Özet

L'identificazione di feromoni Petromyzon marinus mediante frazionamento analisi biologica-Guida

Published: July 17, 2018
doi:

Özet

Qui, presentiamo un protocollo per isolare e caratterizzare la struttura, la potenza olfattiva e la risposta comportamentale dei composti di feromone presunto di lamprede di mare.

Abstract

Frazionamento analisi biologica-guida è un approccio iterativo che utilizza i risultati delle analisi biologiche fisiologici e comportamentali per guidare l’isolamento e l’identificazione di un composto attivo feromone. Questo metodo ha provocato la riuscita caratterizzazione dei segnali chimici che funzionano come i feromoni in una vasta gamma di specie animali. Lampreda di mare si basano su olfatto per rilevare i feromoni che mediano le risposte comportamentali o fisiologiche. Usiamo questa conoscenza della biologia dei pesci a postulare funzioni di putativi feromoni e per guidare l’isolamento e l’identificazione dei componenti attivi di feromone. Cromatografia è usata per estrarre, concentrarsi e separare composti dall’acqua climatizzata. Electro-olfactogram (EOG) registrazioni sono condotte per determinare quali frazioni elicitare risposte olfattive. Analisi comportamentale di due-scelta labirinto vengono quindi utilizzate per determinare se uno qualsiasi delle frazioni odorose sono anche relativamente al comportamento attivo e indurre una preferenza. Spettroscopici e spettrometrici metodi forniscono il peso molecolare e strutturale informazioni per assistere con la delucidazione della struttura. La bioattività dei composti puri è confermata con analisi comportamentale ed EOG. Le risposte comportamentali osservate nel labirinto, in definitiva, devono essere convalidate in un ambiente di campo per confermare la loro funzione in un ambiente naturale flusso. Queste analisi biologiche giocano un doppio ruolo per 1) guida il processo di frazionamento e 2) confermare e definire ulteriormente la bioattività di componenti isolati. Qui, segnaliamo i risultati rappresentativi di un’identificazione del feromone di lampreda di mare che esemplificano l’utilità dell’approccio frazionamento analisi biologica-guida. L’identificazione di feromoni lampreda di mare è particolarmente importante poiché una modulazione del suo sistema di comunicazione di feromone è fra le opzioni considerate per controllare la lampreda di mare dilagante in grandi laghi Medicea Laurenziana. Questo metodo può essere facilmente adattato per caratterizzare la comunicazione chimica in una vasta gamma di taxa e gettare luce sull’ecologia chimica a base acquosa.

Introduction

I feromoni sono specifici segnali chimici rilasciati dagli individui che li aiutano nell’individuazione di fonti di cibo, rilevamento di predatori e mediare le interazioni sociali di conspecifici1. Comunicazione di feromone negli insetti è stato ben studiato2; Tuttavia, l’identificazione chimica e funzione biologica dei feromoni di vertebrati acquatici non sono stati studiati come ampiamente. Conoscenza dell’identità e della funzione dei feromoni rilasciati possono essere applicati per facilitare il recupero di specie minacciate3,4 o controllo dei parassiti specie5,6. L’applicazione di queste tecniche richiedono l’isolamento e la caratterizzazione dei componenti bioattivi feromone.

Identificazione di feromone è una branca della chimica dei prodotti naturali. Progresso nella ricerca di feromone è stato parzialmente limitato a causa della natura delle molecole feromone stesse. I feromoni sono spesso instabili e rilasciato in piccole quantità, ed esistono solo alcune tecniche di campionamento per rilevare piccole quantità di volatili7,8 o9di composti solubili in acqua. Approcci per identificare i feromoni includono 1) uno screening mirato di composti conosciuti, 2) metabolomica e frazionamento 3) analisi biologica-guida. Uno screening mirato di composti noti test disponibili in commercio sottoprodotti metabolici dei processi fisiologici supposti per funzionare come i feromoni. Questo approccio è limitante perché i ricercatori possono testare solo composti noti e disponibili. Tuttavia, ha provocato l’identificazione riuscita degli ormoni sessuali nel pesce rosso che la funzione come feromoni10,11,12. Metabolomica è un secondo metodo di identificazione di feromone che contraddistingue i prodotti metabolici piccola molecola potenziale all’interno di un sistema biologico13. Un confronto dei profili metabolici dei due gruppi (cioè, un attivo contro un estratto inattivo) consente l’identificazione di un profilo metabolico potenziale da cui il metabolita viene purificato, la struttura è stata chiarita e la bioattività è confermata14. Effetti additivi o sinergici delle complesse formulazioni di miscele specifiche sono più probabili essere rilevato con metabolomica poiché i metaboliti sono considerati insieme, piuttosto che come una serie di frazioni13. Ancora, l’implementazione della metabolomica si basa sulla disponibilità di riferimenti sintetici perché i dati risultanti non facilitano la delucidazione di nuove strutture.

