Nous présentons ici une méthode facile à utiliser et polyvalente pour exécuter direct imaging des processus de développement en général et muscle-tendon morphogenèse en particulier la vie pupes de drosophile .
Ainsi que les tendons et le squelette, les muscles aux animaux dont les humains pour déplacer leurs parties du corps. Morphogenèse de muscle est hautement conservée des animaux aux humains. Par conséquent, le puissant système de modèle drosophile permet d’étudier les concepts du développement de muscle-tendon qui peut également être appliquée à la biologie du muscle humain. Ici, nous décrivons en détail comment la morphogénèse du système tendon-muscle adulte peut être facilement photographiée sur la vie, développer des pupes de drosophile . Donc, la méthode permet d’enquêter sur les protéines, les cellules et les tissus dans leur environnement physiologique. Outre un protocole étape par étape avec des conseils utiles, nous donnent un aperçu complet des protéines de marqueur fluorescent étiqueté qui conviennent pour l’étude du système tendon-muscle. Pour mettre en évidence les multiples applications du protocole, nous montrer des films exemple allant de visualisation d’événements morphogénétiques à long terme – qui se produisent à l’échelle de temps des heures et des jours – à la visualisation des manoeuvres dynamiques comme les contractions musculaires qui se produisent sur une échelle de temps de secondes. Globalement, ce protocole devrait permettre au lecteur de concevoir et de réaliser des expériences d’imagerie live pour enquêter sur la morphogenèse muscle-tendon dans l’organisme intact.
L’appareil muscle-tendon permet aux animaux dont les humains pour déplacer leurs parties du corps. Les blocs de construction moléculaires du système tendon-muscle sont très conservés. Par conséquent, concepts du développement de muscle-tendon pertinente pour la biologie du muscle humain, par exemple la morphogenèse muscle muscle-tendon et l’auto-organisation myofibrillaire, peuvent être étudiés à l’aide de Drosophila melanogaster comme un facilement accessible système de modèle. Le système de pupes de drosophile a plusieurs avantages expérimentales. Tout d’abord, au stade nymphal – lorsque les muscles adultes sont constitués – l’organisme est sessile et donc faciles à l’image sur un microscope pendant des heures voire des jours. En second lieu, forme beaucoup de muscles assez sous la surface de pupe proche de sorte qu’ils peuvent être photographiés à l’intérieur de l’organisme intact, partiellement translucide. Troisièmement, les muscles peuvent être étudiées dans leur environnement naturel, où ils sont connectés à l’exosquelette formant par l’intermédiaire de cellules de tendon et tension des tissus est construite. Ce n’est pas possible dans les systèmes de culture des cellules musculaires. Et enfin, il existe une pléthore d’outils génétiques chez la drosophile. Parmi ceux-ci figurent plusieurs marqueurs fluorescent étiquetés permettant l’étiquetage des types spécifiques de cellules ou structures subcellulaires d’imagerie in vivo.
Le tableau 1 résume les principaux marqueurs utilisés pour l’étude de la morphogénèse de muscle-tendon. Il comprend les marqueurs surexprimés utilisant le système GAL4-UAS1 et endogène tag protéines marqueurs2,3,4. L’avantage du GAL4-UAS-système est que les marqueurs sont généralement exprimés à des niveaux élevés, ayant pour résultat un signal fort qui peut facilement être photographié en entier-Montez pupes. En outre, spécificité tissulaire est possible en choisissant soigneusement les pilotes GAL4. L’avantage des protéines de fusion exprimés sous contrôle endogène est que la dynamique des protéines respectifs peut être étudiés en vivo, elles aussi peuvent être utilisés comme marqueurs pour différents types de cellules ou structures subcellulaires spécifiques, par exemple, ΒPS-intégrine-GFP pour sites d’attachement musculaires. Ensemble, ces marqueurs offrent une grande flexibilité dans la conception expérimentale et le choix des problèmes de recherche qui peut être résolu maintenant et dans l’avenir.
