Cochlear Implantation in the Guinea Pig

Clemens Honeder; Navid Ahmadi; Anne-Margarethe Kramer; Chengjing Zhu; Nodir Saidov; Christoph Arnoldner

doi:10.3791/56829

JoVE Journal > Medicine

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Tıp

Cochleaire implantatie in de cavia

Published: June 15, 2018

doi:

10.3791/56829

Clemens Honeder*¹, Navid Ahmadi*¹, Anne-Margarethe Kramer², Chengjing Zhu¹, Nodir Saidov¹, Christoph Arnoldner¹

¹Department of Otorhinolaryngology, Head and Neck Surgery,Medical University of Vienna, ²Department of Biomedical Research,Medical University of Vienna

Özet

Het doel van dit protocol is bedoeld als een dierlijk model van cochleaire implantatie, die kan worden gebruikt om aan te pakken van een veelheid van onderzoeksvragen. Mogelijke toepassingen zijn onder andere de evaluatie van farmaceutische interventies of elektrische stimulatie voor gunstige effecten op de hoorzitting drempels of elektrode impedances.

Abstract

Cochleaire implantaten zijn zeer efficiënte apparaten die horen bij personen met diepe gehoorverlies kunnen herstellen. Als gevolg van verbeterde toespraak perceptie resultaten, zijn kandidatuur criteria uitgebreid in de afgelopen decennia. Het gaat hierbij om patiënten met substantiële resterende hoorzitting die profiteren van elektrische en akoestische stimulatie van dezelfde oor, waardoor het behoud van de hoorzitting tijdens cochleaire implantatie een belangrijke kwestie. Impedances van de elektrode en de verwante kwestie van het energieverbruik is een andere belangrijke onderzoeksterrein, vooruitgang op dit gebied kan effenen voor volledig implanteerbare auditieve prothesen. Om deze kwesties op een systematische manier, zijn voldoende diermodellen van essentieel belang. Daarom is het doel van dit protocol te verstrekken een dierlijk model van cochleaire implantatie, die kan worden gebruikt om verschillende onderzoeksvragen. Als gevolg van de grote tympanic bulla, waarmee eenvoudige chirurgische toegang tot het binnenoor, evenals haar gehoor bereik die relatief vergelijkbaar met het bereik van de hoorzitting van de mens is, is de cavia een veelgebruikte soorten auditieve onderzoek. Cochleaire implantatie in de cavia wordt uitgevoerd via een retroauricular benadering. Via de bullostomy een cochleostomy is geboord en de elektrode cochleair implantaat wordt ingevoegd in de scala pauken. Deze elektrode kan vervolgens worden gebruikt voor elektrische stimulatie, bepaling van de impedances van de elektrode en de meting van samengestelde actie potentieel van de gehoorzenuw. Naast deze toepassingen kunnen cochleair implantaat elektroden ook worden gebruikt als drug delivery apparaten, als een actuele levering van farmaceutische agenten aan de cellen of vloeistoffen van het binnenoor is bedoeld.

Introduction

Meer dan 500 miljoen mensen wereldwijd lijden aan gehoorverlies. ¹ Impaired hoorzitting is gekoppeld aan een hoger tarief van depressie, lagere eigenwaarde en lagere gevoelens van eigenwaarde, die alle tot verminderde kwaliteit van leven leiden. ² terwijl gehoorapparaten een adequate manier zijn te herstellen van sensorische functie in geval van matig gehoorverlies, de meest effectieve behandeling modaliteit voor patiënten die lijden aan diepgaande gehoorverlies is het cochleair implantaat (CI). Vanwege de uitstekende resultaten met betrekking tot Spraakperceptie, kandidatuur criteria voor cochleaire implantatie nu ook omvattens patiënten hebben substantiële resterende horen in de lagefrequentie-regio, maar profiteren niet van gehoorapparaten. ³ omdat deze patiënten kunnen gebruik gecombineerd elektrische en akoestische stimulatie in de geïmplanteerde oor, behoud van de hoorzitting is uitgegroeid tot een groot probleem voor CI chirurgen. Tijdens cochleaire implantatie, wordt een elektrodenserie ingevoegd in de pauken van de scala van het slakkenhuis, waar het elektrisch de gehoorzenuw stimuleert. ⁴ de elektrode inbrengen trauma vormt een gevaar voor de resterende hoorzitting en induceert fibrose, die impedances van de elektrode en het batterijverbruik van het implantaat verhoogt. Modellen om te studeren van farmaceutische interventies die verminderen kunnen het verlies van het gehoor en fibrose veroorzaakt door het inbrengen van de elektrode zijn dus essentieel.