Frazionamento analisi biologica-guida è un approccio iterativo che si estende su due campi: chimica e biologia. Questo approccio utilizza i risultati delle analisi biologiche fisiologici e comportamentali per guidare l’isolamento e l’identificazione di un composto attivo feromone. Un estratto grezzo è frazionato da una proprietà chimica (cioè, dimensioni molecolari, polarità, ecc.) e testato con electro-olfactogram (EOG) registrazioni e/o in un’analisi biologica. I componenti bioattivi sono proiettati ripetendo questi passi di frazionamento ed EOGs e/o le analisi biologiche. Le strutture di composti attivi puri sono delucidate da metodi spettroscopici e spettrometrici, che forniscono il peso molecolare e strutturale informazioni per produrre un modello del composto da sintetizzare. Frazionamento analisi biologica-guida può produrre metaboliti diversi e potenzialmente romanzo feromoni con scheletri chimici unici che difficilmente essere predetto dalle vie biosintetiche.

Qui, descriviamo il protocollo di frazionamento analisi biologica-Guida utilizzato per isolare e caratterizzare la bioattività di lampreda di mare maschio sesso composti di feromone. La lampreda di mare (Petromyzon marinus) è un modello ideale di vertebrati di studiare comunicazione di feromone, perché questi pesci si basano molto sulla rilevazione olfattiva dei segnali chimici per mediare la loro storia di vita anadroma composto da tre fasi distinte: le larve, giovanile e adulto. Petromyzon marinus larve traforare il sedimento di corsi d’acqua dolce, subiscono una drastica metamorfosi e trasformano in novellame che migrano a un lago o un oceano dove essi parassitano pesci di host di grandi dimensioni. Dopo aver scollegato dal pesce host, gli adulti migrano indietro in flussi di deposizione delle uova, guidati dai migratori feromoni rilasciati da larve di flusso-residente15,16,17,18,19 . I maschi maturi salire verso le zone di riproduzione, rilascia un feromone sessuale multi-componente per ottenere gli accoppiamenti, in modo intermittente deporre le uova per circa una settimana e poi morire15,20. L’identificazione di feromoni lampreda di mare è importante poiché una modulazione del sistema di comunicazione di feromone è fra le opzioni considerate per controllare le lamprede di mare dilagante nel Laurentian Great Lakes21.

Protocol

Tutti i metodi descritti qui sono stati approvati dal istituzionale Animal Care e uso Comitato della Michigan State University (AUF # 03/14-054-00 e 02/17-031-00). 1. raccolta ed estrazione di lampreda di mare condizionata acqua Posto sessualmente maturi lamprede mare maschile (15-30 animali) in un serbatoio fornito con 250 L di acqua di Lago Huron aerata mantenuta a 16-18 ° C. Raccogliere l’acqua uomo-condizionato in tutto ogni sera da giugno a luglio.Nota: lamprede d…

Representative Results

Nella Figura 1è riportato un diagramma che riassume i passaggi descritti nel protocollo del frazionamento analisi biologica-guida. Il protocollo prevede passaggi per isolare e caratterizzare la struttura, la potenza olfattiva e l’attività comportamentale di 5 Petromyzon marinus putativi feromoni (Figura 2). Utilizzando la spettrometria di massa e dati NMR (Figura 3 e Figura 4</…

Discussion

Pesci vivono in un mondo chimico completo di composti ancora da identificare. Frazionamento analisi biologica-guida ha dimostrato essenziale per identificare e caratterizzare molecole bioattive che mediano molte interazioni chimiche, come quelle osservate in salmone masu31, elefanti asiatici32e lamprede di mare33, 34,35. Frazionamento analisi biologica-guida è un approccio effica…

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ringraziamo l’US Geological Survey Hammond Bay stazione biologica per l’utilizzo delle loro strutture di ricerca e il personale del U.S. Fish e Wildlife Service e della pesca e degli oceani Canada per la fornitura di lamprede di mare. Questa ricerca è stata sostenuta da sovvenzioni dalla Commissione per la pesca dei grandi laghi a Weiming Li e Ke Li.

