם דפנות החדרים. לולאת PV מייצגת רעש הנובע ממיקום צנתר תת-אופטימלי בחדר הימני (כלומר, התמוטט, לא סדיר). (C) מיקום אופטימלי של הצנתר בחדר השמאלי. קצה הצנתר נמצא באמצע החדר, מבודד מדפנות החדר. לולאות PV מייצגות הנובעות ממיקום אופטימלי של הצנתר בחדר השמאלי (כלומר, יציב, מלבני). (D) מיקום לא תקין של הצנתר בחדר השמאלי. קצה הצנתר נמצא במגע עם דפנות החדרים. לולאות PV מייצגות הנובעות ממיקום צנתר תת-אופטימלי בחדר שמאל (כלומר, קרס, לא סדיר). מסנן רעש FIR של 50 הרץ הוחל כדי ליצור את לולאות ה- PV. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Discussion

הערכת תפקוד הלב היא שלב קריטי במחקר פרה-קליני של הלב וכלי הדם הריאתיים. בעבודה זו הצענו פרוטוקול להערכה דו-חדרית סגורה בחזה של תפקוד הלב בעכברים. באמצעות גישה זו, ניתן ליצור את לולאות PV של החדר הימני והחדר השמאלי באותו עכבר. גישה זו מספקת הערכה חזקה ומלאה של תפקוד הלב, ומאפשרת מדידה של תפקוד סיסטולי ודיאסטולי, כמו גם נפח שבץ ותפוקת לב. בניגוד לגישת החזה הפתוח המשמשת באופן קלאסי לצנתור מכרסמים, טכניקת חזה סגור זו מביאה לפיזיולוגיה יציבה יותר ולנתונים רלוונטיים יותר מבחינה פיזיולוגית. בעוד שמבחינה טכנית מאתגר יותר ותלוי בכישורי המפעיל כדי למקם בהצלחה את הצנתר בחדר ימין ושמאל, גישת החזה הסגור מגבילה את הטראומה והדימום הקשורים לניתוח חזה פתוח ומפחיתה את שינויי הלחץ הדרסטיים הקשורים לחשיפת הריאות ללחץ אטמוספרי. גישת החזה הסגור גם מדמה טוב יותר את הליך צנתור הלב המבוצע בחולים, מה שמשפר את הרלוונטיות של שימוש בטכניקה זו במחקר פרה-קליני.

ההליך הכירורגי הוא השלב הקריטי של הפרוטוקול. גם כאשר משתמשים במיקרוסקופ כירורגי להחדרת קטטר לווריד הצוואר או לעורק התרדמה, דבר מומלץ, הליך זה דורש תרגול ומיומנות טכנית. דיסקציה זהירה של כלי הדם ללא הפאשיה שמסביב באמצעות דיסקציה עדינה וקהה תגביר את הצלחת הקנולציה תוך מזעור הסיכון לדימום. כדי למזער את איבוד הדם, חיוני לנטרל את התרדמה בשלבים עוקבים: 1) להכניס את קצה הצנתר בעורק התרדמה; 2) לקשור בעדינות את התפר סביב החלק של העורק המכיל את הצנתר; 3) לשחרר את התפר הבטוח, המאפשר תנועת קטטר תוך שמירה על מתיחה עדינה כלפי מעלה כדי למזער דימום; ו-4) מקדמים את הצנתר לאבי העורקים. מיקום הצנתר בחדר, כפי שנקבע על ידי ניטור צורת גל בזמן אמת, הוא החלק המאתגר ביותר בפרוטוקול זה. כל האלקטרודות של הצנתר צריכות להיות בתוך חלל החדר ואף אחת לא צריכה לגעת בקיר. כל מיקום לא נכון של הצנתר יגרום ללולאות PV לא סדירות וישפיע לרעה או ימנע איסוף נתונים. זיהוי צורת הגל האופיינית של נפח הלחץ הנובעת מהימצאות כל האלקטרודות בתוך החדר מאפשר להיות בטוחים במיקום צנתר מתאים. חיוני להשיג צורת גל יציבה של לחץ חדרי ולולאות יציבות של גודל לחץ לפני המעבר למצב PV ורכישת נפח. ידע נכון בפיזיולוגיה ואנטומיה של הלב חיוני להצלחת הליך זה. קריאה מקוונת של עקבות PV, מהאטריום, אזור המסתם הטריקוספיד והחדר הימני, תראה את התקדמות הצנתר ותסייע בהשגת מיקום נכון. חיוני לדעת את קצב הלב הרגיל (400-600 פעימות לדקה), ואת צורות הגל והלחצים הצפויים (למשל, לחץ סיסטולי בחדר ימין, 18-25 מ”מ כספית, לחץ דיאסטולי <5 מ"מ כספית; לחץ סיסטולי בחדר שמאל 60-120 מ"מ כספית⁴⁰, לחץ דיאסטולי <8 מ"מ כספית) בעכברים כדי לאפשר למפעיל להעריך את אמיתות הנתונים שנצפו.

