Qui, descriviamo i metodi di manipolazione optogenetica di particolari tipi di neuroni durante il monitoraggio degli stati di sonno/veglia nei topi, presentando il nostro recente lavoro sul nucleo del letto della stria terminale come esempio.
Negli ultimi anni, l’optogenetica è stata ampiamente utilizzata in molti campi della ricerca neuroscientifica. In molti casi, un’opsina, come la rodopsina di canale 2 (ChR2), è espressa da un vettore di virus in un particolare tipo di cellule neuronali in vari topi Cre-driver. L’attivazione di queste operazioni è innescata dall’applicazione di impulsi di luce che vengono forniti da laser o LED attraverso cavi ottici, e l’effetto dell’attivazione è osservato con una risoluzione temporale molto alta. Gli sperimentatori sono in grado di stimolare acutamente i neuroni durante il monitoraggio del comportamento o di un altro risultato fisiologico nei topi. L’optogenetica può consentire strategie utili per valutare la funzione dei circuiti neuronali nella regolazione degli stati di sonno/veglia nei topi. Qui descriviamo una tecnica per esaminare l’effetto della manipolazione optogenetica dei neuroni con una specifica identità chimica durante l’elettroencefalogramma (EEG) e il monitoraggio dell’elettromiogramma (EMG) per valutare lo stadio del sonno dei topi. Ad esempio, descriviamo la manipolazione dei neuroni GABAergici nel nucleo del letto della stria terminalis (BNST). L’eccitazione optogenetica acuta di questi neuroni innesca una rapida transizione alla veglia quando applicata durante il sonno NREM. La manipolazione optogenetica insieme alla registrazione EEG/EMG può essere applicata per decifrare i circuiti neuronali che regolano gli stati di sonno/ veglia.
Il sonno è essenziale per una funzione cognitiva ottimale. Recenti scoperte suggeriscono anche che i disturbi nel sonno sono associati a una vasta gamma di malattie1,2,3. Anche se le funzioni del sonno sono ancora in gran parte irrisolte, progressi sostanziali sono stati fatti di recente nella comprensione dei circuiti neurali e dei meccanismi che controllano il sonno / veglia stati4. Nei mammiferi, ci sono tre stati di vigilanza: veglia, sonno non rapido degli occhi (NREM), e rapido movimento degli occhi (REM) sonno. La Veglia è caratterizzata da oscillazioni EEG veloci (5-12 Hz) di bassa ampiezza con un’attività motoria mirata e sostenuta. Il sonno NREM è definito da oscillazioni lente (1-4 Hz) di alta ampiezza (onde delta), con mancanza di coscienza e attività motoria mirata. Il sonno REM è caratterizzato da oscillazioni relativamente veloci (6-12 Hz) di bassa ampiezza e atonia muscolare bilaterale quasi completa5.
