Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice

Frederico Gerlinger-Romero; Alex B. Addinsall; Richard M. Lovering; Victoria C. Foletta; Chris van der Poel; Paul A. Della-Gatta; Aaron P. Russell

doi:10.3791/58696

JoVE Journal > Medicine

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Tıp

Niet-invasieve beoordelingvan releveurs spier functie in muizen

Published: January 17, 2019

doi:

10.3791/58696

Frederico Gerlinger-Romero¹, Alex B. Addinsall², Richard M. Lovering³, Victoria C. Foletta⁴, Chris van der Poel⁵, Paul A. Della-Gatta⁴, Aaron P. Russell⁴

¹School of Exercise and Nutrition Sciences,Deakin University, ²Centre for Molecular and Medical Research, School of Medicine,Deakin University, ³Department of Orthopaedics, School of Medicine,University of Maryland, ⁴Institute for Physical Activity and Nutrition (IPAN), School of Exercise and Nutrition Sciences,Deakin University, ⁵Department of Physiology, Anatomy and Microbiology,La Trobe University

Özet

Meting van knaagdier skeletspieren contractiele functie is een nuttig instrument dat kan worden gebruikt voor het bijhouden van de progressie van de ziekte, alsmede de werkzaamheid van de therapeutische interventie. Hier beschrijven we de niet-invasieve, in vivo beoordelingvan de releveurs spieren die na verloop van tijd in de dezelfde muis kan worden herhaald.

Abstract

Beoordeling van skeletspieren contractiele functie is een belangrijke meting voor zowel klinische en onderzoek doeleinden. Talrijke voorwaarden, kunnen een negatieve invloed hebben op de skeletspieren. Dit kan resulteren in een verlies van spiermassa (atrofie) en/of verlies van spier kwaliteit (verminderde kracht per eenheid van de spier massa), die beide heersen in chronische ziekte, ziekte van de spier-specifieke, immobilisatie en veroudering (sarcopenie). Skeletspieren functie bij dieren kan worden geëvalueerd door een aantal verschillende tests. Alle tests hebben beperkingen met betrekking tot de fysiologische testomgeving, en de keuze van een specifieke test vaak afhangt van het karakter van de experimenten. Hier beschrijven we een niet-invasieve techniek van in vivo, , waarbij een nuttig en makkelijk beoordeling van kracht frequentie-curve (FFC) in muizen die kunnen worden uitgevoerd op hetzelfde dier na verloop van tijd. Hierdoor kan het toezicht op de progressie van de ziekte en/of effectiviteit van een mogelijke therapeutische behandeling.

Introduction

Skeletspieren is een belangrijke metabole weefsel dat bestaat uit ongeveer 40% van het totale lichaamsgewicht. Het speelt een cruciale rol in de controle van energie metabolisme en homeostase¹. Skeletspieren massa wordt onderhouden door een subtiel evenwicht tussen de tarieven van eiwit synthese en degradatie¹. Talrijke ziekten invloed op deze processen in skeletspieren, wat leidt tot een netto verlies van spiermassa (atrofie). Deze omvatten, maar zijn niet beperkt tot, kanker, AIDS, veroudering, vasten, en³²^,immobilisatie van ledematen. De vergrijzende bevolking, verlies van sterkte is gekoppeld aan een verlies van spier massa en een voorspeller van all-geval sterfte⁴. In dit verband biedt beoordeling van spier functie een belangrijke maatregel bij het bepalen van de werkzaamheid van de therapeutische strategieën ter bestrijding van en/of voorkomen van verspilling van de skeletspieren en verlies van functie.

Onderzoekers hebben gebruikt veel verschillende benaderingen en dierlijke modellen om te begrijpen van de moleculaire pathways van spier atrofie⁵^,⁶ en de implicaties van deze mechanismen op spier contractiele functie²^,³ ^,⁷. Daarom, correleren van wijzigingen op het moleculaire niveau verschillen in functie van de spier is absoluut noodzakelijk in inzicht hoe moleculaire niveau veranderingen invloed op spier functionaliteit hebben kunnen.

