Özet

Измерения одного липосом для изучения Протон насосные мембранных ферментов с использованием электрохимии и Флюоресцентная микроскопия

Published: February 21, 2019
doi:

Özet

Здесь мы представляем протокол изучать молекулярный механизм Протон транслокации через липидные мембраны одной липосом, с использованием цитохрома Бо3 в качестве примера. Сочетая электрохимии и микроскопии флуоресцирования, изменения рН в просвете одного везикулы, содержащие один или несколько фермента, могут быть обнаружены и анализируются индивидуально.

Abstract

Протон насосные ферменты электрона передачи цепи пара окислительно-восстановительных реакций в Протон транслокации через мембрану, создавая Протон движущей силы, используемые для производства АТФ. Амфифильных характер мембранных белков требует особого внимания к их обработки, и растворения в среду естественный липидный незаменима при изучении процессов переноса мембран как Протон транслокации. Здесь мы подробно метод, который был использован для исследования механизма Протон насосные мембраны окислительно-восстановительных ферментов, принимая цитохрома Бо3 от кишечной палочки в качестве примера. Сочетание электрохимии и флуоресцентной микроскопии используется для управления состоянием редокс хиноны бассейн и монитор изменений рН в просвете. Из-за пространственное разрешение флуоресцентной микроскопии сотни липосомы могут быть измерены одновременно в то время как содержание ферментов может быть уменьшен на одного фермента или транспортер в липосомы. Анализ соответствующих одного фермента может выявить закономерности в фермента функциональной динамики, которая в противном случае могут быть скрыты от поведения населения в целом. Мы включать описание скрипта для автоматизированного анализа.

Introduction

На уровне ансамбля или macroscale с населением фермента в тысяч до миллионов молекул, где измерения представляют среднестатистический обычно информации о механизмах фермента и кинетика. Это известно, однако, что сложные макромолекулы как ферменты могут демонстрировать разнородность в их поведении и молекулярные механизмы на уровне ансамбля не обязательно верны для каждой молекулы. Такие отклонения в масштабе отдельных молекулы были широко подтверждены исследования одного ферментов с различными методами, возникающих в ходе последних двух десятилетий1. В частности флуоресценции обнаружения отдельных ферментативной активности был использован для расследования гетерогенность ферментов активность2,3 или обнаружить эффект так называемой памяти (периоды преуспело в периоды низкой активности высокой ферментов активность и наоборот)4,5.

Многие исследования одного фермента требуют, что ферменты иммобилизованных на поверхности или пространственно фиксированной в еще один способ оставаться достаточно долго, в поле зрения для непрерывного наблюдения. Было показано, что фермент инкапсуляции в липосомах включить иммобилизации фермента и предотвращения любых негативных последствий из-за поверхность фермента или белок белковых взаимодействий6,7. Кроме того липосомы предлагают уникальную возможность для изучения одного мембранных белков в их естественный липидный бислой окружающей среды8,9,10.

Класс мембранных белков, транспортеры, осуществляет направленного транслокации веществ через клеточную мембрану, поведение, которое можно изучать только когда белки будут преобразованы в липидных бислоев (например, липосомы)11, 12,13. Например Протон транслокации, выставлены несколько ферментов цепи переноса электронов прокариот и эукариот, играет важную роль в клеточное дыхание, создавая Протон движущая сила используется для синтеза АТФ. В этом случае Протон, насосные деятельность сочетается электрона передачи, хотя детальный механизм этого процесса часто ускользает.