Structure de l’étiquette | Marqueur | Expression et localisation | Classe | Numéro de stock | Commentaire | Réf. | ||||||
Muscle | Mef2-GAL4 | tous les myoblastes et tous les muscles à tous les stades | GAL4 ligne | BL 27390 | 5 | |||||||
1151-GAL4 | précurseurs de muscle adulte et des myotubes début jusqu’à ≈24 h CSA | Ligne de GAL4, piège d’enhancer | – | 6 | ||||||||
Act79B-GAL4 | sauter le muscle à la différenciation | GAL4 ligne | – | 7 | ||||||||
Act88F-GAL4 | muscles de vol indirect à partir de ≈14 h CSA | GAL4 ligne | – | 7 | ||||||||
Act88F– Cameleon 3.1 | muscles de vol indirect à partir de ≈14 h CSA | Enhancer Act88F / promoteur conduite Cameleon 3.1 | – | Ca2 + indicateur | 8 | |||||||
Act88F-GFP | muscles de vol indirect à partir de ≈14 h CSA | GFP-fusion (mouche TransgeneOme ligne) | fTRG78 et fTRG10028 | 4 | ||||||||
Lui– nls-GFP | précurseurs de muscle adulte, nucléaires, jusqu’à ≈24 h CSA dans les muscles de vol indirect | Enhancer/promoteur avec journaliste nls-GFP | – | fragment de renforceur de 1,5 kb | 9 | |||||||
MHC-Tau-GFP | microtubules dans les modèles de DLM et pour différencier les muscles | Enhancer/promoteur avec journaliste Tau-GFP | BL 53739 | 10 | ||||||||
ΒTub60D-GFP | microtubules dans les myotubes (par exemple dans les muscles du vol indirect de h ≈14 AFP, diminuant fortement après ≈48 h CSA) | GFP-fusion (mouche TransgeneOme ligne) | fTRG958 | 4 | ||||||||
MHC-GFP (weeP26) | sarcomères (filament épais) dans tous les muscles du corps (par exemple dans les muscles de vol indirect à partir de ≈30 h CSA) | GFP-piège | – | Utilisez hétérozygote, un sous-ensemble de l’isoforme des étiquettes | 11 | |||||||
SLS-GFP | sarcomères (Z-disque) dans tous les muscles du corps (par exemple dans les muscles de vol indirect à partir de ≈30 h CSA) | GFP-trap (ligne FlyTrap) | – | G53, utilisation hétérozygote | 2 | |||||||
Zasp66-GFP | Z-disque dans tous les muscles du corps | GFP-trap (ligne FlyTrap) | BL 6824 | ZCL0663 | 2 , 12 | |||||||
Zasp52-GFP | Z-disque dans tous les muscles du corps | GFP-trap (ligne FlyTrap) | BL 6838 | G00189 | 2 , 12 | |||||||
HTS-GFP | liaison de l’actine ; exprimée dans l’épithélium, les myoblastes et les myotubes | GFP-fusion (mouche TransgeneOme ligne) | fTRG585 | 4 | ||||||||
Dlg1-GFP | jonctions de cellules épithéliales, les myoblastes et les membranes dans les muscles à tous les stades | GFP-fusion (mouche TransgeneOme ligne) | fTRG502 | 4 | ||||||||
Site d’attachement de muscle | ΒPS-intégrine-GFP | sites d’attachement (p. ex., départ ≈18 h AFP dans les muscles de vol indirect) de muscle. | GFP-knock-in | – | 13 | |||||||
Talin-GFP et mCherry- | sites d’attachement (p. ex., départ ≈18 h AFP dans les muscles de vol indirect) de muscle. | GFP-trap (ligne MiMIC) | – | 3 | ||||||||
Talin-GFP | sites d’attachement (p. ex., départ ≈18 h AFP dans les muscles de vol indirect) de muscle. | GFP-fusion (mouche TransgeneOme ligne) | fTRG587 | 4 | ||||||||
ILK-GFP | sites d’attachement (p. ex., départ ≈18 h AFP dans les muscles de vol indirect) de muscle. | GFP-trap (ligne FlyTrap) | Kyoto 110951 (ZCL3111) | ZCL3111, ZCL3192 | 2 | |||||||
Vinc-GFP et – DP | sites d’attachement (p. ex., départ ≈18 h AFP dans les muscles de vol indirect) de muscle. | GFP-fusion (transgène) | – | 13 | ||||||||
Tendon | SR-GAL4 | cellules de tendon de thorax, tout au long de la chrysalide | Ligne de GAL4, piège d’enhancer | BL 26663 | homozygotes létale | 14 | ||||||
