Continue bloedafname in kleine dierlijke positron emissie tomografie/computertomografie maakt de meting van de arteriële ingangsfunctie mogelijk

Alle dier hantering en experimenten werden goedgekeurd door de staats Dierenonderzoekscommissie van Mecklenburg-Vorpommern (LALLF M-V/7221.3-1.1-004/18, goedkeuring: 03.04.2018). De experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen voor het aankomen. Opmerking: dieren werden onder normale omstandigheden gehouden (22 ± 2 °C, 12 uur dag-en-nacht cyclus) met water en voedsel ad libitum. Alle benodigde apparatuur voor de bereiding van het shunt systeem, de bedieningsprocedure en de werkelijke metingen worden vermeld in de Inhoudsopgave. 1. voorbereiding en chirurgische procedure voor katheterisatie van het dier Snel het dier voor ten minste 12 uur met vrije toegang tot water. Voor anesthesie, plaats de rat in een inductie kamer en vul het continu met zuurstof/isoflurane mix. Voor initiatie gebruik 2.5-3.5% Isofluraan en voor onderhoud 1.5-3.0% (debiet van 1,2-1.5 L/min).Let op: vasten is noodzakelijk voor studies met de Tracer [18F] FDG maar niet voor andere tracers. Het meten van glucose bloedspiegels met behulp van handmatige bloed trekkingen beschreven in rubriek 4 wordt aanbevolen om stabiele waarden te garanderen of om te corrigeren voor in kinetische modellering. Plaats de verdoofd rat in rugligging op een verwarmingsmatje, onder de chirurgische Microscoop en voeg vet zalf toe op zijn ogen. Bewaak en onderhoud de lichaamstemperatuur van de rat continu tijdens het experiment (37 ± 0,5 °C) met een rectale sonde. Plak de benen van de rat op het werkoppervlak om de benen in positie te houden. Desinfecteer de operatieplaats met een mucosale ontsmettingsmiddel en Scheer het been en kruis (operatie zijde) van de rat. Eindig met een laatste reiniging met het ontsmettingsmiddel. Maak een incisie van ongeveer 20 mm met behulp van chirurgische Tang en schaar bij de lies van de rat. Ontleden de fijne huidlagen en stel de femorale ader, slagader en zenuw met de micro Tang bloot. Plaats twee fijne filamenten onder elke femorale ader en slagader. Afdichting ader en slagader met elk distale filament en houd onder spanning met een Bulldog Clamp.Gebruik de proximale hechtdraden om het vat te spannen met behulp van de Bulldog klemmen (zonder knoop). Blokkeer de ader met een aneurysma klem proximale, maar 2-3 mm distale van de hecht met de Bulldog Clamp. Gebruik corneale schaar om een kleine incisie in de ader te maken (1/3 van de diameter) en verwijder lekkende bloed met een steriele katoen swap. Laat de ader met een DOF Tang en houd hem open. Steek de geslepen katheter (inwendige diameter [ID]: 0,58 mm, buitendiameter [OD]: 0,96 mm) in de ader en duw deze in proximale richting, tot aan de aneurysma clip. Open de aneurysma clip en duw de katheter verder in proximale richting (ongeveer 2-3 cm), als de katheter rechts geplaatst, bloed zal stromen in de katheter. Beveilig de katheter met de proximale hechting door twee knopen te maken; plaats indien nodig een extra hechtdraad rond de ader en de katheter. Controleer de functionaliteit van de katheter doorspoelen en aspireren met een insulinespuit (30 G naald) gevuld met 100 μL gehepariniseerd zoutoplossing (50 eenheden/ml). Plaats de katheter in de slagader door de stappen 1,6 en 1,7 te herhalen. Wanneer beide katheters correct geplaatst zijn, sluit het been met hechtingen en draag het dier naar het huisdier/CT.Opmerking: wees zo voorzichtig mogelijk met de katheters tijdens het transport van het dier, anders kan het verschuiven van de katheter optreden. 