De cavia is een geschikt en handige diermodel voor CIs, vanwege het gemakkelijker en meer reproduceerbare chirurgische toegang tot het binnenoor in vergelijking met gerbils, ratten of muizen. ⁵ ^, ⁶ ^, ⁷ ^, ⁸ voorts het bereik van de hoorzitting van deze soort is relatief vergelijkbaar met menselijke gehoor. ⁹ grotere soorten zoals katten of aapjes, die zijn gebruikt voor het adres specifiek onderzoeksvragen met betrekking tot DIS, niet vertegenwoordigen een redelijke keuze voor de meeste CI studies als gevolg van zowel financiële als ethische overwegingen. ¹⁰ ^, ¹¹

Kortom is de cavia een betrouwbare en relatief voordelige model voor de evaluatie van de effecten van farmacologische interventies in het kader van cochleaire implantatie.

Protocol

Alle dierproeven werden goedgekeurd door de Commissie van de lokale dierenwelzijn en het Oostenrijkse federale ministerie voor economie, wetenschap en onderzoek. 1. Prepareer de apparatuur en de installatie vereist voor chirurgie Plaats de chirurgische Microscoop, de boor, de verwarmingsplaat en pulse oximeter toe op een gemakkelijke en efficiënte behandeling tijdens chirurgie. Controleer de functie van de apparaten op basis van de handleiding van de fabrikant. Zorg ervoor dat de verwarmingsplaat bij 38 ° C is ingesteld ter bescherming van het dier van hypothermie tijdens de operatie. Zet op een kap en een masker. Uitvoeren van chirurgische hand ontsmetting. Was de handen zorgvuldig met zeep. Droge handen en gebruik vervolgens een alcoholische hand sanitizer desinfecteren van de handen. Zet op de handschoenen na de handen droog zijn. Bereiden de gesteriliseerde chirurgische instrumenten en het nodige materiaal voor cochleaire implantatie. Zie de Tabel van materialen voor de chirurgische instrumenten en apparatuur voor de cavia CI implantatie in dit protocol. Wanneer samengestelde actiepotentiaal (CAP) metingen zijn bedoeld, bereiden een ongeveer 3,5 cm lange stuk van gouden draad Teflon-geïsoleerd door het zorgvuldig verwijderen van de delen van de isolatie aan beide kanten met behulp van een micro pincet (ca. 3 mm van de ene kant en 5 mm uit het andere uiteinde). Bereid een tweede bagagestuk van gouden draad (ongeveer 2,5 cm) met ongeïsoleerde uiteinden van ongeveer 5 mm. plaats de voorbereide draden in alcohol of ontsmettingsmiddel. 2. anesthesie, medicatie en dierlijke voorbereiding Wegen van het dier.Opmerking: Dieren die worden gebruikt zijn vrouwelijke Dunkin-Hartley albino cavia’s. Het gewicht van de dieren gebruikt, die ongeveer 4-6 weken oud zijn, varieert van 300 tot 400 g. Bereiden de verdoving en medicatie nodig voor chirurgie gebaseerd op het gewicht van het dier. Bereiden 0,72 mL van de verdoving mengsel, bestaande uit 0.06 mL ketamine (100 mg/mL), 0,18 mL medetomidine (1 mg/mL), 0,12 mL midazolam (5 mg/mL) en 0,36 mL van fentanyl (50 µg/mL) voor chirurgie op een cavia van 400 g. Zie tabel 1 voor gewicht gebaseerde doses van de verdoving. Het mengsel van ketamine, medetomidine, midazolam en fentanyl subcutaan tot het vet pad in de nek van het dier met een 27 G naald te injecteren. Zie tabel 1 voor gewicht gebaseerd doses van de verdoving. Dekken de kooi en laat het dier in een rustige plek voor 10 min voordat u