Özet

Manipolazione optogenetica dei circuiti neurali durante il monitoraggio degli stati di sonno/veglia nei topi

Published: June 19, 2019
doi:

Özet

Qui, descriviamo i metodi di manipolazione optogenetica di particolari tipi di neuroni durante il monitoraggio degli stati di sonno/veglia nei topi, presentando il nostro recente lavoro sul nucleo del letto della stria terminale come esempio.

Abstract

Negli ultimi anni, l’optogenetica è stata ampiamente utilizzata in molti campi della ricerca neuroscientifica. In molti casi, un’opsina, come la rodopsina di canale 2 (ChR2), è espressa da un vettore di virus in un particolare tipo di cellule neuronali in vari topi Cre-driver. L’attivazione di queste operazioni è innescata dall’applicazione di impulsi di luce che vengono forniti da laser o LED attraverso cavi ottici, e l’effetto dell’attivazione è osservato con una risoluzione temporale molto alta. Gli sperimentatori sono in grado di stimolare acutamente i neuroni durante il monitoraggio del comportamento o di un altro risultato fisiologico nei topi. L’optogenetica può consentire strategie utili per valutare la funzione dei circuiti neuronali nella regolazione degli stati di sonno/veglia nei topi. Qui descriviamo una tecnica per esaminare l’effetto della manipolazione optogenetica dei neuroni con una specifica identità chimica durante l’elettroencefalogramma (EEG) e il monitoraggio dell’elettromiogramma (EMG) per valutare lo stadio del sonno dei topi. Ad esempio, descriviamo la manipolazione dei neuroni GABAergici nel nucleo del letto della stria terminalis (BNST). L’eccitazione optogenetica acuta di questi neuroni innesca una rapida transizione alla veglia quando applicata durante il sonno NREM. La manipolazione optogenetica insieme alla registrazione EEG/EMG può essere applicata per decifrare i circuiti neuronali che regolano gli stati di sonno/ veglia.

Introduction

Il sonno è essenziale per una funzione cognitiva ottimale. Recenti scoperte suggeriscono anche che i disturbi nel sonno sono associati a una vasta gamma di malattie1,2,3. Anche se le funzioni del sonno sono ancora in gran parte irrisolte, progressi sostanziali sono stati fatti di recente nella comprensione dei circuiti neurali e dei meccanismi che controllano il sonno / veglia stati4. Nei mammiferi, ci sono tre stati di vigilanza: veglia, sonno non rapido degli occhi (NREM), e rapido movimento degli occhi (REM) sonno. La Veglia è caratterizzata da oscillazioni EEG veloci (5-12 Hz) di bassa ampiezza con un’attività motoria mirata e sostenuta. Il sonno NREM è definito da oscillazioni lente (1-4 Hz) di alta ampiezza (onde delta), con mancanza di coscienza e attività motoria mirata. Il sonno REM è caratterizzato da oscillazioni relativamente veloci (6-12 Hz) di bassa ampiezza e atonia muscolare bilaterale quasi completa5.

Borbely ha proposto una teoria della regolazione della veglia del sonno nota come il modello di processo a due6,7. Un processo omeostatico, indicato anche come processo S, rappresenta la pressione del sonno che si accumula durante la veglia e si dissipa durante il sonno. Un altro processo, indicato come processo C, è un processo circadiano, che spiega perché i livelli di vigilanza fluttuano nel ciclo di 24 h. Oltre a questi due processi, fattori allostatici sono anche importanti per la regolazione del sonno/ veglia8,9. I fattori allostatici includono stati nutrizionali ed emozioni. La paura e l’ansia sono di solito accompagnate da un aumento dell’eccitazione insieme alle risposte autonomiche e neuroendocrine10,11,12. Si ritiene che il sistema limbico svolgi un ruolo nella regolazione della paura e dell’ansia, e i meccanismi alla base delle risposte autonome e neuroendocrine sono stati studiati ampiamente, ma il percorso attraverso il quale il sistema limbico influenza gli stati di sonno/veglia non ancora rivelato. Un gran numero di studi recenti che utilizzano opto e farmacogenetica hanno suggerito che i neuroni e i circuiti neuronali che regolano gli stati di sonno/veglia sono distribuiti in tutto il cervello, tra cui cortice, prosencefalo basale, talamo, ipotalamo, e il tronco encefalico. In particolare, i recenti progressi nell’optogenetica ci hanno permesso di stimolare o inibire specifici circuiti neurali in vivo con elevate risoluzioni spaziali e temporali. Questa tecnica permetterà di progredire nella nostra comprensione dei substrati neurali di sonno e veglia, e come gli stati di sonno / veglia sono regolati da processi circadiani, pressione del sonno, e fattori allostatici, tra cui l’emozione. Questo documento ha lo scopo di introdurre come utilizzare la manipolazione optogenetica combinata con la registrazione sonno/veglia, che potrebbe avere il potenziale per aggiornare la nostra comprensione dei connettomi e dei meccanismi nel cervello che svolgono un ruolo nella regolazione del sonno NREM, del sonno REM, e la veglia. La comprensione di questo meccanismo con cui il sistema limbico regola gli stati di sonno/veglia è di fondamentale importanza per la salute, perché l’insonnia è di solito associata all’ansia o alla paura di non riuscire a dormire (somnifobia).