Functie van de skeletspieren, vooral in kleine knaagdieren, worden doorgaans uitgevoerd met behulp van drie goed beschreven procedures⁸^,⁹ te detecteren verminderde kracht productie en/of controleren van de progressie van de ziekte. (1) ex vivo; waar is de spier verwijderd uit het dier en geïncubeerd in een Ringer’s Bad oplossing voor het beoordelen van de functie van de spier met behulp van veld stimulatie¹⁰. (2) In situ; waar de proximale bijlage van de spier blijft in het dier en de distale pees is verbonden met een transducer van kracht, waardoor de functie van de spier door directe zenuw stimulatie¹¹moet worden uitgevoerd. (3) In vivo; waar de elektroden subcutaan te verkrijgen zijn geplaatst zenuw-opgeroepen spier kracht productie⁹^,¹². Terwijl deze drie procedures worden gebruikt voor verschillende doeleinden, ze elk beschikken over voor- en nadelen. Daarom is het belangrijk om te kiezen van een geschikte methode op basis van het doel van de studie. De belangrijkste beperking met ex vivo experimenten is het verwijderen van de spier uit zijn normale omgeving en het gebruik van veld stimulatie. De in situ methode handhaaft een normale bloedvoorziening en maakt gebruik van stimulatie door middel van de zenuw, maar normale anatomie wordt gewijzigd en de aard van het experiment is terminal; dus maakt dit follow-up spier functie metingen onmogelijk. De hier beschreven nauwst in vivo methode bootst normale fysiologie in die de anatomie is ongestoord, de neuromusculaire bundel blijft intact, en het experiment niet terminal, laat zien dat follow-upmaatregelen binnen hetzelfde dier in tijd⁸.

Hier beschrijven we een in vivo procedure waarmee meerdere metingen van spier functie in hetzelfde dier na verloop van tijd. Deze procedure heeft betrekking op de beoordeling van de spieren van de musculus anterior-compartiment — waaronder de tibialis anterior(TA), extensor digitorum longus (EDL) en extensor hallicus longus (EHL) spieren, die verantwoordelijk is voor de Dorsaalflexie — in een niet-invasieve procedure door fibular (ook bekend als peroneale) zenuwstimulatie. De TA biedt de meeste van de force voor enkel Dorsaalflexie¹³, met slechts minimale bijdrage door de EDL en EHL dat bewegingen van de tenen. Dit niet-eindstandige protocol zorgt voor het behoud van de zenuw en bloed-voorziening. Dit zorgt voor het onderzoek van evolutie en behandeling werkzaamheid van de ziekte na verloop van tijd in de meest fysiologische omgeving momenteel beschikbaar in een dierlijk model.