verdergaat. Smeren de ogen van het dier en houd ze tijdens de hele procedure gesmeerd. Het scheren van het hoofd van het dier, richt zich op de retroauricular-regio te voorzien in een voldoende chirurgische toegang tot de ‘ bulla ‘. Het dier op de verwarmingsplaat in de vatbaar positie plaatsen en ervoor te zorgen dat het dier niet in direct contact met de verwarmingsplaat is om te voorkomen dat thermische brandwonden. Plaats de puls-oximeter-sonde op een voet van het dier. Vervolgens zorgvuldig het openen van de mond van het dier met een kleine Laryngoscoop en schoon de hele mondholte uit voedsel rust met behulp van een zuignap. Houd de mond van het dier met de Laryngoscoop geopend. Steek voorzichtig een buis van de maag in de slokdarm van het dier en duw het langzaam in de richting van de maag tot een weerstand wordt gevoeld. Controleren van de O-2-verzadiging van het dier om ervoor te zorgen dat de maag-buis niet in de luchtpijp is. Verwijderen van de maag-buis, als er een afname van de O2 verzadiging en probeer het opnieuw nadat het dier is volledig zuurstof. Een mengsel van fysiologische zoutoplossing, 5% glucose en enrofloxacin injecteren in het vet pad in de nek van het dier met behulp van een naald 23 G. Het gebruik van alcoholische hand sanitizer desinfecteren van de handen weer. Nieuwe schone handschoenen zetten. Voorbereiden van het chirurgische gebied met afwisselende scrubs Povidon jodium en 70% ethanol en dekking van het dier. Gebruik zelfklevende gordijnen of handdoek klemmen om ervoor te zorgen dat alleen het chirurgische gebied vanuit een ongedekte positie tijdens de procedure blijft. Subcutaan injecteren van 0,1 mL van 2% lidocaïne-oplossing in het gebied van de geplande incisie voor voldoende lokale anesthesie en plaats het dier zijwaarts. Opnieuw dosis het dier met ¼ van de startdosis van de verdoving mengsel elke 30 min na de eerste injectie te handhaven voldoende verdoving. 3. cochleaire implantatie Uitvoeren van een ongeveer 2-3 cm huid incisie 3-5 mm posterieure aan de pinna met behulp van een scalpel. Gebruik bipolaire brandijzer wanneer dat nodig is om te minimaliseren bloeden.Opmerking: Verdoving diepte moet worden bevestigd door het ontbreken van pedaal terugtrekking voorafgaand aan de eerste snede. Deze test moet worden herhaald om de 15-20 minuten verdoving diepte tijdens de gehele procedure volgen. Zorgvuldig gesneden de spieren in het retroauricular gebied na de Palperende de auditieve bulla via een 15 scalpel of chirurgische scharen.Opmerking: Palperen de auditieve ‘ bulla ‘ als een bekendheid onder de spieren. De spieren van de ‘ bulla ‘ ontleden door duwen ze voorzichtig opzij met behulp van een raspatory of een wattenstaafje. Gebruik een oprolmechanisme bloot van de volledige lengte van de incisie en hebben toegang tot de ‘ bulla ‘ ongehinderd. Hiermee kunt u dat het puntje van een 15 scalpel boor een gat in de ‘ bulla ‘. Zorgvuldig draai de scalpel totdat het bot is geperforeerd zodat voor inspectie van de structuren van het middenoor. Vergroten van de bullostomy zoals moest ervoor zorgen dat de basale beurt van het slakkenhuis en de ronde venster niche adequaat kan worden gevisualiseerd. Plaats de kop van het dier in een verbogen positie om toegang