2. opstelling van het shunt systeem Figuur 2 : Schema van de meetinstelling. A) Schematische tekening van de meetopstelling. B) foto van het aangesloten shunt-systeem met de twilite detector, peristaltische pomp en verschillende connectortypen. De tijd-verloop van radioactiviteit in bloed van een rat wordt gedetecteerd terwijl het dier (1) wordt gescand in het huisdier/CT (2). Daarom is de arteriële (a) en veneuze (b) katheter aangesloten op de detector pompsysteem via adapter stukken (connector oranje, connector blauw en connector groen). Het arteriële bloed wordt vervolgens van de arteriële katheter door de detector (3) naar een peristaltische pomp (4) en terug in het lichaam via de veneuze katheter gepompt. Een 3-weg ventiel (7) is geïntegreerd in het buis systeem om Tracer injectie, handmatige bloed trekkingen en spoelen uit te voeren. Een T-stuk (8) wordt geassembleerd om activiteit te injecteren. De detector is verbonden met een computer om de continue bloed gegevens te bekijken, te kalibreren en te corrigeren. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken. Afgesneden 6 delen van de fijne boring polytheen slang (fbpt) (id: 0,58 mm, od: 0,96 mm) met een lengte van c = 735 mm; e = 100 mm; f = 171 mm, g = 875 mm; h = 90 mm en i = 75 mm (Figuur 2). Afgesneden 8 delen van de siliconen pomp buizen (zwart/zwart/zwart, ID: 0,76 mm, OD: 2,48 mm) met een lengte van ongeveer 20 mm. Plaats reductie connectoren (van ID 2,5 mm tot ID 1,5 mm) aan beide uiteinden van de Silicone pompbuis d (geel/blauw/geel, id: 1,52 mm, OD: 3,20 mm). Zet een voorbereid 20 mm deel van de siliconen buizen (zwart/zwart/zwart) aan de andere kant van de gebruikte reductie connectoren (Zie connector blauw in Figuur 2). Plaats het bereide deel c van het fbpt in de geassembleerde connector blauw aan de ene kant van de Silicone pompbuis d (geel/blauw/geel) en het bereide deel e van het fbpt in de geassembleerde connector blauw op de andere kant. Zet een voorbereid 20 mm deel van de siliconen buizen (zwart/zwart/zwart) aan de uiteinden van twee T-stukken 5 en 6 (buis t-connector ID: 1,5 mm; Zie connector groen in Figuur 2). Sluit het vrije uiteinde van deel e van de fbpt aan de linkerzijde van de gemonteerde connector groen (5) en plaats het voorbereide deel f van het fbpt aan de andere kant van de connector groen (5). Plaats het vrije uiteinde van deel f van het fbpt links van de gemonteerde connector groen (6) en plaats het voorbereide deel g van het fbpt aan de andere kant van de connector groen (6). Voeg het voorbereide deel h van het fbpt toe aan het vrije uiteinde van de gemonteerde connector groen (5) en de voorbereide deel i van het fbpt tot het vrije uiteinde van de gemonteerde connector groen (6). Sluit een combi-stopper aan op een hypodermische naald (G 23 x 1 1/4 ‘ ‘/ø 0,60 mm x 30 mm) en voeg deze toe aan een drieweg ventiel. Plaats de bereide driewegklep met de naald in het vrije uiteinde van het deel h van het FBPT. Sluit een combi-stopper aan op een hypodermische naald en plaats de naald in het vrije uiteinde van de deel i van het FBPT.Opmerking: voor aanvang van de online bloedafname, zie rubriek 5. Zet de vrije uiteinden van deel c en g van het fbpt in een bekerglas van 100 ml gevuld met 20 ml gehepariniseerd zoutoplossing (50 eenheden/ml). Start de peristaltische pomp met een debiet van 1,52 mL/min zodat het shunt systeem volledig gevuld is met de fysiologische zoutoplossing. Zet daarna drie schaar klemmen aan de uiteinden van deel c en g en in het midden van deel i van het fbpt. Laat de schaar klemmen los van deel c en g van het fbpt. Sluit de arteriële katheter a aan op het vrije uiteinde van deel c van het fbpt en sluit de veneuze katheter b aan op het vrije uiteinde van deel g van het Fbpt (Zie connector oranje in Figuur 2). 