Si ritiene che il BNST svolgga un ruolo essenziale nell’ansia e nella paura. GAD 67-esprimendo neuroni GABAergic sono una popolazione maggiore del BNST12,13. Abbiamo esaminato l’effetto della manipolazione optogenetica di questi neuroni (GABABNST) sugli stati di sonno/ veglia. Uno dei più grandi progressi nelle neuroscienze negli ultimi anni sono stati i metodi che consentono la manipolazione di neuroni con particolari identità chimiche in vivo, con alte risoluzioni spaziali e temporali. L’optogenetica è molto utile per dimostrare i collegamenti causali tra l’attività neurale e le risposte comportamentali specifiche14. Descriviamo l’optogenetica come un metodo per esaminare la connettività funzionale dei circuiti neurali definiti nella regolazione degli stati di sonno/veglia. Utilizzando questa tecnica, sono stati compiuti grandi progressi nella comprensione dei circuiti neuronali che regolano gli stati di sonno/veglia15,16,17,18,19 . In molti casi, gli opsin sono specificamente introdotti nei neuroni con particolari identità chimiche nelle regioni cerebrali selettive da una combinazione di topi Cre-driver e trasferimento genico mediato da Cre-inducible AAV. Inoltre, l’espressione focale di opsine fotosensibili come la channelrhodopsin 2 (ChR2)20 o l’archeerhodopsin (ArchT)21 combinata con un sistema Cre-loxP o Flp-FRT ci permette di manipolare una popolazione neuronale selettiva e specifica percorso neurale22.

Descriviamo qui esperimenti sui neuroni GABAergici nel BNST come esempio. Per esprimere le operazioni in una popolazione neuronale designata, i topi del conducente Cre appropriati e i vettori del virus dipendenti dal Cre sono più frequentemente utilizzati. Sono utili anche linee transgeniche o knock-in in cui le opsine sono espresse in particolari popolazioni neuronali. Nei seguenti esperimenti, abbiamo usato i topi Knock-in GAD67-Cre 23 in cui solo i neuroni GABAergici esprimono la Ricombinani Cre con un background genetico C57BL/6J e un vettore AAV che contiene ChR2 (hChR2 H134R) fuso con EYFP o EYFP come controllo con un interruttore “FLEx (Flip-excision)”24. La procedura descrive specificamente l’eccitazione optogenetica dei neuroni GABAergici nel BNST durante il monitoraggio degli stati di sonno/veglia25.

Protocol

Tutti gli esperimenti qui sono stati approvati dal Comitato per l’esperimento e l’uso degli animali dell’Università di Tsukuba, nel rispetto delle linee guida NIH. 1. Chirurgia animale, iniezione di virus, elettrodo per EEG/EMG e impianto in fibra ottica ATTENZIONE: Occorre selezionare adeguate tecniche di protezione e manipolazione in base al livello di biosicurezza del virus da utilizzare. AAV deve essere utilizzato in una stanza isolata co…

Representative Results

Il presente studio ha mostrato l’effetto dell’eccitazione optogenetica dei neuroni GABABNST sulla transizione dello stato del sonno. ChR2-EYFP è stato espresso focalmente nei neuroni GABA nel BNST. Uno studio istochimico di ibridazione in situ ha mostrato che ChR2-EYFP è stato colocalizzato nei neuroni che esprimono segnali mRNA GAD 67, indicando che questi sono neuroni GABAergic. I campioni di fette immunoistochimiche hanno confermato la posizione della fibra ottica, la cui …

Discussion

Abbiamo presentato un metodo per valutare l’effetto della stimolazione optogenetica dei neuroni con particolari identità chimiche sulle transizioni di stato del sonno / veglia e ha dato un esempio di manipolazione dei neuroni GABABNST. I nostri dati hanno mostrato che l’eccitazione optogenetica dei neuroni GABABNST si traduce in transizione immediata dal sonno NREM alla veglia.