Недавно мы продемонстрировали возможность флуоресцентного обнаружения пара с электрохимии для изучения Протон накачки активность ферментов одного терминала убихинола оксидазы Escherichia coli (цитохромы Бо3) Восстановленный в липосомах14. Это было достигнуто путем инкапсуляции рН чувствительной мембраны непроницаемый Люминесцентную краску в Люмене липосомы, подготовленных от э. coli полярных липидов (рис. 1A). Количество белка был оптимизирован так, что большинство липосомы либо содержащиеся не или только одна молекула восстановленный фермента (в зависимости от распределения Пуассона). Два субстратов цитохрома Бо3 были предоставлены путем добавления убихинон смесь липидов, который сформировал липосомы и кислорода (окружающей среды) в растворе. Липосомы затем малонаселенных адсорбированные на полупрозрачных Сверхплавное золото электрода, покрытые собственн-собранные монослоя 6-mercaptohexanol. Наконец электрод монтируется на нижней части простого spectroelectrochemical клеток (рис. 1B). Электрохимический управления хиноны бассейн окислительно-восстановительного состояния позволяет гибко запустить или остановить ферментативной реакции в любой момент, в то время как рН чувствительных краска используется для мониторинга изменений рН внутри просвета липосомы результате Протон транслокации, ферменты. С помощью интенсивности флуоресценции второй, липидов прыгните Люминесцентную краску, размер и объем отдельных липосомы могут определяться и таким образом количественной фермента Протон, насосные деятельности. Используя эту технику, мы особенно обнаружили, что цитохромы Бо3 молекулы способны войти в состояние спонтанной утечки, что быстро рассеивается Протон движущей силой. Цель этой статьи заключается в внедрения метода измерений одного липосомы в деталях.

Protocol

1. Подготовка смеси липидов/UQ-10/FDLL Примечание: E. coli липиды используются для приготовления липосомы должно быть aliquoted и тщательно смешивается с убихинон-10 (фермент субстрата) и длинноволновых Флюоресцентная краска меченых липиды (для определения размера липосомы) …

Representative Results

Качество золота модифицированные покрытие скольжения (электрод) с СЭМОМ 6MH проверяется перед каждой эксперимент с электрохимических импедансной спектроскопии. Рисунок 2A показывает представитель участки Коул-Коул, измеряется с использованием электр?…

Discussion

Метод, описанный подходит для изучения Протон накачки дыхательных мембранных белков, которые могут быть преобразованы в липосомах и имеют возможность обмениваться электронов с бассейном хиноны. Протон, насосные деятельность может контролироваться на уровне сингл фермента, используя…

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы признают СИББН (BB/P005454/1) для финансовой поддержки. NH финансировалась Программа следователь ВИЛЛУМ Фонд молодых.