Borbely ha proposto una teoria della regolazione della veglia del sonno nota come il modello di processo a due6,7. Un processo omeostatico, indicato anche come processo S, rappresenta la pressione del sonno che si accumula durante la veglia e si dissipa durante il sonno. Un altro processo, indicato come processo C, è un processo circadiano, che spiega perché i livelli di vigilanza fluttuano nel ciclo di 24 h. Oltre a questi due processi, fattori allostatici sono anche importanti per la regolazione del sonno/ veglia8,9. I fattori allostatici includono stati nutrizionali ed emozioni. La paura e l’ansia sono di solito accompagnate da un aumento dell’eccitazione insieme alle risposte autonomiche e neuroendocrine10,11,12. Si ritiene che il sistema limbico svolgi un ruolo nella regolazione della paura e dell’ansia, e i meccanismi alla base delle risposte autonome e neuroendocrine sono stati studiati ampiamente, ma il percorso attraverso il quale il sistema limbico influenza gli stati di sonno/veglia non ancora rivelato. Un gran numero di studi recenti che utilizzano opto e farmacogenetica hanno suggerito che i neuroni e i circuiti neuronali che regolano gli stati di sonno/veglia sono distribuiti in tutto il cervello, tra cui cortice, prosencefalo basale, talamo, ipotalamo, e il tronco encefalico. In particolare, i recenti progressi nell’optogenetica ci hanno permesso di stimolare o inibire specifici circuiti neurali in vivo con elevate risoluzioni spaziali e temporali. Questa tecnica permetterà di progredire nella nostra comprensione dei substrati neurali di sonno e veglia, e come gli stati di sonno / veglia sono regolati da processi circadiani, pressione del sonno, e fattori allostatici, tra cui l’emozione. Questo documento ha lo scopo di introdurre come utilizzare la manipolazione optogenetica combinata con la registrazione sonno/veglia, che potrebbe avere il potenziale per aggiornare la nostra comprensione dei connettomi e dei meccanismi nel cervello che svolgono un ruolo nella regolazione del sonno NREM, del sonno REM, e la veglia. La comprensione di questo meccanismo con cui il sistema limbico regola gli stati di sonno/veglia è di fondamentale importanza per la salute, perché l’insonnia è di solito associata all’ansia o alla paura di non riuscire a dormire (somnifobia).
Si ritiene che il BNST svolgga un ruolo essenziale nell’ansia e nella paura. GAD 67-esprimendo neuroni GABAergic sono una popolazione maggiore del BNST12,13. Abbiamo esaminato l’effetto della manipolazione optogenetica di questi neuroni (GABABNST) sugli stati di sonno/ veglia. Uno dei più grandi progressi nelle neuroscienze negli ultimi anni sono stati i metodi che consentono la manipolazione di neuroni con particolari identità chimiche in vivo, con alte risoluzioni spaziali e temporali. L’optogenetica è molto utile per dimostrare i collegamenti causali tra l’attività neurale e le risposte comportamentali specifiche14. Descriviamo l’optogenetica come un metodo per esaminare la connettività funzionale dei circuiti neurali definiti nella regolazione degli stati di sonno/veglia. Utilizzando questa tecnica, sono stati compiuti grandi progressi nella comprensione dei circuiti neuronali che regolano gli stati di sonno/veglia15,16,17,18,19 . In molti casi, gli opsin sono specificamente introdotti nei neuroni con particolari identità chimiche nelle regioni cerebrali selettive da una combinazione di topi Cre-driver e trasferimento genico mediato da Cre-inducible AAV. Inoltre, l’espressione focale di opsine fotosensibili come la channelrhodopsin 2 (ChR2)20 o l’archeerhodopsin (ArchT)21 combinata con un sistema Cre-loxP o Flp-FRT ci permette di manipolare una popolazione neuronale selettiva e specifica percorso neurale22.
Descriviamo qui esperimenti sui neuroni GABAergici nel BNST come esempio. Per esprimere le operazioni in una popolazione neuronale designata, i topi del conducente Cre appropriati e i vettori del virus dipendenti dal Cre sono più frequentemente utilizzati. Sono utili anche linee transgeniche o knock-in in cui le opsine sono espresse in particolari popolazioni neuronali. Nei seguenti esperimenti, abbiamo usato i topi Knock-in GAD67-Cre 23 in cui solo i neuroni GABAergici esprimono la Ricombinani Cre con un background genetico C57BL/6J e un vettore AAV che contiene ChR2 (hChR2 H134R) fuso con EYFP o EYFP come controllo con un interruttore “FLEx (Flip-excision)”24. La procedura descrive specificamente l’eccitazione optogenetica dei neuroni GABAergici nel BNST durante il monitoraggio degli stati di sonno/veglia25.
Abbiamo presentato un metodo per valutare l’effetto della stimolazione optogenetica dei neuroni con particolari identità chimiche sulle transizioni di stato del sonno / veglia e ha dato un esempio di manipolazione dei neuroni GABABNST. I nostri dati hanno mostrato che l’eccitazione optogenetica dei neuroni GABABNST si traduce in transizione immediata dal sonno NREM alla veglia.