Protocol

Alle experimentele procedures werden goedgekeurd door Deakin University dier ethische Commissie (Project #G19/2014). 1. apparatuur Setup Ervoor zorgen dat alle apparaten goed zijn aangesloten. Inschakelen van de computer, de high-power bi-fase stimulator en dual-mode-hefboom systeem. Instellen van de klem knie muis op het platform, evenals de voetplaat van de muis op de transductor. Inschakelen van het platform van de verwarming tot 37 ° C. Open de software van de controle van het dynamische spier op het bureaublad.Opmerking: Dit is de software die nodig is voor het uitvoeren van functionele testen. 2. software en Model Setup Zodra het programma wordt geopend (Figuur 1), kalibreren van de transducer en selecteer Setup | Mijn instrumenten | Kalibreren. Op de “Setup” knop, selecteer InstantStim en verander van de “Run-Time”-parameters in 120 s (figuur 1A).Opmerking: Optimale spanning kan ook worden bereikt door het uitvoeren van enkele schokbewegingen, handmatig instellen, of het starten de InstantStim zo vaak als nodig. In het type-baar venster met het label “Autosave Base” invoergegevens naar de naamwoord van de auto opslaan de locatie van het bestand (bijvoorbeeld, mouse1-datum-timepoint1). Klik op het selectievakje links van het “Autosave Base” venster en wisseling op voor Automatisch opslaan inschakelen. Aan de bovenkant van de DMC-bediening scherm Ga naar Sequencer, waardoor een nieuwe pop-upvenster wordt geopend. Selecteer Open-reeks en selecteer het premade protocol worden gebruikt (figuur 1B). Klik op Load reeks | Sluit venster.Opmerking: Deze stap wordt gebruikt voor het genereren van een kracht frequentie-curve (FFC) test (1, 10, 20, 30, 40, 50, 60, 80, 100, 150, 200, 250 Hz). De ‘RANGE’-knop ingesteld op 10 mA op de bi-fase stimulator.Opmerking: Zorg ervoor dat de “Aanpassen” knop (rechts volgende onder) op nul. Deze fijne afstellingsmogelijkheden kan de installatie van de elektroden. 3. muis Setup Opmerking: Alle kracht metingen werden uitgevoerd op muizen met mannelijke wild-type (C57BI/6) op 12 weken leeftijd. Plaats elke muis in de anesthesie-kamer met een debiet van de zuurstof van 1 L/min met 5% Isofluraan (via neuskegel inademing) totdat de muis bewustzijn verliest. Bevestigen voldoende verdoving via verlies van de voet reflex. Verwijder alle haren op het rechterbeen van de muis door scheren met elektrische tondeuses. Plaats het dier in een liggende positie op het verwarmde platform en schoon het rechterbeen (beide kanten kan worden gebruikt) met 70% alcohol en jodium. Op dit punt, pas de Isofluraan tot 2% (met zuurstof stroom op 1 L/min) en de geleidende gel van toepassing op de huid waar elektroden worden geplaatst.Opmerking: Gebruik een rectale temperatuursonde te controleren van de lichaamstemperatuur tijdens de procedure en toepassing van oog zalf om te voorkomen dat eventuele droogheid en/of schade aan het oog. Plaats de voet op de voetplaat en koppelen met behulp van medische tape. Klem de knie om te stabiliseren en te immobiliseren het been tijdens de procedure.Opmerking: Sommige studies hebben beschreven met een zeer dunne pin ingebracht via de proximale tibia (posterieure naar de dorsiflexors spieren)12 te verstrekken van stabilisatie. Dit protocol kiest voor een klem, aangezien dit voldoende stabilisatie zonder onnodige compressie/schade aan de knie biedt. De klem vermijdt ook mogelijke ontsteking die een trans-ossaal pin maken mogelijk, terwijl nog steeds nauwkeurigere beoordeling van spier contractility. Bovendien is de muis knie klem met succes gebruikte14geweest. Op dit punt, gebruik de knoppen op het platform te plaatsen van de muis stuk, zodat er een hoek van 90° op de enkel (Figuur 2). 