Materials

Premium standard wall borosilicate capillaries with filament  Warner Instruments G150F-4 recording and reference electrode (OD 1.5 mm, ID 0.86 mm)
Pipette puller instrument  Narishige PC-10 pulls electrodes for EOGs
Diamond-tipped glass cutter Generic cut tip of electrodes for EOG
Borosilicate glass capillaries World Precision Instruments 1B150-4 odorant delivery tube for EOG
Recording electrode holder E Series straight body with Ag/AgCl pellet for glass capillary OD 1.5 mm Warner Instruments ESP-M15N recording electrode holder
Reference electrode holder E Series with handle with  Ag/AgCl pellet  for glass capillary OD 1.5 mm Warner Instruments E45P-F15NH reference electrode holder
1 mm pin Warner Instruments WC1-10 to bridge reference and recording electrode holders
2 mm pin Warner Instruments WC2-5 to bridge reference and recording electrode holders
Agar Sigma A1296 molten agar to fill electrodes
Potassium chloride (KCl) Sigma P9333 3M KCl to fill electrodes and electrode holders
Micropipette microfil World Precision Instruments MF28G-5 to fill electrodes and electrode holders 
L-Arginine Sigma A5006 positive control odorant for EOG
Methanol Sigma 34860
Water bath Custom made N/A holds odorants for EOG
3-aminobenzoic acid ethyl ester (MS222) Syndel USA Tricaine1G EOG anesthetic 
Gallamine triethiodide Sigma G8134-5G EOG paralytic
1 mL syringe BD Biosciences 301025 to administer paralytic
Subcutaneous needle 26G 5/8 BD Biosciences 305115 to administer paralytic
Roller clamp World Precision Instruments 14043-20 adjust flow rate of anesthic into lamprey's mouth
Sodium chloride (NaCl) J.T. Baker 3624-05 for preparation of 0.9% saline
V-shaped plastic stand as specimen stage Custom made N/A holds lamprey during EOG
Plastic trough Custom made N/A holds V-shaped plastic stand during EOG
Scalpel Blades – #11 Fine Science Tools 10011-00 for EOG dissection
Scalpel Handle – #3 Fine Science Tools 10003-12 for EOG dissection
Straight ultra fine forceps Fine Science Tools 11252-00 for EOG dissection, Dumont #5SF Forceps
Curved ultra fine forceps Fine Science Tools 11370-42 for EOG dissection, Moria MC40B
Straight pring Scissors Fine Science Tools 15003-08 for EOG dissection
Stereomicroscope Zeiss Discovery V8 for EOG dissection
Illuminator light Zeiss CL 1500 ECO for EOG dissection
Plastic tubing Generic to connect re-circulating EOG setup and water baths
Odorant delivery tubing  Custom made N/A
In line filter and gasket set Lee Company TCFA1201035A
Micromanipulators Narishige MM-3 to position electrodes and odorant delivery capillary tube
Magnetic holding devices Kanetec MB-K
Valve driver Arduino custom made to control the opening of the valve for odor stimulation
Electromagnetic valve Lee Company LFAA1201618H valve for odor stimulation
NeuroLog AC/DC amplifier Digitimer Ltd. NL106 to increase the amplitude of the elictrical signal
NeuroLog DC pre-amplifier with headstage Digitimer Ltd. NL102G to increase the amplitude of the elictrical signal
Low-pass 60 Hz filter Digitimer Ltd. NL125
Digitizer Molecular Devices LLC Axon Digidata 1440A
Dell computer (OptiPlex 745) running Axoscope data acquistion software Molecular Devices LLC AxoScope version 10.4 
Faraday cage Custom made N/A Electromagnetic noise shielding
Two-choice maze Custom made N/A waterproofed marine grade plywood covered with plastic liner
Trash pump Honda WT30XK4A fills maze with water from nearby river
Peristaltic pump with tubing Cole Parmer Masterflex 07557-00 to adminster odorants in maze
Inverter Generator  Honda EU1000i powers perstaltic pump
Release cage Custom made N/A used to acclimate lamprey in the maze
Mesh Generic used to contain the dimensions of the maze and minimize water turbulance with mesh rollers
Buckets (5 gallon) Generic to mix odorants
Flow meter Marsh-McBirney Flo-Mate 2000 to measure discharge
XAD 7 HP resin Dow chemical 37380-43-1 for extraction of conditioned water 
Methanol Sigma 34860 for extraction of conditioned water 
Water bath Yamato BM 200 for extraction of conditioned water 
Freeze dryer Labconco CentriVap  Concentrator for extraction of conditioned water 
chloroform Sigma CX1050 for isolation of fraction pools
Silica gel 70-230 mesh Sigma 112926-00-8 for isolation of fraction pools
Silica gel 230-400 mesh Sigma 112926-00-8 for isolation of fraction pools
Pre-coated silica gel TLC plates Sigma 99571 for isolation of fraction pools
anisaldehyde Sigma A88107 for isolation of fraction pools
Sephadex LH-20 GE Healthcare 17-0090-01 for isolation of fraction pools
Amberlite XAD 7 HP resin Sigma XAD7HP for extraction of conditioned water 
4, 2.5L capacity glass columns Ace Glass Inc. 5820 for extraction of conditioned water 
Acetone Sigma 650501 for extraction of conditioned water 
TQ-S TOF LC Mass spectrometer (or equivalent) Waters Co. N/A for structure elucidation
Binary HPLC pump Waters Co. 1525 for isolation of fraction pools/compounds
Agilent NMR spectrometer, 900MHz (or equivalent) Agilent N/A for structure elucidation
Rotovap drying system Buchi RII for extraction of conditioned water 
UV lamp (254 nm) Spectronics Co. ENF-240C for thin layer chromatography 