tot deze structuren. Betrekking hebben op het gebied van de bullostomy met een klein stukje van een kompres om te voorkomen dat bloed en het extracellulaire vloeistof uitgevoerd met het middenoor.Opmerking: De verbogen positie van het hoofd kan het belemmeren van de luchtwegen van het dier. De zuurstof-verzadiging van het dier moet dus, vaak worden gecontroleerd. Plaats het dier in de vatbaar positie. Bloot het hoekpunt van het dier door een rechthoekige incisie uitvoeren en de huid te verwijderen. Het beenvlies ontleden en reinig het bot uit een ander soort weefsel of bloed met behulp van een scalpel. Wanneer CAP metingen zijn bedoeld, de voorbereiding van de teflon geïsoleerd van de gouden draad van 3,5 cm afwerking door de vorming van een kleine haak met een micro pincet aan het einde van de draad, die al ongeïsoleerde voor 3 mm. Wanneer CAP metingen zijn bedoeld, het einde van de gouden draad, die al voor 5 mm, subcutaan tot het hoekpunt via een perifere veneuze katheter met behulp van een micro pincet 18 G ongeïsoleerde begeleiden. Een ander micro pincet gebruiken met de andere hand bij het kromme uiteinde van de draad zorgvuldig in met het middenoor. Wanneer CAP metingen zijn bedoeld, inflect het hoofd van het dier te visualiseren op het gebied van het ronde venster niche via de bullostomy. De andere hand om haak de gouden draad de Knokige bekendheid van het ronde venster niche met behulp van een micro pincet gebruiken Zachte spanning op de gouden draad onderhouden en repareren op de craniale rand van de bullostomy met 10-15 µL van weefsel lijm met behulp van een injectiespuit 1 mL met een 27 G naald. Vermijd verplaatsing van lijm in het middenoor. Zie afbeelding 1 voor een intraoperatieve beeld van het ronde venster gebied met de gouden draad ter plaatse. Wanneer CAP metingen zijn bedoeld, sluit u het ongeïsoleerde uiteinde van de gouden draad aan de apparatuur die wordt gebruikt voor het meten van auditieve potentieel en uitvoeren van CAP basislijnmetingen. Zie Honeder et al., 2016, voor een gedetailleerde beschrijving van de metingen van de CAP routinematig uitgevoerd in ons laboratorium. 12 Plaats het dier in de vatbaar positie. Boorgaten 2 1 mm anterior to de lambda Sutuur (geologie) met behulp van een 1-mm burr zonder schade aan de dura. Implantaat 2 RVS schroeven 2mm in de schedel.Opmerking: De schroeven dienen als fixatie punten voor de connector van de elektrode. De afstand tussen de schroeven met betrekking tot de grootte van de connector worden aangepast. Gebruik een perifere veneuze katheter 18 G aan het begeleiden van de elektrode van de verbindingslijn naar de ‘ bulla ‘ in een laag van weefsel zo dicht bij de schedel mogelijk. Meng de poeder tandheelkundige cement met de vloeistof voor tandheelkundige cement poeder met behulp van een spatel volgens de handleiding van de fabrikant. Plaats 0,5 – 0,7 mL halfvloeibare tandheelkundige cement tussen de schroeven met behulp van een spatel. Plaats de connector van de elektrode tussen de schroeven. Houd de connector in positie totdat de tandheelkundige cement is uitgehard. Zorg ervoor dat de schroeven worden ingekapseld door het cement dat voor stabiele fixatie van de verbindingslijn. Plaats het dier zijwaarts. Zorgvuldig