4. optimalisatie van de positie van de elektroden Zodra de muis is geplaatst op het platform, positie van de elektroden onder de huid (subcutaan) in het rechterbeen.Opmerking: Dit is een cruciale stap, en sommige herpositionering kan worden verlangd dat de gewenste positie te krijgen tijdens de installatie in stap 4.4. Plaatsen van de elektroden op de laterale zijde van het rechterbeen; plaats één in de buurt van het hoofd van het kuitbeen en de andere elektrode meer distally aan de laterale kant van het been (Figuur 2).Opmerking: Een op maat gemaakte elektrode-systeem is ontworpen voor het optimaliseren van deze stap. Deze test kan echter worden uitgevoerd met elektrode naalden verstrekt door de fabrikant in dit systeem. Zodra deze stappen zijn bereikt, op de high-power bi-fase stimulator aanpassen de knop met het label “Aanpassen” als die nodig zijn voor het verkrijgen van een stimulatie van de peroneale zenuw, die in maximale Dorsaalflexie koppel resulteert.Opmerking: Voor volwassen wild-type muizen, dit bereik is minder dan 2 mA; Dit is echter afhankelijk van de grootte, de leeftijd en het geslacht van het dier. De productie van de kracht (pieken van curven) moet langzaam worden verhoogd tot de maximale kracht is bereikt. Tijdens de stimulatie, draai de transducer klok in negatieve waarden (Figuur 3), die belangrijk zijn om ervoor te zorgen dat de elektroden zijn het stimuleren van alleen de releveurs spieren door peroneale zenuw opleveren. Zodra deze stap is bereikt, stabiliseren de elektroden met behulp van een klem, voorkomen van elke beweging tijdens de procedure.Opmerking: De pieken langzaam in omvang zal toenemen, en de maximale stroomsterkte wordt bepaald als het niveau waarop drie of meer opeenvolgende stimulaties in identieke contractility resulteren. Weerstaan draaien de stroomsterkte hoger dan noodzakelijk is; de maximale stroomsterkte zal stimuleren de naburige en potentieel antagonist spieren contract, waardoor co-contractie, die pieken van positieve waarden genereren kan. Stop de Instant Stim op de software. Schakel op het hoofdscherm op de knop “Start Sequence” om te beginnen met de vorige reeks van setup (zoals beschreven in stap 2.4). 5. beëindiging van de Procedure Zodra de kracht metingen zijn afgewerkt, verwijderen van de elektroden, laat u de klem knie en verwijder de tape van de voet. Uitschakelen van de Isofluraan en zuurstoftoevoer gedurende een paar minuten medeplichtigheid aan de dierlijke herstel. Zodra de muis begint verplaatsen en/of bewustzijn herwint en kunt zelf recht, keren de muis naar zijn kooi.Opmerking: Een steroïdale anti-inflammatoire geneesmiddelen (NSAID) kan worden subcutaan geïnjecteerd (1 mg/kg meloxicam) om te voorkomen dat eventuele ongemak en/of pijn na de ingreep. 6. de gegevensanalyse Open de software van de analyse van de gegevens. Ga naar High Throughput (linksboven op het scherm). Selecteer Force frequentie voor het analyseren van de hierboven beschreven setup volgorde. Handmatig selecteert en wijzig de waarde “Einde Cursor” 3. Ook Selecteer Basislijn verwijderen. Klik op Kies bestanden voor toegang tot de eerder uitgevoerde procedure en klik vervolgens op analyseren. Op dit moment kan het resultaat worden geopend op het scherm of geëxporteerd naar een spreadsheet voor verdere analyse en/of berekeningen.Opmerking: De gegevens werden gemeten in mN; echter kan het koppel worden berekend door vermenigvuldiging van de waarde van kracht door de lengte van de hendel arm (absolute kracht). Normalisatie is vereist (specifieke kracht), koppel kan worden genormaliseerd naar lichaamsgewicht of terminal experimenten kunnen worden uitgevoerd voor het verzamelen van spiermassa van leeftijd-matched.