איכות ויכולת השחזור של הנתונים יהיו תלויים במהירות ההליך ואיבוד דם או דימום. ההליך מהרדמה ועד השלמת איסוף הנתונים אורך בממוצע ~30-40 דקות לעכבר. צנתור לב ימין מהחדרת הצנתר לקליטת הנתונים אורך 5-10 דקות, צנתור לב שמאל מהחדרת הצנתר לקליטת הנתונים אורך עוד 10-15 דקות. נתוני איכות הפרסום מתקבלים ב~75% מהמקרים. רצף השלבים בצנתור הלב צריך להישמר קבוע בין בעלי החיים. בהליך זה, העכברים עוברים אינטובציה תחילה, לאחר מכן צנתור החדר הימני, ולבסוף צנתור החדר השמאלי. ההחלטה להמשיך בסדר זה מתבססת על הקושי הגדול יותר והסיכון לדימום של צנתור לב שמאל לעומת צנתור לב ימין. ניתן לצפות בחפץ הקלטת רעש לא ספציפי של 50 הרץ. ניתן להפחית רעש זה באמצעות מסנן FIR עם חיתוך גבוה של 50 הרץ וחיתוך נמוך של 0 בתוכנה. עבור ערוץ עוצמת הקול, צור ערוץ/מסנן/מסנן FIR חדש. ניתן להחיל מסנן חריץ של 50 הרץ גם במהלך רכישת נתונים כדי למנוע רעשי חשמל ולהסיר הפרעות בתדרי רדיו.

ככל שהצנתור נעשה מהר יותר, כך איכות הנתונים טובה יותר. על סמך ניסיון קודם, מומלץ לרכוש את הנתונים תוך 15 דקות. הארכת זמן הצנתור מגבירה את הלחץ הפיזיולוגי על בעל החיים ומעלה את הסיכון להפרעות קצב עקב הימצאות הצנתר בחלל. כוחות אלה יכולים להפחית את נפח השבץ ולפגוע ביכולת השחזור והפרשנות של צורות הגל. בנוסף, קצה הצנתר חד ויכול לפגוע או לנקב את החדר. זה חשוב במיוחד עבור החדר הימני, שהוא ~ 1/3^rd עובי החדר השמאלי.

טרכאוסטומיה פולשנית ואוורור מכני בלחץ חיובי גורמים לנשימה יציבה ומבוקרת של העכברים ומפחיתים את השונות של רכישת לולאות PV. עם זאת, לחץ פקיעת קצה חיובי (PEEP) הוא ניגוד בולט לאוורור רגיל, שהוא תופעת לחץ שלילי. יחד, אוורור בלחץ חיובי ו-PEEP מפחיתים את תפוקת הלב ומפחיתים את לחץ הלב הימני. לכן, בעוד שנדרש לרכישת נתונים יציבים, אוורור מכני כמו גם השפעות לב-דיכאון של ההרדמה ישפיעו על לולאות ה-PV ויש להתייחס אליהן כמגבלה. עצירה זמנית של אוורור מכני במהלך הקלטה קצרה של לולאות PV משמשת לחיסול מקור פוטנציאלי זה של חפצים. שים לב כי יעילות אוורור יכול להיות מאושר על ידי ניטור capnography של פחמן דו חמצני.