Vari progetti sperimentali sono disponibili a causa dello sviluppo di numerosi tipi di strumen…
The authors have nothing to disclose.
Questo studio è stato sostenuto dal Merck Investigator Studies Program (#54843), da un KAKENHI Grant-in-Aid for Scientific Research on Innovative Areas, “WillDynamics” (16H06401) (T.S.) e da un KAKENHI Grant-in-Aid for Exploratory Research on Innovative Areas (T.S.) (18H02595).
1×1 Fiber-optic Rotary Joints | Doric | FRJ 1×1 FC-FC | for optogenetics |
6-pin header | KEL corporation | DSP02-006-431G | |
6-pin socket | Hirose | 21602X3GSE | |
A/D converter | Nippon koden | N/A | Analog to digital converter |
AAV10-EF1a-DIO-ChR2-EYFP | 3.70×1013(genomic copies/ml) | ||
AAV10-EF1a-DIO-EYFP | 5.82×1013(genomic copies/ml) | ||
Ampicillin | Fuji film | 014-23302 | |
Amplifier | Nippon koden | N/A | for EEG/EMG recording |
Anesthetic vaporizer | Muromachi | MK-AT-210D | |
Automatic injecter | KD scientific | 780311 | |
Carbide cutter | Minitor | B1055 | φ0.7 mm. Reffered as dental drill, used with high speed rotary micromotor |
Cyanoacrylate adhesion (Aron alpha A) and acceleration | Konishi | #30533 | |
Dental curing light | 3M | Elipar S10 | |
Epoxy adhesive | Konishi | #04888 | insulation around the solder of 6-pin and shielded cable |
Fiber optic patch cord (branching) | Doric | BFP(#)_50/125/900-0.22 | |
Gad67-Cre mice | provided by Dr. Kenji Sakimura | Cre recombinase gene is knocked-in in the Gad67 allele | |
Hamilton syringe | Hamilton | 65461-01 | |
High speed rotary micromotor kit | FOREDOM | K.1070 | Used with carbide cutter |
Interconnecting sleeve | Thorlab | ADAF1 | φ2.5 mm Ceramic |
Isoflurane | Pfizer | 871119 | |
Laser | Rapp OptoElectronic | N/A | 473nm wave length |
Laser intesity checker | COHERENT | 1098293 | |
Laser stimulator | Bio research center | STO2 | reffered as pulse generator in text |
Optic fiber with ferrule | Thorlab | FP200URT-CANNULA-SP-JP | |
pAAV2-rh10 | provided by PennVector Core | ||
pAAV-EF1a-DIO-EYFP-WPRE-HGHpA | Addgene | plasimid # 20296 | |
pAAV-EF1a-DIO-hChR2(H134R)-EYFP-WPRE-HGHpA | provided by Dr. Karl Deisseroth | ||
Patch cord | Doric | D202-9089-0.4 | 0.4m length, laser conductor between laser and rotary joint |
pHelper | Stratagene | ||
Photocurable dental cement | 3M | 56846 | |
Serafin clamp | Stoelting | 52120-43P | |
Shielded cable | mogami | W2780 | Soldering to 6-pin socket for EEG/EMG recording |
Sleep recording chamber | N/A | N/A | Custum-made (21cm× 29cm × 19cm) with water tank holder |
Sleep sign software | KISSEI COMTEC | N/A | for EEG/EMG analysis |
Slip ring | neuroscience,inc | N/A | for EEG/EMG analysis |
Stainless screw | Yamazaki | N/A | φ1.0 x 2.0 |
Stainless wire | Cooner wire | AS633 | 0.0130 inch diameter |
Stereotaxic frame with digital console | Koph | N/A | Model 940 |
Syringe needle | Hamilton | 7803-05 | |
Vital recorder software | KISSEI COMTEC | N/A | for EEG/EMG recording |