Representative Results

De kracht-frequentie-curve is een nuttige test waarin spieren kunnen worden gestimuleerd door lagere en hogere frequenties te onderscheiden15reacties suboptimaal en optimale werking. De kracht bij lagere frequenties kan het stimuleren van een enkele kramp, minder en kleinere motor eenheden, activeren en bij hogere frequenties is een stabiele piek bereikt, waar de geïsoleerde schokbewegingen gesmolten (tetanus), bereiken maximale kracht door het activeren van alle motorische eenheden16 . Bij de test presenteerde de tetanic curve begint bij ~ 60 Hz, waar de potentiëring kan worden gevisualiseerd (figuur 4A) en de maximale kracht is bepaald op ~ 150 Hz (figuur 4B), wanneer het plateau is bereikt met een voltooide gesmolten kromme9, 16. Afwijkingen van deze resultaten kan erop duiden dat de spieren niet goed door de elektroden wordt gestimuleerd. De plaatsing van de elektrode is een belangrijke stap in de voorbereiding van deze procedure, zoals de elektrische stimulatie moet correct worden geplaatst om de peroneale zenuw innervate en aldus volledig het activeren van de spieren van de Dorsaalflexie, waarop zij levert (TA EDL en EHL). Juiste elektrode plaatsing resulteert in het genereren van negatieve pieken (Figuur 3) tijdens dit proces, dat de uitlijning van de elektroden of hogere stroomsterkte tot de stimulatie leiden kan van de omliggende spieren, waardoor co-contractie van de naburige spieren en antagonist spieren, die op zijn beurt genereert pieken van positieve waarden. Figuur 5A toont representatieve kracht frequentie-curve gegevens van een muis in de tijd, waar de procedure werd herhaald eenmaal per week tot 5 timepoints waren voltooid. Deze observaties is gebleken consistente kracht productiewaarden gedurende de timepoints en/of opmerkingen gemeten. Deze procedure is ook gebleken om consequent te zijn tussen muizen metingen, zoals uit figuur 5B blijkt de vertegenwoordiger oppervlak onder de kromme van de FFC gestimuleerd meer dan 5 verschillende waarnemingen in 6 muizen getest eenmaal per week. Figuur 1 : Softwaresysteem. (A) controle software illustratie van de stappen voor het instellen van de parameters “Instant Stim”. Op de achtergrondfoto, klikt u op Setup | Instant Stim. Op de kleine popped opwaarts venster (front foto), de parameters instellen. (B) de illustratie van de “Sequencer” setup-weergave. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer. Figuur 2 : Muis setup. Overzicht van het standpunt van de narcose dier. De rechterknie klem is geplaatst, zodat de knie 90° bedraagt, en zodat de voet en de enkel in een 90° hoek (witte stippellijn). Samentrekking van de spieren van de dorsiflexors wordt bereikt door stimulatie van de peroneale zenuw, die ligt net onder (distale naar) het hoofd van het kuitbeen. Wij gebruiken speciaal ontworpen elektroden (inzet); naald-elektroden die zijn voorzien van de eenheid, of afzonderlijk aangeschaft zijn echter ook voldoende. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer. Figuur 3 : Output van plaatsing van de elektroden. Zodra de elektroden worden geplaatst onder de huid en de spanning wordt geïnitieerd, pieken met negatieve waarden in acht worden genomen. Op dit punt, is het bereiken van negatieve waarden (groene lijn) een cruciale stap om ervoor te zorgen dat de stimulatie wordt bereikt in de releveurs spieren enige (TA EDL en EHL). De real-time meting wordt aangegeven tussen de twee rode lijnen. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer. Figuur 4 : Representatief curven. (A) voorbeeld van de kracht-curve bij 60 Hz (muis #06). (B) monster van de tetanic curve op 150 Hz (muis #03). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer. Figuur 5 : Vertegenwoordiger dwingen frequentie curve (FFC) en oppervlak onder de kromme gegevens. (A) FFC (x-as) meer dan 5 verschillende timepoints (weken 1, 2, 3, 4 en 5) in een monster muis (#05). (B) gebied onder de curve (AU, y-as) van de FFC over 5 verschillende timepoints (muis #01, 02, 03, 04, 05, en 06, respectievelijk; x-as). Resultaten worden uitgedrukt als gemiddelde ± standaardafwijking van meting (SEM) van vijf timepoints (tests) in 6 muizen en werden geanalyseerd door one-way ANOVA test (p < 0,05). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Discussion

Meting van de maximale spier contractiele functie op een nauwkeurige en herhaalbare manier is cruciaal voor de progressieve beoordeling van genetische, metabole en spier voorwaarden¹⁷. Ook zorgt in vivo spier contractiele functie voor de beoordeling van nieuwe behandelingen en therapeutics voor slopende spier-voorwaarden. We laten zien hierin de meting van de productie van de kracht van de releveurs spieren van de onderste stuk van de muis door middel van een in vivo procedure.