Musculaires et tendineuses | DUF-GAL4 | muscles et épithéliums, précoce | GAL4 ligne | BL 66682 | kirre-rP298, marqueur de cellules fondateur | 15 | ||||||
SAMU-reporters | SAMU– GFP-Gma | liaison de l’actine | Ligne de SAMU | BL 31776 | domaine de liaison de l’actine de la moésine fusionnée à la GFP | 16 | ||||||
SAMU– mCherry-Gma | liaison de l’actine | Ligne de SAMU | – | GMA fusionnée à mCherry | 17 | |||||||
SAMU- Lifeact-GFP | liaison de l’actine | Ligne de SAMU | BL 35544 | 18 | ||||||||
SAMU– Lifeact-Ruby | liaison de l’actine | Ligne de SAMU | BL 35545 | 18 | ||||||||
SAMU-CD8-GFP | liaison de la membrane | Ligne de SAMU | divers stocks, par exemple : BL 32184 | 19 | ||||||||
SAMU-CD8-mCherry | liaison de la membrane | Ligne de SAMU | BL 27391 et 27392 | 20 | ||||||||
SAMU-palm-mCherry | liaison de la membrane par l’intermédiaire de palmitoylation | Ligne de SAMU | BL 34514 | SAMU– brainbow | 21 |
Tableau 1 : Tag fluorescent marqueurs protéiques pour l’étude muscle-tendon morphogenèse in vivo.
Ici, nous décrivons en détail comment l’imagerie de la morphogénèse du muscle-tendon en nymphes vivantes peut être effectuée facilement et avec succès (Figure 1). Alternativement, les pupes peuvent être fixés, disséqué et immunomarquage, qui permet en utilisant des anticorps d’également étiqueter les protéines pour lesquelles aucun vivre marqueurs sont disponibles22. Dans ce cas, la qualité d’image est généralement plus élevée, car il n’y a pas de mouvement et la structure d’intérêt peut être placée à proximité immédiate de la lamelle. Cependant, dissection et fixation peuvent mener aux dommages et moléculaire ou dynamique du tissu, par exemple, musculaires, ne peut être étudiée dans l’organisme vivant.
Le protocole présenté décrit l’image morphogenèse de muscle-tendon vie pupes de drosophile en utilisant une variété de protéines fluorescent étiquetées. Cette in vivo stratégie d’imagerie peut être utilisé pour étudier les processus de développement dans leur milieu naturel de l’organisme tout entier.
Il est crucial pour une expérience réussie trouver le point du développement de bonne heure à analyser. Par exemple, les muscles du vol indirect dorsolongitudinaux initialisent attachement à leurs cibles de tendon à ≈16 h CSA23 tandis que les muscles abdominaux se développent plus tard et les attachent aux deux extrémités qu’entre 30 et 40 h CSA26. Par conséquent, littérature publiée antérieurement doit être utilisée pour trouver les points de bon moment de développement pour analyser ou, si le tissu ou une structure d’intérêt n’a pas été étudiée en détail avant, le développement global doit être caractérisé d’abord.
Pour les nymphes de montage avec succès sur les glissières en plastique sur mesure, il est important que les rainures ont une taille convenable : le rainures doivent être 1,0-1,5 mm de large et 0,3 – 0,4 mm de profondeur. Cette profondeur permet d’ajuster la distance précise de la lamelle supérieure avec entretoise lamelles selon les besoins. Toutefois, au moins une entretoise lamelle devrait servir à éviter de vider le glycérol à 50 % de l’échantillon par des forces capillaires. Le positionnement correct de la pupe dans la rainure nécessite certaines expérience et doivent être optimisées de telle sorte que la structure d’intérêt est aussi proche que possible de la lamelle.
