Cochlear Implantation in the Guinea Pig

Clemens Honeder; Navid Ahmadi; Anne-Margarethe Kramer; Chengjing Zhu; Nodir Saidov; Christoph Arnoldner

doi:10.3791/56829

JoVE Journal > Medicine

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Tıp

Impianto cocleare nella cavia

Published: June 15, 2018

doi:

10.3791/56829

Clemens Honeder*¹, Navid Ahmadi*¹, Anne-Margarethe Kramer², Chengjing Zhu¹, Nodir Saidov¹, Christoph Arnoldner¹

¹Department of Otorhinolaryngology, Head and Neck Surgery,Medical University of Vienna, ²Department of Biomedical Research,Medical University of Vienna

Özet

L’obiettivo del presente protocollo è quello di fornire un modello animale di impianto cocleare, che può essere utilizzato per affrontare una moltitudine di domande di ricerca. Le applicazioni potenziali includono la valutazione degli interventi farmaceutici o stimolazione elettrica per effetti benefici sulle soglie uditive o impedenze elettrodo.

Abstract

Gli impianti cocleari sono dispositivi altamente efficiente che possono ripristinare l’udito in soggetti con ipoacusia profonda. A causa dei risultati di percezione vocale migliorata, criteri di candidatura sono stati ampliati nel corso degli ultimi decenni. Questo include i pazienti con udito residuo sostanza che beneficiano di stimolazione elettrica e acustica dell’orecchio stesso, che rende la preservazione dell’udito durante l’impianto cocleare una questione importante. Impedenze elettrodo e il problema correlato del consumo di energia è un altro campo di ricerca più importanti, come i progressi in questo settore potrebbero spianare la strada per la protesi acustica completamente impiantabile. Per risolvere questi problemi in modo sistematico, modelli animali adeguate sono essenziali. Pertanto, l’obiettivo del presente protocollo è quello di fornire un modello animale di impianto cocleare, che può essere utilizzato per affrontare varie domande di ricerca. A causa della sua grande bulla timpanica, che permette un facile accesso chirurgico all’orecchio interno, come pure la sua gamma di udienza che è relativamente simile all’intervallo di udienza degli esseri umani, la cavia è una specie comunemente utilizzate nella ricerca uditiva. L’impianto cocleare nella cavia è realizzato tramite un approccio retroauricular. Attraverso la bullostomy un cochleostomy è forato e l’elettrodo di impianto cocleare è inserito nel tympani di scala. Questo elettrodo può essere utilizzato quindi per stimolazione elettrica, determinazione delle impedenze elettrodo e la misura dei potenziali d’azione composti del nervo uditivo. Oltre a queste applicazioni, impianto cocleare elettrodi utilizzabile anche come dispositivi di somministrazione del farmaco, se una consegna d’attualità degli agenti farmaceutici alle cellule o fluidi dell’orecchio interno sono destinati.

Introduction

Più di 500 milioni di persone nel mondo soffrono di perdita dell’udito. ¹ . Impaired udienza è stato collegato ad un più alto tasso di depressione, bassa autostima e inferiori sentimenti di autostima, che portano al peggioramento della qualità della vita tutte. ² mentre apparecchi acustici sono un modo adeguato per ripristinare la funzione sensitiva nei casi di moderata perdita dell’udito, la modalità di trattamento più efficace per i pazienti affetti da ipoacusia profonda è l’impianto cocleare (IC). Dovuto i risultati eccellenti per quanto riguarda la percezione del linguaggio, criteri di candidatura per l’impianto cocleare ora inoltre includono i pazienti dis che hanno notevole residuo dell’udito della regione di bassa frequenza, ma non beneficiano di apparecchi acustici. ³ dal momento che questi pazienti possono uso combinato di stimolazione elettrica e acustica nell’orecchio impiantato, preservazione dell’udito è diventata una questione importante per i chirurghi CI. Durante l’impianto cocleare, un array di elettrodi viene inserito nel tympani di scala della coclea, dove stimola elettricamente il nervo uditivo. ⁴ il trauma di inserimento elettrodo pone un rischio per l’udito residuo e induce la fibrosi, che aumenta le impedenze elettrodo e consumo della batteria dell’impianto. Così, modelli per lo studio di interventi farmaceutici che possono ridurre la perdita della capacità uditiva e la fibrosi causata tramite l’inserzione dell’elettrodo sono essenziali.