הכישורים הטכניים הנדרשים לגישת החזה הסגור עשויים להיות מגבלה של טכניקה זו. כמו כן, מאתגר להשיג מיקום תקין ויציב של הצנתר בחדר. סיכויי ההצלחה גדלים עם ניסיון המפעיל ועם גודל ומשקל העכברים. צנתור של עכברים מתחת ל-20 גרם הוא מאתגר ביותר. הגיאומטריה התאית הייחודית של החדר הימני עשויה להשפיע על מדידת הנפח ויש לקחת אותה בחשבון. חומר ההרדמה בו נעשה שימוש, קצב הלב, הטמפרטורות וזן בעלי החיים עלולים להשפיע על הפרמטרים ההמודינמיים ויש לדווח עליהם בזהירות ולנטר אותם.

לסיכום, בפרוטוקול זה צנתור חדר ימין ושמאל מבוצעים באותו עכבר. בהתאם למטרות הספציפיות של המדען, צנתור חדר שמאל או ימין יכול להתבצע באופן עצמאי, תוך שימוש בחלק הרלוונטי של ההליך הדו-חדרי. עם זאת, הגישה המוצגת היא אופטימלית להערכה מלאה של תפקוד הלב.

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

המחברים רוצים להודות על העזרה ושיתוף הפעולה של מתקן בעלי החיים של אוניברסיטת המלכה באופן אישי. המחברים רוצים להודות על עזרתו של אוסטין ריד, מועמד TMED MSc.

מחקר זה נתמך בחלקו על ידי מענקי המכונים הלאומיים לבריאות בארה”ב (NIH) NIH 1R01HL113003-01A1 (S.L.A.), NIH 2R01HL071115-06A1 (S.L.A), קרן קנדה לחדשנות ויחידת הלב פולמונרית של המלכה (QCPU) 229252 ו- 33012 (S.L.A.), קתדרת מחקר Tier 1 קנדה בדינמיקה מיטוכונדריאלית ורפואה תרגומית 950-229252 (S.L.A.), מענק קרן המכונים הקנדיים לחקר הבריאות (CIHR) CIHR FDN 143261, קרן ויליאם ג’יי הנדרסון (S.L.A.), פרס Canadian Vascular Network Scholar Award (F.P.), ומלגת משפחת פארואיאן מאיגוד יתר לחץ הדם הריאתי של קנדה (F.P.)

Materials

ADVantage Pressure-Volume System (ADV500)	Transonic	FY097B
Endozime AW triple plus	Ruhof	34521
Fiber optic dual Gooseneck	Volpi Intralux	# 6000-1
Forceps	F.S.T	11052-10
Forceps	F.S.T	11251-20
Gauze sponges	Dermacea	441400
Hemostatic clamp	F.S.T	13003-10
Hemostatic clamp	F.S.T	13018-14
Heparin sodium	Sandoz	023-3086	100 U/L
High-fidelity admittance catheter	Scisence; Transonic	FTH-1212B-3518
Isofluorane	Baxter	CA2L9108
labScribe v4 software	iworx	LS-30PVL
Needle (30 gauge)	BD	305106
sodium chloride injection	Baxter	JB1309M	0.9%(wt/vol)
Stereo microscope	Cole-Parmer	OF-48920-10
Surgical suture	SERAFLEX	ID158000	black braided silk, 4.0
Surgical tape	3M, Transpore	SN770
Tabletop Single Animal Anesthesia Systems	Harvard apparatus	72-6468
Tracheotomy canula 1.45 mm diameter	Harvard apparatus	72-1410
Ventilator, far infrared warming pad for mice and rats PhysioSuite	Kent scientific corporation	# PS-02