boor de cochleostomy 1 mm uit het ronde venster niche met behulp van een 0,5 mm diamant burr met een snelheid van de rotatie van 5000 rondes per minuut. Steek voorzichtig de elektrode in aan de scala pauken tot een diepte van 4 mm. Trekken van de elektrode en herhaal het inbrengen. Zie Figuur 2 voor de elektrode gebruikt voor cavia cochleaire implantatie. Met behulp van een rechte naald, zegel het gebied cochleostomy met een klein stukje van de spier. Het vaststellen van de elektrode op de craniale rand van de bullostomy met 10 µL van weefsel lijm met behulp van een injectiespuit 1 mL met een 27 G naald. Bereiden de tandheelkundige cement zoals vermeld in 3.14. Zorgvuldig sluiten de bullostomy met ongeveer 0,3 mL tandheelkundige cement met behulp van een spatel. Sluit de insnijding van de retroauricular met 5-0 absorbeerbare draadjes. Zet het dier naar de vatbaar positie. Wanneer CAP metingen zijn bedoeld, grijpen de posterieure zijde van de rechthoekige incisie op het hoekpunt van het dier met behulp van een verlostang weefsel. Gebruik een schaar met de andere hand om een subcutane tunnel van ongeveer 2 cm lengte in de nek van het dier. Wanneer CAP metingen zijn bedoeld, implantaat de 2,5 cm goud draad subcutaan in de hals van het dier met behulp van een pincet. Soldeer de kortere ongeïsoleerde einde te maken aan de aangewezen pin van de aansluiting op het hoekpunt van het dier. Wanneer CAP metingen zijn bedoeld, soldeer de ronde venster niche elektrode (gouden draad) aan de juiste pin van de aansluiting op het hoekpunt van het dier. Toepassing van een aanvullend bedrag van tandheelkundige cement op de bovenkant van de verbindingslijn volledig dekken de geïsoleerde pinnen en de elektrode. Wanneer CAP metingen zijn bedoeld, postoperatieve metingen volgens het onderzoeksprotocol uitvoeren 4. de postoperatieve zorg Toepassing atipamezole en flumazenil subcutaan na de operatie en de metingen om te schrikken van de narcose. Toepassing fysiologische zoutoplossing als vloeistof vervanging ter ondersteuning van het herstel van het dier van de operatie. Plaats het dier onder een lamp verwarming totdat het is volledig hersteld van anesthesie en begint te verplaatsen binnen de kooi. Voorkomen van hyperthermie of door het plaatsen van de verwarming lamp branden ongeveer 50 cm aan het dier. Zorg ervoor dat de lichaamstemperatuur van het dier altijd tussen 37,5 ° C en 39 ° C. Controleer het dier voor symptomen van vestibulaire schade zoals nystagmus, cirkelen of kantelen. 13 , 14 Breng buprenorfine voor analgesie tweemaal per dag voor twee meer dagen na chirurgie.Opmerking: Voordat de eerste toepassing van buprenorfine na chirurgie ervoor zorgen dat het dier volledig is hersteld en stabiele ademhaling heeft. Toepassing van dit medicijn terwijl het dier nog steeds onder verdoving is kan leiden tot respiratoire depressie. Weeg het dier tijdens de eerste 3 dagen na chirurgie mogelijk gewichtsverlies als een surrogaat marker van nood tijdens ditmaal detecteren.Opmerking: Verlies van het gewicht van ongeveer 10% tijdens de eerste 3 dagen na chirurgie kan worden verwacht en gemeenschappelijk moet worden beschouwd. Dit gewichtsverlies is tijdelijk en zal herstellen binnen een paar dagen.