Vari progetti sperimentali sono disponibili a causa dello sviluppo di numerosi tipi di strumen…

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo studio è stato sostenuto dal Merck Investigator Studies Program (#54843), da un KAKENHI Grant-in-Aid for Scientific Research on Innovative Areas, “WillDynamics” (16H06401) (T.S.) e da un KAKENHI Grant-in-Aid for Exploratory Research on Innovative Areas (T.S.) (18H02595).

Materials

1×1 Fiber-optic Rotary Joints Doric FRJ 1×1 FC-FC for optogenetics
6-pin header KEL corporation DSP02-006-431G
6-pin socket Hirose 21602X3GSE
A/D converter Nippon koden N/A Analog to digital converter
AAV10-EF1a-DIO-ChR2-EYFP 3.70×1013(genomic copies/ml)
AAV10-EF1a-DIO-EYFP 5.82×1013(genomic copies/ml)
Ampicillin Fuji film 014-23302
Amplifier Nippon koden N/A for EEG/EMG recording
Anesthetic vaporizer Muromachi MK-AT-210D
Automatic injecter KD scientific 780311
Carbide cutter Minitor B1055 φ0.7 mm. Reffered as dental drill, used with high speed rotary micromotor 
Cyanoacrylate adhesion  (Aron alpha A) and acceleration Konishi #30533
Dental curing light 3M Elipar S10
Epoxy adhesive Konishi #04888 insulation around the solder of 6-pin and shielded cable
Fiber optic patch cord (branching) Doric BFP(#)_50/125/900-0.22
Gad67-Cre mice provided by Dr. Kenji Sakimura Cre recombinase gene is knocked-in in the Gad67 allele
Hamilton syringe Hamilton 65461-01
High speed rotary micromotor kit FOREDOM K.1070 Used with carbide cutter
Interconnecting sleeve Thorlab ADAF1 φ2.5 mm Ceramic 
Isoflurane Pfizer 871119
Laser   Rapp OptoElectronic N/A 473nm wave length
Laser intesity checker COHERENT 1098293
Laser stimulator Bio research center STO2 reffered as pulse generator in text
Optic fiber with ferrule  Thorlab FP200URT-CANNULA-SP-JP
pAAV2-rh10 provided by PennVector Core
pAAV-EF1a-DIO-EYFP-WPRE-HGHpA Addgene plasimid # 20296
pAAV-EF1a-DIO-hChR2(H134R)-EYFP-WPRE-HGHpA provided by Dr. Karl Deisseroth
Patch cord Doric D202-9089-0.4 0.4m length, laser conductor between laser and rotary joint
pHelper Stratagene
Photocurable dental cement 3M 56846
Serafin clamp Stoelting 52120-43P
Shielded cable mogami W2780 Soldering to 6-pin socket for EEG/EMG recording
Sleep recording chamber N/A N/A Custum-made (21cm× 29cm × 19cm) with water tank holder
Sleep sign software KISSEI COMTEC N/A for EEG/EMG analysis
Slip ring neuroscience,inc N/A for EEG/EMG analysis
Stainless screw Yamazaki N/A φ1.0 x 2.0
Stainless wire Cooner wire AS633  0.0130 inch diameter
Stereotaxic frame with digital console Koph N/A Model 940
Syringe needle Hamilton 7803-05
Vital recorder software KISSEI COMTEC N/A for EEG/EMG recording