Materials

6-Mercapto-1-hexanol (6MH) Sigma 451088 97%
8-hydroxypyrene-1,3,6-trisulphonic acid (HPTS) BioChemika 56360
Aluminium holder (Electrochemical cell) Custom-made 30x30x7 mm; inner diameter: 26 mm; hole diameter: 15 mm
Auxiliary electrode platinum wire
Chloroform VWR Chemicals 83627
E.coli polar lipids Avanti 100600C 25 mg/mL in chloroform
Epoxy EPO-TEK 301-2FL low fluorescence epoxy
Fiji (ImageJ 1.52d) Required plugins: StackReg and TurboReg (http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/stackreg/)
Filter cube ("ATTO633") Chroma Technology Corporation Ex: 620/60 nm; DM: 660 nm; Em: 700/75 nm
Filter cube ("HPTS1") Chroma Technology Corporation Ex: 470/20 nm; DM: 500 nm; Em: 535/48 nm
Filter cube ("HPTS2") Chroma Technology Corporation Ex: 410/300 nm; DM: 500 nm; Em: 535/48 nm
Filter cube ("Texas Red") Chroma Technology Corporation Ex: 560/55 nm; DM: 595 nm; Em: 645/75 nm
Fluorescent dye-labelled lipids (FDLL) ThermoFisher Scientific T1395MP TexasRed-DHPC was used in this work (λexc 595 nm; λem 615 nm)
Fluorescent dye-labelled lipids (FDLL) (alternative) ATTO-TEC AD 633-161 ATTO633-DOPE can be used as alternative (λexc 630 nm; λem 651 nm)
Gel filtration column GE Healthcare 28-9893-33 HiLoad 16/600 Superdex 75 pg, for additional protein purification
Glass coverslips VWR International 631-0172 No 1.5
Glass syringe Hamilton 1725 RNR 250 µL
Glass vials Scientific Glass Laboratories Ltd T101/V1 1.75 mL capacity
Gold GoodFellow 99.99%
Gramacidin Sigma G5002
Mercury sulfate reference electrode Radiometer (Hash) E21M012
Microcentrifuge Eppendorf Minispin NL040
Microscope Nikon Eclipse Ti
Microscope Camera Andor Zyla 5.5 sCMOS
Microscope Lamp Nikon Intensilight C-HGFI
NIS-Elements AR 5.0.2 Nikon Microscope acquisition software
n-Octyl β-D-glucopyranoside Melford Laboratories B2007
Nova 1.10 Metrohm Potentiostat control software
Objective Nikon Plan Apo λ 60x/1.4 oil
OriginPro 2017 OriginLab Plotting software
O-ring (Electrochemical cell) Orinoko Inner diameter: 16 mm; cross section: 1.5 mm
Plastic tubes Eppendorf 3810X 1.5 mL
Polystyrene microbeads Bio-RAD 152-3920 Biobeads, 20-50 mesh
Potentiostat Metrohm Autolab PGSTAT 128N
Potentiostat CH Instruments CHI604C
Scripting software Matlab R2017a Required toolboxes: 'Image Processing Toolbox', 'Parallel Computing Toolbox', 'Curve Fitting Toolbox', 'System Identification Toolbox', 'Optimization Toolbox'
Silicon wafers IDB Technologies LTD Si-C2 (N<100>P) Ø 25 mm, 525 um thick
Teflon cell (Electrochemical cell) Custom-made Outer diameter: 26 mm; inner diameter: 13.5 mm
Temple-Stripped Ultra-Flat Gold Surfaces Platypus Technologies AU.1000.SWTSG Alternative ready-to-use ultra-flat gold surfaces (Thickness below 100 nm on demand)
Thin micropipette tips Sarstedt 70.1190.100 or similar gelloader tips 200 µL
Ubiquinone-10 Sigma C-9538
Ultracentrifuge Beckman-Coulter L-80XP with Ti 45 rotor
Ultrasonic bath Fisher Scientific FB15063