La cavia è un modello animale adatto e conveniente per il CIs, a causa del più facile e più riproducibile accesso chirurgico all’orecchio interno rispetto ai gerbilli, ratti o topi. ⁵ ^, ⁶ ^, ⁷ ^, ⁸ inoltre, la gamma di udienza di questa specie è relativamente paragonabile per l’udito umano. ⁹ le specie più grandi come gatti o scimmie, che sono stati utilizzati per indirizzo ricerche specifiche domande relative al CIs, non rappresentano una scelta ragionevole per la maggior parte CI studi per motivi sia etici che finanziarie. ¹⁰ ^, ¹¹

In sintesi, la cavia è un modello affidabile e relativamente conveniente per valutare gli effetti degli interventi farmacologici nella regolazione dell’impianto cocleare.

Protocol

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dal comitato locale benessere degli animali e il Ministero federale austriaco per economia, scienza e ricerca. 1. preparare l’attrezzatura e la configurazione necessaria per chirurgia Posizionare il microscopio operatorio, trapano, piastra riscaldante e pulsossimetro per consentire facile ed efficiente movimentazione durante la chirurgia. Controllare il funzionamento dei dispositivi basati sul manuale del produttore. Assicurarsi che la piastra riscaldante è impostata a 38 ° C al fine di proteggere l’animale da ipotermia durante l’intervento chirurgico. Mettere su un cappuccio e una maschera. Eseguire la disinfezione chirurgica delle mani. Lavarsi le mani accuratamente con il sapone. Asciugare le mani e quindi utilizzare un disinfettante alcolico per disinfettare le mani. Indossare guanti dopo che le mani siano asciutte. Preparare gli strumenti chirurgici sterilizzati e le attrezzature necessarie per l’impianto cocleare. Vedi la Tabella materiali per gli strumenti chirurgici e attrezzature utilizzate per l’impianto di CI di cavia in questo protocollo. Quando si intendono misure di potenziale di azione composto (CAP), preparare un pezzo di circa 3,5 cm di lunghezza del filo d’oro isolato in Teflon rimuovendo con attenzione parti dell’isolamento da entrambe le estremità usando un micro forcipe (circa 3 mm da un’estremità e 5 mm dal l’altra estremità). Preparare un secondo pezzo di filo d’oro (circa 2,5 cm) con estremità non isolata di circa 5 mm. posto i fili disposti in alcol o disinfettante. 2. anestesia, farmaci e preparazione degli animali Pesare l’animale.Nota: Gli animali utilizzati sono femmina Dunkin-Hartley albino cavie. Il peso degli animali usati, che sono circa 4-6 settimane di vita, varia da 300 a 400 g. Preparare gli anestetici e medicinali necessari per la chirurgia in base al peso dell’animale. Preparare 0,72 mL della miscela anestetica, consistente di ketamina 0,06 mL (100 mg/mL), medetomidina 0,18 mL (1 mg/mL), 0,12 mL di midazolam (5 mg/mL) e 0,36 mL di fentanyl (50 µ g/mL) per la chirurgia su una cavia di 400g. Vedere la tabella 1 per dosi basata sul peso degli anestetici. Iniettare la miscela di ketamina, medetomidina, midazolam e fentanil per via sottocutanea per il cuscinetto di grasso nel collo dell’animale usando un ago 27G. Vedere tabella 1 per peso base dosi degli anestetici. Coprire la gabbia e lasciare l’animale in un posto tranquillo per 10 min prima di procedere. Lubrificare gli occhi dell’animale e mantenerli lubrificati durante l’intera procedura. Radere la testa dell’animale, concentrandosi sulla regione retroauricular per consentire un sufficiente accesso chirurgico alla bulla. Posizionare l’animale sulla piastra di riscaldamento in posizione prona e assicurarsi che l’animale non è a diretto contatto con la piastra di riscaldamento per evitare ustioni termiche. Posizionare la sonda dell’ossimetro di impulso su un piede dell’animale. Quindi aprire con cautela la bocca dell’animale con un laringoscopio piccolo e pulito che l’intera cavità orale dal cibo riposa utilizzando un pollone. Tenere la bocca dell’animale aperto con il laringoscopio. Inserire con cura un tubo di stomaco nell’esofago dell’animale e spingere lentamente in direzione dello stomaco fino a quando si avverte una resistenza. Monitorare l’O2-saturazione dell’animale per assicurarsi che il tubo di stomaco non è nella trachea. Rimuovere il tubo di stomaco se c’è una diminuzione nella