Referanslar

Nowbar, A. N., Howard, J. P., Finegold, J. A., Asaria, P., Francis, D. P. 2014 Global geographic analysis of mortality from ischaemic heart disease by country, age and income: Statistics from World Health Organisation and United Nations. International Journal of Cardiology. 174 (2), 293-298 (2014).
Nowbar, A. N., Gitto, M., Howard, J. P., Francis, D. P., Al-Lamee, R. Mortality From Ischemic Heart Disease. Circulation. Cardiovascular quality and outcomes. 12 (6), 005375 (2019).
Finegold, J. A., Asaria, P., Francis, D. P. Mortality from ischaemic heart disease by country, region, and age: Statistics from World Health Organisation and United Nations. International Journal of Cardiology. 168 (2), 934-945 (2013).
McClellan, M., Brown, N., Califf, R. M., Warner, J. J. Call to Action: Urgent Challenges in Cardiovascular Disease: A Presidential Advisory From the American Heart Association. Circulation. 139 (9), 44-54 (2019).
Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology – stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
Price, L. C., Wort, S. J., Finney, S. J., Marino, P. S., Brett, S. J. Pulmonary vascular and right ventricular dysfunction in adult critical care: current and emerging options for management: a systematic literature review. Critical Care. 14 (5), 169 (2010).
Ryan, J. J., et al. Right Ventricular Adaptation and Failure in Pulmonary Arterial Hypertension. The Canadian Journal of Cardiology. 31 (4), 391-406 (2015).
Cooper, L. B., et al. Hemodynamic Predictors of Heart Failure Morbidity and Mortality: Fluid or Flow. Journal of cardiac failure. 22 (3), 182-189 (2016).
Turina, J., Stark, T., Seifert, B., Turina, M. Predictors of the long-term outcome after combined aortic and mitral valve surgery. Circulation. 100 (19), 48-53 (1999).
Vonk Noordegraaf, A., Galiè, N. The role of the right ventricle in pulmonary arterial hypertension. European Respiratory Review : An Official Journal of the European Respiratory Society. 20 (122), 243-253 (2011).
Vonk-Noordegraaf, A., et al. Right heart adaptation to pulmonary arterial hypertension: physiology and pathobiology. Journal of the American College of Cardiology. 62 (25), 22-33 (2013).
Potus, F., et al. Downregulation of miR-126 Contributes to the Failing Right Ventricle in Pulmonary Arterial Hypertension. Circulation. 132 (10), 932-943 (2015).
Potus, F., Hindmarch, C., Dunham-Snary, K., Stafford, J., Archer, S. Transcriptomic Signature of Right Ventricular Failure in Experimental Pulmonary Arterial Hypertension: Deep Sequencing Demonstrates Mitochondrial, Fibrotic, Inflammatory and Angiogenic Abnormalities. International Journal of Molecular Sciences. 19 (9), 2730 (2018).
Xiong, P. Y., et al. Biventricular Increases in Mitochondrial Fission Mediator (MiD51) and Proglycolytic Pyruvate Kinase (PKM2) Isoform in Experimental Group 2 Pulmonary Hypertension-Novel Mitochondrial Abnormalities. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 5, 195 (2019).
Schwarz, K., Singh, S., Dawson, D., Frenneaux, M. P. Right Ventricular Function in Left Ventricular Disease: Pathophysiology and Implications. Heart, Lung and Circulation. 22 (7), 507-511 (2013).
Buckberg, G., Hoffman, J. I. E. Right ventricular architecture responsible for mechanical performance: Unifying role of ventricular septum. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 148 (6), 3166-3171 (2014).
Buckberg, G. D. The ventricular septum: the lion of right ventricular function, and its impact on right ventricular restoration. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 29, 272-278 (2006).
Farrar, D. J., Chow, E., Brown, C. D. Isolated Systolic and Diastolic Ventricular Interactions in Pacing-Induced Dilated Cardiomyopathy and Effects of Volume Loading and Pericardium. Circulation. 92 (5), 1284-1290 (1995).
Dickstein, M. L., Todaka, K., Burkhoff, D. Left-to-right systolic and diastolic ventricular interactions are dependent on right ventricular volume. The American Journal of Physiology. 272 (6), 2869-2874 (1997).
Slater, J. P., et al. Systolic ventricular interaction in normal and diseased explanted human hearts. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 113 (6), 1091-1099 (1997).