3. beeld verwerving en wederopbouw Plaats het dier in hoofd gevoelige positie op de shuttle bed pallet (70 mm). Controle ademhaling van de rat en houd de lichaamstemperatuur bij 37 ± 0,5 °C met behulp van een verwarmingskussen en een rectale sonde tijdens beeld verwerving. Verplaats de shuttle bed naar de verlengde bedpositie voor injectie (pre-acquisitie) en verbind de geplaatste katheters met het shunt systeem. Houd het dier onder anesthesie met Isofluraan (2,5% Isofluraan in zuurstof, debiet 1,2-1.5 L/min) via een neuskegel. Start de peristaltische pomp met een debiet van 1,52 mL/min om het shunt systeem te vullen met het bloed van het dier. Verplaats de shuttle bed naar het midden van het gezichtsveld van de huisdieren detectie ring en start het online bloedbemonsterings systeem (zie rubriek 5). Start de PET/CT-workflow met parameters die worden beschreven in paragraaf 3,5 na 60 s en Injecteer vervolgens een dosis van ongeveer 22 MBq [18F] FDG in een volume van ongeveer 0,5 ± 0,1 ml intraveneus via het T-stuk. Spoel het T-stuk nadien met ongeveer 150 μL gehepariniseerd zoutoplossing. Verkrijg een dynamisch huisdier over 60 min en een CT-scan aan het einde van de PET Imaging. Voor de aanschaf van PET-emissie, stelt u 3600 s (60 min) in de optie verwerven op tijd in. Selecteer F-18 als studie-isotoop en gebruik 350 – 650 Kev als energieniveau en 3.438 NS als timing venster. Voor CT-acquisitie, selecteer verzwakking scan in de acquisitie optie. Kies in het veld projectie-instellingen 120 projectie voor een halve totale rotatie. Voor gezichtsveld (FOV) en resolutie-instellingen, selecteer laag als vergroting en 4 x 4 als binding met 275 mm axiale Scanning lengte en 3328 PX als transaxiale CCD grootte. Stel in het veld belichtingsinstellingen 500 μA in voor stroom, 80 KV voor spanning en 180 MS voor belichtingstijd. Voor PET-emissie histogram, stel een reeks van 20 frames (6 x 10 s, 8 x 30 s, 5 x 300 s en 1 x 1800 s) als dynamische framing. Selecteer aftrekken als vertragingen. Kies in het veld geavanceerde instellingen 128 als sinogram breedte, 3 als span, 79 als ring verschil en dode tijdcorrectie. Voor huisdieren reconstructie, gebruik tweedimensionale geordende deelverzameling verwachting maximalisatie (2D-OSEM) met een genereren, toepassen en opslaan Scatter sinogram, 4 iteratie en Fourier voor rebinning als reconstructie-algoritme. Selecteer 128 x 128 als matrixgrootte en gebruik 1 als beeld zoom, alle als kaders en alle als segmenten. 4. procedure voorhand matige bloedafname Voer handmatige bloed bemonstering uit 30 s, 60 s, 90 s, 600 s en 1800 s na het starten van de Imaging Acquisition.Opmerking: het verhogen van het aantal handmatige bloed trekkingen vooral binnen de eerste minuut na Tracer injectie wordt sterk aanbevolen indien mogelijk. Daarom moet het volume van het bloedmonster worden verlaagd tot 20-30 μL per monster6. Open de eerste driewegklep en verzamel 100 μL arteriële bloed in een capillaire bloedafname EDTA Tube 30 s na Tracer injectie. Herhaal dit voor de andere tijdpunten. Bepaal het gewicht van de lege buis en bloed gevulde buis. Meet de activiteit (tellingen/tijdseenheid) van het hele bloed voor 180 s in een goed teller, die later cross gekalibreerd is om gegevens te verkrijgen in kBq/mL. Noteer de begintijd van de well Counter meting. Bereken de activiteit van volbloed voor elk tijdpunt van de handmatige bloedafname in kBq/mL, pas verval correctie toe en breng de gegevens over in een tijdactiviteitscurve. 