saturazione di O2 e riprovare dopo che l’animale è completamente ossigenato. Iniettare una miscela di soluzione fisiologica, glucosata al 5% ed enrofloxacina il cuscinetto di grasso nel collo dell’animale usando un ago di 23 G. Utilizzare disinfettante alcolico per disinfettare le mani nuovamente. Indossare guanti puliti nuovi. Preparare il campo operatorio con alternanza di scrub di povidone iodio e 70% di etanolo e coprire l’animale. Uso autoadesivi tende o asciugamano morsetti per assicurarsi che solo il campo chirurgico rimane scoperto durante la procedura. Per via sottocutanea iniettare 0,1 mL di soluzione di lidocaina 2% nell’area dell’incisione pianificata per l’anestesia locale sufficiente e posizionare l’animale lateralmente. Ri-dosare l’animale con ¼ della dose iniziale della miscela anestetica ogni 30 min dopo la prima iniezione per mantenere l’anestesia sufficiente. 3. cocleare Eseguire un’incisione di circa 2-3 cm della pelle 3-5 mm posteriore a pinna usando un bisturi. Utilizzare cauterio bipolare quando necessario ridurre al minimo il sanguinamento.Nota: Profondità anestetica dovrebbe essere confermata dalla mancanza di recesso pedale prima la prima incisione. Questo test deve essere ripetuto ogni 15-20 minuti per controllare la profondità anestetica durante tutta la procedura. Tagliare con cura i muscoli nella zona retroauricular dopo palpating la bulla uditiva usando un bisturi 15 o forbici chirurgiche.Nota: Palpare la bulla uditiva come una protuberanza sotto i muscoli. Sezionare i muscoli dal bulla spingendo delicatamente da parte utilizzando un raspatory o un batuffolo di cotone. Utilizzare un riavvolgitore per esporre l’intera lunghezza dell’incisione e hanno libero accesso a bulla. Utilizzare la punta di un bisturi 15 per un foro nel bulla. Ruotare delicatamente il bisturi, fino a quando l’osso è perforato per consentire l’ispezione di strutture dell’orecchio medio. Ingrandire il bullostomy come necessaria per assicurarsi che il giro basale della coclea e la nicchia della finestra rotonda possa essere visualizzata in modo adeguato. Posizionare la testa dell’animale in posizione flessa per poter accedere a queste strutture. Coprire l’area di bullostomy con un piccolo pezzo di un impacco per impedire l’esecuzione all’orecchio medio di sangue e liquido extracellulare.Nota: La posizione flessa della testa può ostruire le vie respiratorie dell’animale. Di conseguenza, la saturazione di ossigeno dell’animale deve essere controllato frequentemente. Posizionare l’animale in posizione prona. Esporre il vertice dell’animale eseguendo un’incisione rettangolare e togliendo la pelle. Sezionare il periostio e pulire l’osso da qualsiasi altro tipo di tessuto o di sangue usando un bisturi. Quando si intendono misure CAP, terminare la preparazione del teflon isolati 3,5 cm oro filo formando un piccolo gancio con un forcipe micro all’estremità del filo, che è stato non isolato per 3 mm. Quando si intendono misure CAP, Guida alla fine del filo d’oro, che è stato non isolata per 5 mm, per via sottocutanea al vertice attraverso un catetere venoso periferico di 18 G utilizzando un micro forcipe. Utilizzare un altro micro forcipe con l’altra mano per guidare l’uncino estremità del filo con attenzione all’orecchio medio. Quando si intendono misure CAP, flettere la testa dell’animale per visualizzare l’area della nicchia finestra rotonda attraverso la bullostomy. Usare l’altra mano per agganciare il filo d’oro per la protuberanza ossuta della nicchia finestra rotonda utilizzando un micro forcipe. Mantenere leggera tensione presso il filo d’oro e fissarlo sull’orlo cranica della bullostomy con 10-15 µ l di colla tessuto utilizzando una siringa da 1 mL con ago 27G. Evitare lo spostamento di colla nell’orecchio centrale. Vedere la Figura 1 per ottenere un’immagine intraoperatoria della zona finestra rotonda con il filo d’oro in situ. Quando si intendono misure CAP, collegare l’estremità non isolata del filo d’oro per l’attrezzatura utilizzata per misurare i potenziali uditivi ed eseguire misurazioni di base CAP. Vedere Honeder et al., 2016, per una descrizione dettagliata delle misure CAP ordinariamente effettuate nel nostro laboratorio. 