Si un grand nombre de nymphes est censé être photographiée sur la session d’un microscope, ils peuvent tous être montés au préalable et ensuite conservées dans un incubateur jusqu’à l’imagerie afin d’assurer la bonne synchronisation du développement. Les pupes devraient survivre à l’ensemble de la procédure et aussi au moins essayer d’eclose si gardé sur la diapositive après l’imagerie. Le taux de survie peut servir comme une lecture pour vérifier si les conditions d’imagerie nuisent les pupes.
Les paramètres d’imagerie doivent être choisis avec soin selon les conditions expérimentales. Pour les films à court terme, une fréquence d’images élevée par rapport à un rapport signal sur bruit élevé doit être équilibré, alors que la puissance relativement élevée de laser peut être utilisé sans endommager les pupes trop. Toutefois, pour les films à long terme, la puissance du laser doit être maintenu à un niveau modéré et les pupes ne doivent pas être photographiés en permanence mais plutôt à certains moments, par exemple, toutes les 20 min. Pour vous assurer que la structure d’intérêt ne se déplace pas hors du champ de vision, il peut être nécessaire de réajuster le positionnement de la z-pile entre points dans le temps. À notre connaissance, l’ouverture de la pupe en soi n’affecte pas calendrier du développement. Toutefois, une étape à température contrôlée devrait servir pour films à long terme pour assurer la bonne synchronisation du développement. Gardant ces considérations à l’esprit, très instructifs films peuvent être acquises.
Le protocole présenté permet de visualiser non seulement morphogenèse de muscle-tendon, mais aussi d’autres tissus en voie de développement, par exemple, l’aile épithélium29. Seulement trois modifications au présent protocole sont requises : (1) ouverture de la pupe au-dessus de l’aile au lieu du thorax ou l’abdomen, (2) positionnement des nymphes avec l’aile vers la lamelle supérieure et (3) l’utilisation de marqueur fluorescent différentes protéines. Avec l’avancement de la technologie CRISPR/Cas9, plus endogène étiquetés protéines fluorescentes seront disponibles, parce qu’il est devenu plus simple cibler des loci endogènes chez Drosophila30,31 , 32. dans l’avenir, ce qui permettra d’élucider la dynamique de nombreuses protéines, de cellules et de tissus ensemble dans leur environnement physiologique en détail.
The authors have nothing to disclose.
Nous remercions Manuela Weitkunat pour l’acquisition de film S3. Nous sommes reconnaissants à Reinhard Fässler pour le soutien généreux. Ce travail a été soutenu par l’EMBO Young Investigator programme (F.S.), le Conseil européen de la recherche au titre du septième Programme-cadre de l’Union européenne (FP/2007-2013) / ERC Grant 310939 (F.S.), la Société Max Planck (S.B.L., F.S.), le Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS) (F.S.), l’initiative d’excellence Aix-Marseille Université AMIDEX (F.S.), le LabEX-INFORM (F.S.) et le Fonds de Ingelheim Boehringer (S.B.L.).
Stereomicroscope | Leica | MZ6 | product has been replaced by Leica M60 |
fly food in bottles (or vials) | – | – | standard culture medium |
paint brush | da Vinci | 1526Y | size 1 |
microscope slides | Thermo Scientific | VWR: 631-1303 | 76 x 26 mm |
double-sided tape (optional) | Scotch | 6651263 | 12 mm x 6.3 m |
petri dishes | Greiner Bio-One | 632102 | 94 x 16 mm |
paper tissues | Th.Geyer | 7695251 | |
forceps #5 (Dumont, inox, standard) | Fine Science Tools | 11251-20 | 0.1 mm x 0.06 mm tip |
forceps #5 (Dumont, inox, biology grade) | Fine Science Tools | 11252-20 | 0.05 mm x 0.02 mm tip |
Cohan-Vannas spring scissors | Fine Science Tools | 15000-02 | straight tip |
plastic slides with a groove (reusable) | custom-built | – | 75 x 26 x 4 mm plexi glass slide with 1.0-1.5 mm wide and 0.3-0.4 mm deep groove |
coverslips | Marienfeld | 107032 | 18 x 18 mm, No. 1.5H |
glycerol | Sigma-Aldrich | 49781 | dilute to 50 % in water |
adhesive tape | Tesa | 57370-02 | 1.5 mm x 10 m |