5. procedure van de online bloedafname Plaats de buis in de detector met behulp van de buis geleider. Start de bloed sampler-software (bijv. PSAMPLE) en open de acquisitie-interface. Zorg ervoor dat de computer van de online bloed bemonstering Setup en van het huisdier/CT tijd gesynchroniseerd. Druk op de startknop exact 60 s voordat de Tracer wordt geïnjecteerd om voldoende gegevens te verkrijgen voor achtergrondcorrectie. Sla de onbewerkte gegevens op via de knop Opslaan in de PMOD-database na de meting. Voor correctie en kalibratie van de online bloed gegevens, overschakelen naar de correctie-interface. Schakel de verval correctie in en selecteer 18 F. Definieer de begintijd van het verzamelen van afbeeldingen en schakel de knop gemiddelde in om achtergrondcorrectie uit te voeren. Activeer de kalibratie en type in de eerder vastgestelde kalibratiefactor (zie paragraaf 7,1). Sla de gecorrigeerde en gekalibreerde bloed gegevens op met behulp van de knop TAC opslaan en kies het bestand Blood. CRV. Dit bestand kan vervolgens worden geladen als volbloed invoer curve in de Kinetic Modeling tool en kinetische modellering kan worden uitgevoerd. Ontkoppel de katheters van het Extracorporale shunt systeem. Maak het dier los van de PET/CT-scanner en euthanaseer met pentobarbital.Opmerking: in dit experiment werden dieren na de metingen geëerd als hersenen werden gebruikt voor in vitro analyses in het experimentele ontwerp. Bij deze opstelling zijn herhaalde metingen in longitudinale studies ook uitvoerbaar7. Gebruik een volledig nieuw buis systeem voor het volgende dier. 6. afbeelding afgeleide invoer functie Open de fuse it tool op pmod. Laad de afbeelding van het huisdier als invoer en de CT als referentie. Klik op al gematcht. Open het hulpmiddel Voxel of Interest (VOI). Plaats de cursor binnen de oplopende aorta in de CT. Klik op vooraf gedefinieerde sferische VOI. Definieer een straal van exact 0,7 mm. Pak de informatie over de tijd activiteit uit met de toets VOI-statistiek en kopieer de gemiddelde waarden naar het Klembord. 7. procedure voor cross kalibratie van het twilite systeem, PET/CT en goed teller Twilite-PET/CT-kalibratieOpmerking: de gepresenteerde workflow voor kalibratie van de twilite is deels gebaseerd op de procedures beschreven in de Referentiehandleiding van de PSAMPLE module van PMOD.Vul een spuit met ongeveer 100 MBq van [18F] FDG. Meet de precieze activiteit aF met een gekalibreerde dosis kalibrator en documenteer deze samen met de datum en tijd van de meting en het volume van de volledige spuit. De vastgelegde tijd is het referentie tijdpunt voor alle verval correcties die moeten worden uitgevoerd. Vul een bekerglas met 500 mL kraanwater. Het precieze volume wordt bepaald door de weegmethode. Meet het gewicht me van het lege bekerglas met een toegewezen en gekalibreerde precisie schaal (ten minste nauwkeurigheid klasse II). Vul het bekerglas met het kraanwater en meet het gewicht mf van het volledige bekerglas. Bereken het volume Vb van het bekerglas door gebruik te maken van het verschil tussen de massa en de dichtheid van het kraanwater (r = 0,998 g/ml bij 20 °c): Injecteer de [18F] FDG in het gevulde bekerglas en vul de lege spuit met het inactieve kraanwater in op het oorspronkelijke volume en meet de activiteit eenE van de voorgevulde spuit in de dosis kalibrator. De activiteitsconcentratie cb van de oplossing in het bekerglas wordt gegeven door , wat ongeveer 200 kbq/ml moet zijn. Vul een conische centrifugebuis van 50 mL met de oplossing uit het bekerglas (Vermijd grote luchtbellen) en plaats deze centraal in het gezichtsveld van de PET/CT-scanner. Vul een katheter identiek aan het type dat wordt gebruikt in het PET/CT Imaging experiment en plaats het in de buis geleider