12 Posizionare l’animale in posizione prona. Praticare 2 fori 1 mm in avanti facendo la sutura di lambda utilizzando una bava di 1 mm senza causare danni al dura. Impianto 2 viti in acciaio inox 2mm nel cranio.Nota: Le viti servono come punti di fissaggio per il connettore dell’elettrodo. Adattare la distanza tra le viti rispetto alla dimensione del connettore. Utilizzare un catetere venoso periferico di 18 G per guidare l’elettrodo dal connettore di bulla in uno strato di tessuto più vicino il cranio come possibile. Mescolare la polvere di cemento dentale con il fluido per polvere di cemento dentale con una spatola secondo il manuale del produttore. Posto 0.5 – 0.7 mL di cemento dentale semifluido tra le viti utilizzando una spatola. Posizionare il connettore dell’elettrodo tra le viti. Mantenere il connettore in posizione fino a quando il cemento dentale è indurito. Assicurarsi che le viti sono incassate dal cemento per consentire la fissazione stabile del connettore. Posizionare l’animale lateralmente. Trapano con attenzione il cochleostomy 1 mm dalla nicchia finestra rotonda utilizzando una sfera diamantata 0,5 mm a una velocità di rotazione di 5000 giri al minuto. Inserire con cautela l’elettrodo al tympani di scala ad una profondità di 4 mm. Ritirare l’elettrodo e ripetere l’inserimento. Vedere la Figura 2 per l’elettrodo utilizzato per l’impianto cocleare cavia. Utilizzando un ago dritto, sigillare la zona cochleostomy con un piccolo pezzo di muscolo. Difficoltà l’elettrodo sull’orlo cranica della bullostomy con 10 µ l di colla tessuto utilizzando una siringa da 1 mL con ago 27G. Preparare il cemento dentale come accennato in 3.14. Chiudere accuratamente il bullostomy con circa 0,3 mL di cemento dentale utilizzando una spatola. Chiudere l’incisione retroauricular utilizzando suture assorbibili 5-0. Ruotare l’animale nella posizione incline. Quando si intendono misure CAP, afferrare il bordo posteriore dell’incisione rettangolare al vertice dell’animale utilizzando un tessuto forcipe. Utilizzare una forbice con l’altra mano per fare un tunnel sottocutaneo di circa 2 cm di lunghezza del collo dell’animale. Quando si intendono misure CAP, impiantare il filo 2,5 cm oro per via sottocutanea nel collo dell’animale utilizzando una pinza. Saldare l’estremità più corta non isolata al designato pin del connettore sul vertice dell’animale. Quando si intendono misure CAP, saldare l’elettrodo di nicchia della finestra rotonda (filo d’oro) per il pin del connettore sul vertice dell’animale. Applicare una quantità aggiuntiva di cemento dentale nella parte superiore del connettore per coprire integralmente i perni isolati e l’elettrodo. Quando si intendono misure CAP, eseguire misurazioni postoperatorie secondo il protocollo di ricerca. 4. postoperatoria Applicare atipamezolo e flumazenil per via sottocutanea dopo la chirurgia e le misurazioni per antagonizzare l’anestesia. Applicare la soluzione fisiologica come sostituzione fluido per sostenere il recupero dell’animale dalla chirurgia. Metti l’animale sotto una lampada di riscaldamento finché ha recuperato pienamente dall’anestesia e inizia a muoversi all’interno della gabbia. Prevenire l’ipertermia o masterizzare inserendo la lampada di riscaldamento di circa 50 cm per l’animale. Assicurarsi che la temperatura del corpo dell’animale è sempre compresa tra 37,5 ° C e 39 ° C. Controllare l’animale per sintomi di lesioni vestibolari come nistagmo, un cerchietto o ribaltamento. 13 , 14 Applicare buprenorfina per analgesia due volte al giorno per due ulteriori giorni dopo l’intervento.Nota: Prima della prima applicazione di buprenorfina post-chirurgia assicurarsi che l’animale ha completamente recuperato e ha respirazione stabile. Applicazione di questo farmaco mentre l’animale è ancora sotto anestesia può portare a depressione respiratoria. Pesare l’animale durante il primo post-ambulatorio 3 giorni per rilevare la perdita di peso possibile come un marker surrogato di afflizione durante questo tempo.Nota: Perdita di peso di circa il 10% durante il primo post-ambulatorio 3 giorni può essere previsto e dovrebbe essere considerato comune. Questa perdita di peso è temporanea e recupererà entro pochi giorni.