Commerciële toestellen zijn efficiënt en behulpzaam bij het uitvoeren van deze niet-invasieve procedure. Deze test biedt belangrijke voordelen in verband met de beoordeling van spier contractiele functie met behoud van een inheemse fysiologische omgeving, in welke bloed aanbod en innervatie arm intact blijven. Aan de andere kant, zijn de nadelen gerelateerd aan de normalisering van de kracht per eenheid van cross doorsnede van spier (specifieke kracht), die alleen kan worden vastgesteld in een geïsoleerde spier die na experimenten wordt geoogst. Echter, de niet-invasieve test kan meerdere metingen van contractiele functie van de spieren van de musculus flexor in hetzelfde dier na verloop van tijd, wat resulteert in verminderde aantallen proefdieren vereist, met name als het doel is om te beoordelen van relatieve veranderingen ( wijzigingen in de absolute kracht na verloop van tijd).

Er zijn belangrijke stappen die verwezenlijking van consistente gegevens over de timepoints tijdens deze procedure moeten worden beschouwd. Ten eerste moet men proberen om te standaardiseren dierlijke positionering mogelijk. Ten tweede, is tijdens het instellen van het belangrijk overeenstemming te zijn met elektrode plaatsing zodat optimale stimulatie kan worden bereikt via stimulatie van de peroneale zenuw. De locatie van de elektroden moeten aan de laterale kant van de (in dit geval) rechterbeen, in de buurt van het hoofd van het kuitbeen en andere verderop aan de laterale kant van het been (Figuur 2). Op basis hiervan zijn de op maat gemaakte elektroden ontworpen als zodanig dat beiden kunnen worden geplaatst op dezelfde positie elke keer. Voldoende stimulatie kan echter ook worden bereikt met behulp van de naalden van de elektrode voorzien van de commerciële toestellen. Ten derde is het essentieel om de negatieve pieken tijdens de installatie van spanning door het draaien van de omvormer aangesloten op de voetenplaat. Juiste positionering van de muis been elektroden met maximale spanning setup heeft aangetoond dat een techniek die kan worden uitgevoerd op de dezelfde muis na verloop van tijd.

De mogelijkheid om te beoordelen en functie van de spier op verschillende timepoints track op hetzelfde dier is een belangrijke beoordeling te karakteriseren van de verschillende spier ziekten, alsmede hun progressie. Deze meting van spier Dorsaalflexie in muizen kunnen bovendien een instrument om de effectiviteit van mogelijke behandelingen in een inheemse fysiologische omgeving, met minimale metabole stress¹²te beoordelen. Het biedt dus een techniek bij de beoordeling van de spier ziekte, progressie en potentieel behandeling.

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Financiering van dit project was van de School van oefening en voeding wetenschappen, Deakin University. De auteurs bedank Mr. Andrew Howarth voor zijn uitgebreide werk in het optimaliseren van de elektroden apparaat.

Materials

1300A: 3-in-1 Whole Animal System – Mouse	Aurora Scientific Inc.	305C-LR: Dual-Mode Footplate; 605A: Dynamic Muscle Data Acquisition And Analysis System; 701C: Electrical Stimulator and 809C: in-situ Mouse Apparatus	Complete muscle function system
Conductive gel	Livingstone	ECGEL250	conductive gel used in the mice
Eye ointment	Alcon	Poly Visc	pharmaceutic product (ophthalmic use)
nonsteroidal anti-inflammatory drug (NSAID)	Ilium	Metacam	veterinary medicine (injectable 5mg/ml)
Isoflurane	Zoetis	Isoflo	veterinary inhalation Anaesthetic