Referanslar

  1. Spoormaker, V. I., Montgomery, P. Disturbed sleep in post-traumatic stress disorder: Secondary symptom or core feature?. Sleep Medicine Reviews. 12 (3), 169-184 (2008).
  2. Dworak, M., Wiater, A., Alfer, D., Stephan, E., Hollmann, W., Struder, H. K. Increased slow wave sleep and reduced stage 2 sleep in children depending on exercise intensity. Sleep Medicine. 9 (3), 266-272 (2008).
  3. Mellman, T. A. Sleep and anxiety disorders. Psychiatric Clinics of North America. 29 (4), 1047-1058 (2006).
  4. Scammell, T. E., Arrigoni, E., Lipton, J. O. Neural circuitry of wakefulness and sleep. Neuron. 93 (4), 747-765 (2017).
  5. Chemelli, R. M., et al. Narcolepsy in orexin knockout mice: Molecular genetics of sleep regulation. Cell. 98 (4), 437-451 (1999).
  6. Borbély, A. A., Daan, S., Wirz-Justice, A., Deboer, T. The two-process model of sleep regulation: A reappraisal. Journal of Sleep Research. 25 (2), 131-143 (2016).
  7. Daan, S., Beersma, D. G., Borbely, A. A. Timing of human sleep: recovery process gated by a circadian pacemaker. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 246 (2), R161-R183 (1984).
  8. Saper, C. B., Cano, G., Scammell, T. E. Homeostatic, circadian, and emotional regulation of sleep. Journal of Comparative Neurology. 493 (1), 92-98 (2005).
  9. Saper, C. B., Fuller, P. M., Pedersen, N. P., Lu, J., Scammell, T. E. Sleep state switching. Neuron. 68 (6), 1023-1042 (2010).
  10. LeDoux, J. E. Emotion circuits in the brain. Annual Review of Neuroscience. 23, 155-184 (2000).
  11. Tovote, P., Fadok, J. P., Lüthi, A. Neuronal circuits for fear and anxiety. Nature Reviews Neuroscience. 16 (6), 317-331 (2015).
  12. Lebow, M. A., Chen, A. Overshadowed by the amygdala: the bed nucleus of the stria terminalis emerges as key to psychiatric disorders. Molecular Psychiatry. 21 (4), 450-463 (2016).
  13. Wu, S., et al. Tangential migration and proliferation of intermediate progenitors of GABAergic neurons in the mouse telencephalon. Development. 138 (12), 2499-2509 (2011).
  14. Tye, K. M., Deisseroth, K. Optogenetic investigation of neural circuits underlying brain disease in animal models. Nature Reviews Neuroscience. 13 (4), 251-266 (2012).
  15. de Lecea, L., Carter, M. E., Adamantidis, A. Shining light on wakefulness and arousal. Biological Psychiatry. 71 (12), 1046-1052 (2012).
  16. Carter, M. E., Brill, J., Bonnavion, P., Huguenard, J. R., Huerta, R., de Lecea, L. Mechanism for hypocretin-mediated sleep-to-wake transitions. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (39), E2635-E2644 (2012).
  17. Weber, F., Dan, Y. Circuit-based interrogation of sleep control. Nature Publishing Group. 538, 51-59 (2016).
  18. Weber, F., Chung, S., Beier, K. T., Xu, M., Luo, L., Dan, Y. Control of REM sleep by ventral medulla GABAergic neurons. Nature. 526, 435-438 (2015).
  19. Oishi, Y., et al. Slow-wave sleep is controlled by a subset of nucleus accumbens core neurons in mice. Nature Communications. 8 (1), 1-12 (2017).
  20. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  21. Han, X., et al. A high-light sensitivity optical neural silencer: development and application to optogenetic control of non-human primate cortex. Frontiers in Systems Neuroscience. 5, 1-8 (2011).
  22. Kim, C. K., Adhikari, A., Deisseroth, K. Integration of optogenetics with complementary methodologies in systems neuroscience. Nature Reviews Neuroscience. 18 (4), 222-235 (2017).
  23. Saito, Y. C., et al. GABAergic neurons in the preoptic area send direct inhibitory projections to orexin neurons. Frontiers in Neural Circuits. 7 (December), 1-3 (2013).
  24. Atasoy, D., Aponte, Y., Su, H. H., Sternson, S. M. A FLEX switch targets Channelrhodopsin-2 to multiple cell types for imaging and long-range circuit mapping. Journal of Neuroscience. 28 (28), 7025-7030 (2008).
  25. Kodani, S., Soya, S., Sakurai, T. Excitation of GABAergic neurons in the bed nucleus of the stria terminalis triggers immediate transition from non-rapid eye movement sleep to wakefulness in mice. Journal of Neuroscience. 37, 7174-7176 (2017).
  26. Lin, F., Pichard, J. . Handbook of practical immunohistochemistry: frequently asked questions. , (2011).
  27. Wiegert, J. S., Mahn, M., Prigge, M., Printz, Y., Yizhar, O. Silencing neurons: tools, applications, and experimental constraints. Neuron. 95 (3), 504-529 (2017).
  28. Yizhar, O., Fenno, L. E., Prigge, M., Schneider, F., Davidson, T. J., O’Shea, D. J., Sohal, V. S., Goshen, I., Finkelstein, J., Paz, J. T., Stehfest, K., Fudim, R., Ramakrishnan, C., Huguenard, J. R., Hegemann, P., Deisseroth, K. Neocortical excitation/inhibition balance in information processing and social dysfunction. Nature. 40 (6), 1301-1315 (2012).

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Kodani, S., Soya, S., Sakurai, T. Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice. J. Vis. Exp. (148), e58613, doi:10.3791/58613 (2019).

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