van het twilite-systeem. Vul de katheter met de Tracer-oplossing uit het bekerglas met behulp van de peristaltische pomp. Start de meting van de tijd activiteit curve zoals beschreven in sectie 5, met behulp van dezelfde parameter voor de integratie tijd en rebinning zoals in het experiment, zonder een katheter gids in de meetkop. Deze stap zorgt voor de aanschaf van voldoende gegevens voor de juiste achtergrondcorrectie. Na 2 min, zonder het stoppen van de gegevensverwerving van het twilite systeem, plaats de katheter gids met de gevulde buis in de meetkop, en voortzetting van de data-acquisitie voor ongeveer 5 min. Start een 10 min huisdier overname van de conische centrifugebuis 50 mL parallel gevolgd door een standaard CT-overname voor demping correctie. Reconstrueer een statisch PET-beeld van de conische centrifugebuis van 50 mL met behulp van hetzelfde huisdier reconstructie algoritme en parameters beschreven in rubriek 3. Gebruik een beeldverwerkings hulpmiddel voor nabewerking (bijv. PVIEW) en plaats een cilindrische VOI die ongeveer 70% van het volume in de gereconstrueerde PET-beelden van de conische centrifugebuis van 50 mL beslaat. Extraheer de gemiddelde activiteitsconcentratie cPet in kbq/ml binnen de VOI. Ga terug naar de bloed sampler software en gebruik de kalibratiemodus om de verworven TAC voor verval, vertakkings Fractie en achtergrond te corrigeren. Voeg alle nodige informatie toe voor nuclide, activiteitsconcentratie en de begintijd van de aanschaf van het huisdier. Intern, de software haalt de tellings snelheid gemeten met het twilite systeem (CRtwilite) en berekent de cross kalibratiefactor voor Pet en Twilite systeem (CFPet/twilite):Opmerking: het is belangrijk dat dezelfde isotoop wordt gebruikt voor zowel kalibratie en PET/CT experimenten, als de vertakkings fractie varieert tussen de verschillende isotopen, die is gecorrigeerd voor in het huisdier wederopbouwproces. Deze procedure moet regelmatig worden herhaald in termen van kwaliteitscontrole, als belangrijke onderdelen van het systeem worden gewijzigd (bijv. buizen, acquisitie-en reconstructie parameters) en na reparatiewerkzaamheden. HUISDIER/CT-goed teller kalibratie Voor het berekenen van de kalibratiefactor CF-goed teller van de goed teller, gebruikt u dezelfde activiteit oplossing die in het bekerglas is geproduceerd voor de kalibratie van het twilite-systeem. Wacht ongeveer 6 uur om reductie van specifieke activiteit door verval toe te staan om dode tijd effecten van de Scintillatie detector van de well Counter te minimaliseren. Deksel het bekerglas om verdamping te voorkomen. Bereken het exacte tijdsverschil met het referentie tijdpunt en bepaal de werkelijke activiteitsconcentratie cb(t+) van de oplossing van het bekerglas door verval, waarbij de oorspronkelijke activiteitsconcentratie wordt gecorrigeerd. Voorgedefinieerde pipet volumes (V-monster) die identiek zijn aan het volume van de bloedmonsters gemeten binnen de experimenten (bv. 200 μL), van het bekerglas tot vijf Safe-lock-buizen. Meet de activiteit van elk van de vijf buizen met de put teller voor 180 s.Opmerking: als de variatiecoëfficiënt voor een enkele meting groter is dan 1%, moet de meet tijd worden verhoogd. Noteer de gemeten telsnelheid in aantallen per minuut [CPM] voor elke buis en de begintijd van de meting. Voer een verval correctie uit. Bereken de ijkfactor CF-goed teller voor elke meting door de verval gecorrigeerde telsnelheid CR-teller van de put teller te delen door de verval gecorrigeerde activiteitsconcentratie van het bekerglas c beker(t +): Gemiddelde van de vijf kalibratie factoren om de gemiddelde kalibratiefactor te verkrijgen.