Referanslar

  1. Wyatt, T. D. . Pheromones and Animal Behavior: Chemical Signals and Signatures. , (2014).
  2. Zhu, J., et al. Reverse chemical ecology: Olfactory proteins from the giant panda and their interactions with putative pheromones and bamboo volatiles. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (46), E9802-E9810 (2017).
  3. Leal, W. S. Reverse chemical ecology at the service of conservation biology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (46), 12094-12096 (2017).
  4. Carde, R. T., Minks, A. K. Control of moth pests by mating disruption: successes and constraints. Annual Review of Entomology. 40 (1), 559-585 (1995).
  5. Witzgall, P., Kirsch, P., Cork, A. Sex pheromones and their impact on pest management. Journal of chemical ecology. 36, (2010).
  6. Cheng, Y. -. n., Wen, P., Dong, S. -. h., Tan, K., Nieh, J. C. Poison and alarm: the Asian hornet Vespa velutina uses sting venom volatiles as an alarm pheromone. Journal of Experimental Biology. 220 (4), 645-651 (2017).
  7. Howse, P., Stevens, J., Jones, O. T. . Insect Pheromones and Their Use in Pest Management. , (2013).
  8. Pizzolon, M., et al. When fathers make the difference: efficacy of male sexually selected antimicrobial glands in enhancing fish hatching success. Functional Ecology. 24 (1), 141-148 (2010).
  9. Stacey, N., Sorensen, P. . Hormones in communication | Hormonal Pheromones Encyclopedia of Fish Physiology. , (2011).
  10. Kobayashi, M., Sorensen, P. W., Stacey, N. E. Hormonal and pheromonal control of spawning behavior in the goldfish. Fish Physiology and Biochemistry. 26 (1), 71-84 (2002).
  11. Stacey, N. Hormonally-derived pheromones in teleost fishes. Fish Pheromones and Related Cues. , 33-88 (2015).
  12. Kuhlisch, C., Pohnert, G. Metabolomics in chemical ecology. Natural Product Reports. 32 (7), 937-955 (2015).
  13. Prince, E. K., Pohnert, G. Searching for signals in the noise: metabolomics in chemical ecology. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 396 (1), 193-197 (2010).
  14. Teeter, J. Pheromone communication in sea lampreys (Petromyzon marinus): implications for population management. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 37 (11), 2123-2132 (1980).
  15. Moore, H., Schleen, L. Changes in spawning runs of sea lamprey (Petromyzon marinus) in selected streams of Lake Superior after chemical control. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 37 (11), 1851-1860 (1980).
  16. Vrieze, L. A., Bergstedt, R. A., Sorensen, P. W. Olfactory-mediated stream-finding behavior of migratory adult sea lamprey (Petromyzon marinus). Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 68, (2011).
  17. Wagner, C. M., Jones, M. L., Twohey, M. B., Sorensen, P. W. A field test verifies that pheromones can be useful for sea lamprey (Petromyzon marinus) control in the Great Lakes. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 63 (3), 475-479 (2006).
  18. Wagner, C. M., Twohey, M. B., Fine, J. M. Conspecific cueing in the sea lamprey: do reproductive migrations consistently follow the most intense larval odour?. Animal Behaviour. 78, (2009).
  19. Siefkes, M. J., Winterstein, S. R., Li, W. Evidence that 3-keto petromyzonol sulphate specifically attracts ovulating female sea lamprey Petromyzon marinus. Animal Behaviour. 70, (2005).
  20. Siefkes, M. J., Steeves, T. B., Sullivan, W. P., Twohey, M. B., Li, W. Sea lamprey control: past, present, and future. Great Lakes Fisheries Policy and Management. , 651-704 (2013).