Rosenkranz, S., et al. Pulmonary hypertension due to left heart disease: Updated Recommendations of the Cologne Consensus Conference 2011. International Journal of Cardiology. 154, 34-44 (2011).
Ranchoux, B., et al. Metabolic Syndrome Exacerbates Pulmonary Hypertension due to Left Heart Disease. Circulation Research. 125 (4), 449-466 (2019).
Habib, G., Torbicki, A. The role of echocardiography in the diagnosis and management of patients with pulmonary hypertension. European Respiratory Review : An official Journal of the European Respiratory Society. 19 (118), 288-299 (2010).
Brierre, G., et al. New echocardiographic prognostic factors for mortality in pulmonary arterial hypertension. European Journal of Echocardiography. 11 (6), 516-522 (2010).
Badano, L. P., et al. Right ventricle in pulmonary arterial hypertension: haemodynamics, structural changes, imaging, and proposal of a study protocol aimed to assess remodelling and treatment effects. European Journal of Echocardiography: the Journal of the Working Group on Echocardiography of the European Society of Cardiology. 11 (1), 27-37 (2010).
Ibrahim, E. -. S. H., Bajwa, A. A. Severe Pulmonary Arterial Hypertension: Comprehensive Evaluation by Magnetic Resonance Imaging. Case Reports in Radiology. 2015, 946920 (2015).
Pinsky, M. R. The right ventricle: interaction with the pulmonary circulation. Critical Care. 20 (1), 266 (2016).
Kosova, E., Ricciardi, M. Cardiac Catheterization. JAMA. 317 (22), 2344 (2017).
Lindqvist, P., Calcutteea, A., Henein, M. Echocardiography in the assessment of right heart function. European Journal of Echocardiography. 9 (2), 225-234 (2007).
Fogel, M. A. Assessment of Cardiac Function by Magnetic Resonance Imaging. Pediatric Cardiology. 21 (1), 59-69 (2000).
Janardhanan, R., Kramer, C. M. Imaging in hypertensive heart disease. Expert Review of Cardiovascular Therapy. 9 (2), 199-209 (2011).
Attili, A. K., Schuster, A., Nagel, E., Reiber, J. H. C., vander Geest, R. J. Quantification in cardiac MRI: advances in image acquisition and processing. The International Journal of Cardiovascular Imaging. 26 (1), 27-40 (2010).
Urboniene, D., Haber, I., Fang, Y. -. H., Thenappan, T., Archer, S. L. Validation of high-resolution echocardiography and magnetic resonance imaging vs. high-fidelity catheterization in experimental pulmonary hypertension. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 299 (3), 401-412 (2010).
Ashton, J. R., et al. Anatomical and functional imaging of myocardial infarction in mice using micro-CT and eXIA 160 contrast agent. Contrast Media & Molecular Imaging. 9 (2), 161 (2014).
Larson, E. R., Feldman, M. D., Valvano, J. W., Pearce, J. A. Analysis of the Spatial Sensitivity of Conductance/Admittance Catheter Ventricular Volume Estimation. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 60 (8), 2316-2324 (2013).
Sasayama, S., et al. Assessment of cardiac function by left heart catheterization: an analysis of left ventricular pressure-volume (length) loops. Journal of Cardiography. Supplement. (1), 25-34 (1984).
Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., de Castro Brás, L. E., Scherrer-Crosbie, M. Guidelines for measuring cardiac physiology in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 733-752 (2018).
Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments JoVE. (111), e53810 (2016).
Provencher, S., et al. Standards and Methodological Rigor in Pulmonary Arterial Hypertension Preclinical and Translational Research. Circulation Research. 122 (7), 1021-1032 (2018).
Lips, D. J., et al. Left Ventricular Pressure-Volume Measurements in Mice: Comparison of Closed-Chest Versus Open-Chest Approach. Basic Res Cardiol. 99 (5), 351-359 (2004).

Etiketler

Biventricular Assessment Cardiac Function Pressure-volume Loops Closed-chest Catheterization Mice Right Carotid Artery Right Jugular Vein Right Ventricle Catheterization Left Ventricle Systolic Function Diastolic Function Pressure Waveform Cardiac Characterization

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Bu Makaleden Alıntı Yapın

Potus, F., Martin, A. Y., Snetsinger, B., Archer, S. L. Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice. J. Vis. Exp. (160), e61088, doi:10.3791/61088 (2020).