Referanslar

Frontera, W. R., Ochala, J. Skeletal muscle: a brief review of structure and function. Calcified Tissue International. 96 (3), 183-195 (2015).
Gerlinger-Romero, F., Guimaraes-Ferreira, L., Yonamine, C. Y., Salgueiro, R. B., Nunes, M. T. Effects of beta-hydroxy-beta-methylbutyrate (HMB) on the expression of ubiquitin ligases, protein synthesis pathways and contractile function in extensor digitorum longus (EDL) of fed and fasting rats. The Journal of Physiological Sciences. 68 (2), 165-174 (2018).
Pinheiro, C. H., et al. Metabolic and functional effects of beta-hydroxy-beta-methylbutyrate (HMB) supplementation in skeletal muscle. European Journal of Applied Physiology. 112 (7), 2531-2537 (2012).
Metter, E. J., Talbot, L. A., Schrager, M., Conwit, R. Skeletal muscle strength as a predictor of all-cause mortality in healthy men. The Journal of Gerontology, Series A: Biological Sciences and Medical Sciences. 57 (10), B359-B365 (2002).
Foletta, V. C., White, L. J., Larsen, A. E., Leger, B., Russell, A. P. The role and regulation of MAFbx/atrogin-1 and MuRF1 in skeletal muscle atrophy. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 461 (3), 325-335 (2011).
Zacharewicz, E., et al. Identification of microRNAs linked to regulators of muscle protein synthesis and regeneration in young and old skeletal muscle. PLoS One. 9 (12), e114009 (2014).
Ryan, M. J., et al. Suppression of oxidative stress by resveratrol after isometric contractions in gastrocnemius muscles of aged mice. The Journal of Gerontology, Series A: Biological Sciences and Medical Sciences. 65 (8), 815-831 (2010).
Iyer, S. R., Valencia, A. P., Hernandez-Ochoa, E. O., Lovering, R. M. In Vivo Assessment of Muscle Contractility in Animal Studies. Methods in Molecular Biology. 1460, 293-307 (2016).
Mintz, E. L., Passipieri, J. A., Lovell, D. Y., Christ, G. J. Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair. Journal of Visualized Experiments. (116), e54487 (2016).
Hakim, C. H., Wasala, N. B., Duan, D. Evaluation of muscle function of the extensor digitorum longus muscle ex vivo and tibialis anterior muscle in situ in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50183 (2013).
Moorwood, C., Liu, M., Tian, Z., Barton, E. R. Isometric and eccentric force generation assessment of skeletal muscles isolated from murine models of muscular dystrophies. Journal of Visualized Experiments. 71, e50036 (2013).
Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments. (51), e50036 (2011).
Corona, B. T., Ward, C. L., Baker, H. B., Walters, T. J., Christ, G. J. Implantation of in vitro tissue engineered muscle repair constructs and bladder acellular matrices partially restore in vivo skeletal muscle function in a rat model of volumetric muscle loss injury. Tissue Engineering Part A. 20 (3-4), 705-715 (2014).
Collins, B. C., et al. Deletion of estrogen receptor alpha in skeletal muscle results in impaired contractility in female mice. Journal of Applied Physiology (1985). 124 (4), 980-992 (2018).
Lynch, G. S., Hinkle, R. T., Chamberlain, J. S., Brooks, S. V., Faulkner, J. A. Force and power output of fast and slow skeletal muscles from mdx mice 6-28 months old. The Journal of Physiology. 535 (Pt 2), 591-600 (2001).
Vitzel, K. F., et al. In Vivo Electrical Stimulation for the Assessment of Skeletal Muscle Contractile Function in Murine Models. Methods in Molecular Biology. 1735, 381-395 (2018).
Jackman, R. W., Kandarian, S. C. The molecular basis of skeletal muscle atrophy. American Journal of Physiology Cell Physiology. 287 (4), C834-C843 (2004).

Etiketler

Dorsiflexor Muscle Function Non-invasive Assessment Mice Muscle Contraction Function Disease Progression Visual Demonstration Mouse Knee Clamp Mouse Footplate Transducer Dynamic Muscle Control Software Autosave Sequencer Isoflurane Peroneal Nerve Dorsiflexion Torque

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Bu Makaleden Alıntı Yapın

Gerlinger-Romero, F., Addinsall, A. B., Lovering, R. M., Foletta, V. C., van der Poel, C., Della-Gatta, P. A., Russell, A. P. Non-invasive Assessment of Dorsiflexor Muscle Function in Mice. J. Vis. Exp. (143), e58696, doi:10.3791/58696 (2019).