Representative Results

Di solito le ferite chirurgiche guariscono velocemente e senza complicazioni nel modello cavia e i contatti per misurazioni elettrofisiologiche postoperatorie rimangono facilmente accessibili al vertice dell’animale (Figura 3). Figura 4 Mostra la misurazione di pre- e postoperatoria clic-CAP di un animale rappresentativo. Inserimento dell’elettrodo ha provocato uno spostamento della soglia di 16 decibel (dB) (figure 4A e 4B). Figura 4 C illustra le soglie di CAP di frequenza specifico pre- e postoperatorie dell’animale stesso. Soglie di CAP sono pressoché invariate nelle basse frequenze, mentre uno spostamento della soglia di circa 25-30 dB si ottiene nella zona ad alta frequenza, a partire da 8 kHz. Inserimento dell’elettrodo può causare il trauma all’orecchio interno. Oltre il trauma chirurgico acuto, la reazione da corpo estraneo all’elettrodo influisce negativamente sulle prestazioni di impianto cocleare. Figura 5 viene illustrato le coclee di cavie dopo inserimento di CI e procedure istologiche differenti. In Figura 5 all’elettrodo, che è posizionato correttamente nel tympani di scala, è stato lasciato in situ, mentre in Figura 5B l’elettrodo è stato rimosso prima di workup istologico. Nella Figura 5A quasi nessuna reazione da corpo estraneo è visibile, mentre nella Figura 5B una vasta area di tympani di scala è riempito di tessuto fibrotico. Figura 5 C raffigura la frattura della lamina a spirale osseous a causa di inserimento dell’elettrodo di CI, che inoltre hanno causato una perdita di cellule del ganglio spirale in questo animale. Tali fratture possono spiegare più in alto rispetto gli spostamenti della soglia previsto in alcuni animali. Figura 1 : Turno area finestra con filo d’oro in situ. Un asterisco contrassegna la finestra rotonda, una x girare il basale della coclea. Il filo d’oro è contrassegnato da una freccia. Scala bar 2 mm. per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 2 : Cavia impianto cocleare elettrodo. L’elettrodo con due contatti viene inserito per 4 mm. Il diametro dell’elettrodo è affusolato da 0,3 mm all’estremità a 0,5 mm. linee indicano 0,5 mm. per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 3 : Cavia circa due settimane dopo l’impianto cocleare. L’elettrodo CI è in situ e i contatti per misurazioni elettrofisiologiche sono facilmente accessibili al vertice dell’animale. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 4 : Soglie rappresentante CAP (A) Soglia di CAP clicca preoperative di un animale rappresentativo. (B) postoperatorio clicca soglia CAP dello stesso animale, esibendo uno spostamento della soglia di 16 dB. Le linee indicano 10 dB. (C) pre- e postoperatorie soglie di CAP frequenza specifiche. Mentre le basse frequenze sono quasi invariate, si può osservare uno spostamento della soglia di 25-30 dB nella gamma di frequenza da 8 a 32 kHz. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 5 : Locale potenziali conseguenze dell’inserimento dell’elettrodo CI. (A) micrografo di giro basale di una coclea della cavia con la CI elettrodo in situ (#) e solo reazione da corpo estraneo minimal. L’analisi istologica è stata effettuata utilizzando una rettifica e lucidatura tecnica dopo l’incorporamento di resina e colorazione Giemsa. 15 barra della scala 100 µm (B) Micrografo del dotto timpanico della tomaia basale girare della coclea con risposta del tessuto visibile lasciando un canale dopo la rimozione dell’elettrodo CI (#). Barra della scala 100 µm (C) inferiore giro basale della coclea con lamina a spirale osseous fratturato (grassetto freccia) e risposta del tessuto adiacente: (i) perdita di cellule del ganglio spirale (freccia) canal (ii) fibrosi di Rosenthal e osteoneogenesis in dotto vestibolare (●) e ( III) perdita dell’organo del Corti (*). Foratura-foro per l’inserimento di CI (○) con osteoneogenesis adiacente. Barra della scala 500 µm. figure 5B e 5C erano macchiati con ematossilina (blu) & eosina (rossi). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussion

Il protocollo presentato descrive come eseguire l’impianto cocleare nel modello di cavia. Questo protocollo può essere usato per valutare diversi interventi per i loro effetti sul residuo uditivo e reazione da corpo estraneo all’elettrodo di CI. Alcune precauzioni dovrebbero adottare per conseguire un’elevata riproducibilità e accuratezza degli esperimenti.

Le soglie uditive della linea di base di tutte le cavie devono essere misurate preoperatively usando ad esempio le risposte uditive del tronco cerebrale. Alcune delle cavie disponibili in commercio presentano una perdita uditiva rilevanti e pertanto non devono essere inclusi nel gruppo sperimentale. A seconda della lunghezza della chirurgia e protocollo che questa valutazione può essere eseguita sia immediatamente prima della chirurgia o pochi giorni prima l’impianto cocleare, dando l’animale tempo sufficiente per recuperare dall’anestesia.

Quando eseguire l’intervento in anestesia generale in un spontaneamente respirazione animale, la velocità è importante. Pertanto, meticolosa preparazione prima dell’intervento chirurgico è essenziale, così come la scelta del protocollo anestetico. L’uso di ketamina, medetomidina, midazolam e fentanil in combinazione con i risultati di anestesia locale in un sufficiente anestesia e analgesia, mentre allo stesso tempo l’animale continua a respirare spontaneamente. Rispetto all’uso di ketamina e xilazina spesso descritto, questo regime si traduce in migliore analgesia e perioperatoria ridotta morbilità e mortalità. È importante avere tutti gli strumenti e i farmaci (tra cui un booster degli anestetici) prontamente disponibile prima di mettere l’animale a dormire.

A causa di cambiamenti di posizione degli animali durante l’intervento chirurgico (cambiando da posizione prona a posizione laterale e posteriore), esiste un rischio di aspirazione dello stomaco contenuto ai polmoni. Per questo motivo, il protocollo comprende anche l’applicazione di un tubo di stomaco, che è un modo facile e veloce per proteggere l’animale dall’aspirazione e ridurre la mortalità perioperatoria.

Per mantenere la sterilità durante il ri-posizionamento, le zone dove l’animale è toccato c’è bisogno di essere coperti da teli sterili, guanti devono essere modificate successivamente o ri-posizionamento deve essere fatto da un altro individuo che non è sterile.

O₂-monitoraggio saturazione è inoltre di estrema importanza durante l’intervento chirurgico. Il posizionamento della testa necessaria per la visualizzazione del promontorio e nicchia della finestra rotonda può causare un’ostruzione delle vie respiratorie, che possono essere maneggiate facilmente quando identificato abbastanza presto.

Di solito gli animali perdono una grande quantità di fluidi corporei (es. sangue, fluido extra cellulare, urina) durante l’intervento chirurgico. Di conseguenza, il protocollo di sostituzione fluido introdotto in questo manoscritto rappresenta un metodo ben tollerato per stabilizzare l’emodinamica degli animali e sostiene il loro veloce recupero dall’anestesia.

Al fine di evitare errori quando si eseguono misurazioni audiometrical, è consigliabile connettersi lo stesso pin del connettore a un elettrodo specifico durante ogni intervento chirurgico.