Referanslar

  1. Claessen, V. I., et al. Single-Biomolecule Kinetics: The Art of Studying a Single Enzyme. Annual Review of Analytical Chemistry. 3 (1), 319-340 (2010).
  2. Rojek, M. J., Walt, D. R. Observing Single Enzyme Molecules Interconvert between Activity States upon Heating. PLoS ONE. 9 (1), e86224 (2014).
  3. Velonia, K., et al. Single-Enzyme Kinetics of CALB-Catalyzed Hydrolysis. Angewandte Chemie International Edition. 44 (4), 560-564 (2005).
  4. Lu, H. P., Xun, L., Xie, X. S. . Single-molecule enzymatic dynamics. 282 (5395), 1877-1882 (1998).
  5. Engelkamp, H., Hatzakis, N. S., Hofkens, J., De Schryver, F. C., Nolte, R. J. M., Rowan, A. E. Do enzymes sleep and work?. Chemical Communications. 9 (9), 935-940 (2006).
  6. Boukobza, E., Sonnenfeld, A., Haran, G. Immobilization in Surface-Tethered Lipid Vesicles as a New Tool for Single Biomolecule Spectroscopy. The Journal of Physical Chemistry B. 105 (48), 12165-12170 (2001).
  7. Hsin, T. -. M., Yeung, E. S. Single-Molecule Reactions in Liposomes. Angewandte Chemie International Edition. 46 (42), 8032-8035 (2007).
  8. García-Sáez, A. J., Schwille, P. Single molecule techniques for the study of membrane proteins. Applied Microbiology and Biotechnology. 76 (2), 257-266 (2007).
  9. Onoue, Y., et al. A giant liposome for single-molecule observation of conformational changes in membrane proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1788 (6), 1332-1340 (2009).
  10. Jefferson, R. E., Min, D., Corin, K., Wang, J. Y., Bowie, J. U. Applications of Single-Molecule Methods to Membrane Protein Folding Studies. Journal of Molecular Biology. 430 (4), 424-437 (2018).
  11. Rigaud, J. L., Pitard, B., Levy, D. Reconstitution of membrane proteins into liposomes: application to energy-transducing membrane proteins. BBA – Bioenergetics. 1231 (3), 223-246 (1995).
  12. Jesorka, A., Orwar, O. Liposomes: Technologies and Analytical Applications. Annual Review of Analytical Chemistry. 1 (1), 801-832 (2008).
  13. Seddon, A. M., Curnow, P., Booth, P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: Not just a soap opera. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1666 (1-2), 105-117 (2004).
  14. Li, M., et al. Single Enzyme Experiments Reveal a Long-Lifetime Proton Leak State in a Heme-Copper Oxidase. Journal of the American Chemical Society. 137 (51), 16055-16063 (2015).
  15. Rumbley, J. N., Furlong Nickels, E., Gennis, R. B. One-step purification of histidine-tagged cytochrome bo3 from Escherichia coli and demonstration that associated quinone is not required for the structural integrity of the oxidase. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Protein Structure and Molecular Enzymology. 1340 (1), 131-142 (1997).
  16. Jeuken, L. J. C., et al. Phase separation in mixed self-assembled monolayers and its effect on biomimetic membranes. Sensors and Actuators, B: Chemical. 124 (2), 501-509 (2007).
  17. Barsoukov, E., Macdonald, J. R. . Impedance Spectroscopy Theory, Experiment, and Applications. , (2005).
  18. Jeuken, L. J. C., Connell, S. D., Henderson, P. J. F., Gennis, R. B., Evans, S. D., Bushby, R. J. Redox Enzymes in Tethered Membranes. Journal of the American Chemical Society. 128 (5), 1711-1716 (2006).
  19. Compton, R. G., Banks, C. E. Chapter 4. Understanding voltammetry. , (2018).
  20. Girault, H. H. Chapter 10. Analytical and Physical Electrochemistry. , (2004).
  21. Mazurenko, I., Jeuken, L. J. C. . Timelapse (movie) of single vesicles fluorescence change upon potential application. , (2018).
  22. Li, M., Khan, S., Rong, H., Tuma, R., Hatzakis, N. S., Jeuken, L. J. C. Effects of membrane curvature and pH on proton pumping activity of single cytochrome bo3enzymes. Biochimica et Biophysica Acta – Bioenergetics. 1858 (9), 763-770 (2017).
  23. Li, M., Tuma, R., Jeuken, L. J. C. . MATLAB code for the analysis of proton transport activity in single liposomes. , (2017).
  24. Li, M., Tuma, R., Jeuken, L. J. C. . Time-resolved fluorescence microscopic data (traces) of individual lipid vesicles with proton transport activity. , (2017).
  25. Paula, S., Volkov, A. G., Van Hoek, A. N., Haines, T. H., Deamer, D. W. Permeation of protons, potassium ions, and small polar molecules through phospholipid bilayers as a function of membrane thickness. Biophysical Journal. 70 (1), 339-348 (1996).
  26. Brookes, P. S., Hulbert, A. J., Brand, M. D. The proton permeability of liposomes made from mitochondria) inner membrane phospholipids: No effect of fatty acid composition. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1330 (2), 157-164 (1997).
  27. Eriksson, E. K., Agmo Hernández, V., Edwards, K. Effect of ubiquinone-10 on the stability of biomimetic membranes of relevance for the inner mitochondrial membrane. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1860 (5), 1205-1215 (2018).
  28. Seneviratne, R., et al. A reconstitution method for integral membrane proteins in hybrid lipid-polymer vesicles for enhanced functional durability. Methods. , 1-8 (2018).
  29. Veshaguri, S., et al. Direct observation of proton pumping by a eukaryote P-type ATPase. Science. 351 (6280), 1-6 (2016).

Play Video

Bu Makaleden Alıntı Yapın
Mazurenko, I., Hatzakis, N. S., Jeuken, L. J. Single Liposome Measurements for the Study of Proton-Pumping Membrane Enzymes Using Electrochemistry and Fluorescent Microscopy. J. Vis. Exp. (144), e58896, doi:10.3791/58896 (2019).

View Video