  21. Li, K., et al. Three Novel Bile Alcohols of Mature Male Sea Lamprey (Petromyzon marinus) Act as Chemical Cues for Conspecifics. Journal of Chemical Ecology. 43 (6), 543-549 (2017).
  22. Hird, S. J., Lau, B. P. -. Y., Schuhmacher, R., Krska, R. Liquid chromatography-mass spectrometry for the determination of chemical contaminants in food. TRAC Trends in Analytical Chemistry. 59, 59-72 (2014).
  23. Little, J. L., Williams, A. J., Pshenichnov, A., Tkachenko, V. Identification of "known unknowns" utilizing accurate mass data and ChemSpider. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 23 (1), 179-185 (2012).
  24. Beckonert, O., et al. Metabolic profiling, metabolomic and metabonomic procedures for NMR spectroscopy of urine, plasma, serum and tissue extracts. Nature Protocols. 2 (11), 2692 (2007).
  25. Kaiser, B., Wright, A. . Draft Bruker XRF Spectroscopy User Guide: Spectral Interpretation and Sources of Interference. , (2008).
  26. Breitmaier, E., Sinnema, A. . Structure Elucidation by NMR in Organic Chemistry: A Practical Guide. , (1993).
  27. Seco, J. M., Quinoá, E., Riguera, R. The assignment of absolute configuration by NMR. Chemical Reviews. 104 (1), 17-118 (2004).
  28. Li, K., et al. Bile Salt-like Dienones Having a Novel Skeleton or a Rare Substitution Pattern Function as Chemical Cues in Adult Sea Lamprey. Organic Letters. , (2017).
  29. Li, K., Buchinger, T. J., Li, W. Discovery and characterization of natural products that act as pheromones in fish. Natural Product Reports. , (2018).
  30. Yambe, H., et al. L-Kynurenine, an amino acid identified as a sex pheromone in the urine of ovulated female masu salmon. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15370-15374 (2006).
  31. Rasmussen, L., Lee, T. D., Zhang, A., Roelofs, W. L., Daves, G. D. Purification, identification, concentration and bioactivity of (Z)-7-dodecen-1-yl acetate: sex pheromone of the female Asian elephant, Elephas maximus. Chemical Senses. 22 (4), 417-437 (1997).
  32. Sorensen, P. W., et al. Mixture of new sulfated steroids functions as a migratory pheromone in the sea lamprey. Nature Chemical Biology. 1 (6), 324-328 (2005).
  33. Hoye, T. R., et al. Details of the structure determination of the sulfated steroids PSDS and PADS: New components of the sea lamprey (Petromyzon marinus) migratory pheromone. The Journal of organic chemistry. 72 (20), 7544-7550 (2007).
  34. Fine, J. M., Sorensen, P. W. Isolation and biological activity of the multi-component sea lamprey migratory pheromone. Journal of Chemical Ecology. 34 (10), 1259-1267 (2008).
  35. De Buchinger, T. J., Wang, H., Li, W., Johnson, N. S. Evidence for a receiver bias underlying female preference for a male mating pheromone in sea lamprey. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 280, (2013).
  36. De Bruyne, M., Baker, T. Odor detection in insects: volatile codes. Journal of Chemical Ecology. 34 (7), 882-897 (2008).
  37. Bradshaw, J., Baker, R., Lisk, J. Separate orientation and releaser components in a sex pheromone. Nature. 304 (5923), 265-267 (1983).
  38. Linn, C., Campbell, M., Roelofs, W. Pheromone components and active spaces: what do moths smell and where do they smell it. Science. 237 (4815), 650-652 (1987).

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Scott, A. M., Li, K., Li, W. The Identification of Sea Lamprey Pheromones Using Bioassay-Guided Fractionation. J. Vis. Exp. (137), e58059, doi:10.3791/58059 (2018).

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