Una limitazione di questo metodo è la variabilità relativamente elevate spostamenti della soglia uditiva postoperatoria, che spesso non correlano bene con la percezione del chirurgo. Anche se questa variabilità nei risultati è simile la situazione in umana CI destinatari con residuo uditivo, esso completamente non è capito quali sono le cause di risultati variabili. ¹⁶ ^, ¹⁷ ^, ¹⁸ In generale, la variabilità diminuisce con il tempo e l’esperienza del chirurgo. È importante evitare forze eccessive durante l’inserimento dell’elettrodo, che può essere raggiunto con una velocità lento inserimento. Perché l’inserimento accurato di un elettrodo CI può provocare solo perdita di udito molto limitato, il protocollo presentato descrive un ripetuto inserimento dell’elettrodo, che provoca un più alto e più prevedibile perdita dell’udito. Questa perdita dell’udito è più pronunciata nella zona ad alta frequenza, tra 16 e 32 kHz. Poiché il trauma intracochlear dipende la profondità di inserimento, la morfologia della coclea e l’approccio (cochleostomy contro inserimento finestra rotonda) devono essere presi in considerazione. Inserimento dell’elettrodo attraverso la membrana della finestra rotonda, di solito eseguita in impianto cocleare di conservazione dell’udito umano, CI è stato utilizzato anche nel modello di cavia. ¹⁹ perché la membrana della finestra rotonda è nascosto nella cavia e inserimento dell’elettrodo attraverso i risultati di membrana rotonda della finestra in un angolo di inserimento sfavorevole, un cochleostomy di perforazione porta a spostamenti più prevedibili della soglia dell’udito. Questo protocollo propone l’uso di un bisturi invece di un trapano per l’apertura della bulla timpanica, perché ciò si traduce in un’esposizione di riduzione del rumore dell’orecchio per essere impiantati. Una valutazione istologica delle orecchie inner affrontare la reazione da corpo estraneo all’elettrodo, la quantità di cellule ciliate e cellule del ganglio spirale nonché di trauma alle strutture come la lamina a spirale osseous e tassi di traslocazione elettrodo devono essere eseguiti in tutto impiantato le orecchie, come questi risultati facilitano la migliore comprensione dei risultati funzionali misurati. ¹² ^, ²⁰

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori vogliono ringraziare Sandra Peiritsch per la cura degli animali e Noelani Peet per scrivere in medicina. Il sostegno finanziario dal fondo austriaco di scienza (FWF grant P 24260-B19) e Austria MED-EL si ringraziano.

Materials

Scale
Oxygen insufflator
Shaver
Sucker
Povidone Iodine Solution
Alcohol
Laryngoscope
Stomach tube			Fr 06, Lg 80 cm
Surgical binocular microscope
Drill
0.5 mm diamond burr
1 mm diamond burr
Heating plate
Pulse oximeter
Tissue glue
Dental cement powder
Fluid for dental cement powder
Bipolar cautery
Gauze compress
Cotton bud
Cement mixing bowl
Teflon insulated gold wire			99.99 % gold, diameter: 0.125 mm, isolation: 0,016 mm, PTFE (Polytetrafluoroethylen)
Scalpel with blade No. 10
Scalpel with blade No. 15
Scissors
Mosquito forceps
Dressing forceps
Tissue forceps
Delicate dressing forceps 2X
Micro forceps
Screw driver
Stainless steel screws			diameter: 1 mm
Retractor
Needle probe
Spatula
Needle holder
5-0 absorbable sutures
Needle 23G
Needle 27G
Medetomidine 1 mg/mL			0.36 mg/kg
Midazolam g mg/mL			1.2 mg/kg
Fentanyl 50 µg/mL			0.036 mg/kg
Ketamine 100 mg/mL			12 mg/kg
Lidocaine (local anesthesia)			4 mg/kg
Atipamezole 5 mg/mL			1 mg/kg
Flumazenil 0.1 mg/mL			0.1 mg/kg
Enrofloxacin 100 mg/mL			7 mg/kg
Buprenorphin 0.3 mg/mL			0.05 mg/kg
Physiological Saline (at body temperature)			12.5 mL/Kg (pre-surgery)
Glucose 5 % (preoperative, at body temperature)			12.5 mL/Kg
Physiological Saline (at body temperature)			25 mL/kg (post-surgery)

Referanslar

Stevens, G., et al. Global and regional hearing impairment prevalence: an analysis of 42 studies in 29 countries. Eur J Public Health. 23 (1), 146-152 (2013).
Ciorba, A., Bianchini, C., Pelucchi, S., Pastore, A. The impact of hearing loss on the quality of life of elderly adults. Clin Interv Aging. 7, 159-163 (2012).
Arnoldner, C., et al. Electric acoustic stimulation in patients with postlingual severe high-frequency hearing loss: clinical experience. Adv Otorhinolaryngol. 67, 116-124 (2010).
Kral, A., O’Donoghue, G. M. Profound deafness in childhood. N Engl J Med. 363 (15), 1438-1450 (2010).
DeMason, C., et al. Electrophysiological properties of cochlear implantation in the gerbil using a flexible array. Ear Hear. 33 (4), 534-542 (2012).
Eshraghi, A. A., et al. Pattern of hearing loss in a rat model of cochlear implantation trauma. Otol Neurotol. 26 (3), 442-447 (2005).
Mistry, N., Nolan, L. S., Saeed, S. R., Forge, A., Taylor, R. R. Cochlear implantation in the mouse via the round window: effects of array insertion. Hear Res. 312, 81-90 (2014).
Wysocki, J. Topographical anatomy of the guinea pig temporal bone. Hear Res. 199 (1-2), 103-110 (2005).
Heffner, H. E., Heffner, R. S. Hearing ranges of laboratory animals. J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (1), 20-22 (2007).
Van Beek-King, J. M., Bhatti, P. T., Blake, D., Crawford, J., McKinnon, B. J. Silicone-coated thin film array cochlear implantation in a feline model. Otol Neurotol. 35 (1), 45-49 (2014).
Marx, M., et al. Cochlear implantation feasibility in rhesus macaque monkey: anatomic and radiologic results. Otol Neurotol. 34 (7), 76-81 (2013).
Honeder, C., et al. Effects of sustained release dexamethasone hydrogels in hearing preservation cochlear implantation. Hear Res. , (2016).
Ris, L., Capron, B., de Waele, C., Vidal, P. P., Godaux, E. Dissociations between behavioural recovery and restoration of vestibular activity in the unilabyrinthectomized guinea-pig. J Physiol. 500, 509-522 (1997).
Jin, Z., Mannstrom, P., Skjonsberg, A., Jarlebark, L., Ulfendahl, M. Auditory function and cochlear morphology in the German waltzing guinea pig. Hear Res. 219 (1-2), 74-84 (2006).
Honeder, C., et al. Effects of intraoperatively applied glucocorticoid hydrogels on residual hearing and foreign body reaction in a guinea pig model of cochlear implantation. Acta Otolaryngol. 135 (4), 313-319 (2015).
Moteki, H., et al. Long-term results of hearing preservation cochlear implant surgery in patients with residual low frequency hearing. Acta Otolaryngol. 137 (5), 516-521 (2017).
Eshraghi, A. A., et al. Clinical, surgical, and electrical factors impacting residual hearing in cochlear implant surgery. Acta Otolaryngol. 137 (4), 384-388 (2017).
Reiss, L. A., et al. Morphological correlates of hearing loss after cochlear implantation and electro-acoustic stimulation in a hearing-impaired Guinea pig model. Hear Res. 327, 163-174 (2015).
Chang, M. Y., et al. The Effect of Systemic Steroid on Hearing Preservation After Cochlear Implantation via Round Window Approach: A Guinea Pig Model. Otol Neurotol. 38 (7), 962-969 (2017).
Eshraghi, A. A., Yang, N. W., Balkany, T. J. Comparative study of cochlear damage with three perimodiolar electrode designs. Laryngoscope. 113 (3), 415-419 (2003).

Etiketler

Cochlear Implantation Guinea Pig Animal Model Inner Ear Surgical Procedure Cochlear Implantation Technique Teflon Insulated Gold Wire Anesthesia Physiological Saline Glucose Enrofloxacin Lidocaine Bipolar Cautery Auditory Bulla Retroauricular Area

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Bu Makaleden Alıntı Yapın

Honeder, C., Ahmadi, N., Kramer, A., Zhu, C., Saidov, N., Arnoldner, C. Cochlear Implantation in the Guinea Pig. J. Vis. Exp. (136), e56829, doi:10.3791/56829 (2018).