Representative Results

Meestal chirurgische wonden helen snel en zonder complicaties in het cavia-model en de contactpersonen voor postoperatieve elektrofysiologische metingen blijven gemakkelijk toegankelijk op het hoekpunt van het dier (Figuur 3). Figuur 4 toont de meting van de pre- en postoperatieve Klik-CAP van een representatieve dier. Elektrode inbrengen heeft geleid tot een verschuiving van de drempel van 16 decibel (dB) (figuren 4A en 4B). Figuur 4 C illustreert de pre- en postoperatieve frequentie-specifieke CAP drempels van hetzelfde dier. CAP drempels zijn nagenoeg onveranderd in de lage frequenties, terwijl een verschuiving van de drempel voor ongeveer 25 tot 30 dB wordt bereikt op het gebied van hoge frequentie, 8 kHz basisgewicht. Elektrode inbrengen kan trauma aan het binnenoor. Naast de acute chirurgisch trauma impact de vreemd lichaam reactie op de elektrode negatieve cochleair implantaat prestaties. Figuur 5 toont de cochleae van cavia’s na CI inbrengen en verschillende histologische procedures. In Figuur 5A de elektrode, die correct gepositioneerd is in de scala pauken, bleef in situ, overwegende dat de in Figuur 5B de elektrode was verwijderd voordat de histologische workup. In Figuur 5A is bijna geen vreemd lichaam reactie zichtbaar, terwijl in Figuur 5B een groot gebied van de scala pauken gevuld met fibrotische weefsel. Figuur 5 C toont de fractuur van de lamina werden spiraal als gevolg van CI elektrode inbrengen, waardoor ook een verlies van spiraalvormige ganglion cellen in dit dier. Zulke fracturen kunnen hoger dan verwachte drempel verschuivingen in sommige dieren verklaren. Figuur 1 : Ronde raam gebied met goud draad in situ. Een sterretje markeert het ronde venster, een x de basale draai van het slakkenhuis. De gouden draad wordt gekenmerkt door een pijl. Schaal bar 2 mm. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer. Figuur 2 : Cavia cochleair implantaat elektrode. De elektrode met twee contactpersonen wordt ingevoegd voor 4 mm. De diameter van de elektrode is tapered van 0.3 mm aan het uiteinde tot 0,5 mm. lijnen geven aan 0.5 mm. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer. Figuur 3 : Cavia ongeveer twee weken na cochleaire implantatie. De CI-elektrode is in situ en de contactpersonen voor elektrofysiologische metingen zijn gemakkelijk toegankelijk op het hoekpunt van het dier. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer. Figuur 4 : Representatief CAP drempels (A) Preoperatieve Klik CAP drempel van een representatieve dier. (B) Postoperative Klik op CAP drempel van hetzelfde dier, een verschuiving van de drempel voor 16 dB tentoonstellen. Lijnen geven aan 10 dB. (C) pre- en postoperatieve frequentie-specifieke CAP drempels. Terwijl de lage frequenties zijn nagenoeg onveranderd, kan een verschuiving van de drempel van 25-30 dB worden waargenomen in het frequentiebereik van 8 tot en met 32 kHz. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer. Figuur 5 : Mogelijke lokale gevolgen van CI elektrode inbrengen. (A) opname van een basale bocht van een cavia slakkenhuis met de CI-elektrode in situ (#) en slechts minimale vreemd lichaam reactie. Histologische analyse werd uitgevoerd met behulp van een slijpen en polijsten van techniek na hars inbedding en Giemsa-kleuring. 15 Scalebar 100 µm (B) opname van het tympanic kanaal van de bovenste basale draai van het slakkenhuis met zichtbare weefsel reactie verlaten van een kanaal na verwijdering van de CI-elektrode (#). Scalebar-100 µm (C) lagere basale beurt van slakkenhuis met gebroken werden spiraal lamina (Vetgedrukte pijl-) en aangrenzende weefsel reactie: (i) verlies van spiraal peesknoopcellen (pijl) in Rosenthal van kanaal (ii) fibrose en osteoneogenesis in vestibulaire buis (●) en () III) verlies van het orgaan van Corti (*). Boren-gat voor het inbrengen van CI (○) met aangrenzende osteoneogenesis. Scalebar 500 µm. cijfers 5B en 5C werden gekleurd met haematoxyline (blauw) & eosine (rood). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Discussion

Het gepresenteerde protocol wordt beschreven hoe u cochleaire implantatie in het model van de cavia. Dit protocol kan worden gebruikt om te evalueren van de verschillende interventies voor hun effecten op de resterende hoorzitting en vreemd lichaam reactie op de CI-elektrode. Verschillende voorzorgsmaatregelen moeten worden genomen om het bereiken van een hoge reproduceerbaarheid en de nauwkeurigheid van de experimenten.

Basislijn hoorzitting drempels van alle cavia’s moeten worden gemeten aan de preoperatively met behulp van bijvoorbeeld auditieve brainstem reacties. Sommige van de verkrijgbare cavia’s vertonen een relevante gehoorverlies en moeten daarom niet worden opgenomen in de experimentele cohort. Afhankelijk van de lengte van de operatie en het protocol die bij deze evaluatie kan worden uitgevoerd hetzij onmiddellijk vóór de operatie of een paar dagen voor cochleaire implantatie, geven de dieren voldoende tijd om te herstellen van de verdoving.

Bij het uitvoeren van de operatie onder narcose in een spontaan ademhaling dier, snelheid is belangrijk. Zorgvuldige voorbereiding voor de operatie is daarom essentieel, zoals de keuze van het protocol van de verdoving. Het gebruik van ketamine, medetomidine, midazolam en fentanyl in combinatie met plaatselijke verdoving resulteert in een voldoende verdoving en Analgesie, terwijl tegelijkertijd het dier blijft ademen spontaan. Vergeleken met de vaak beschreven gebruik van ketamine en xylazine, resulteert dit regime in betere analgesie en verminderde perioperatieve morbiditeit en mortaliteit. Het is belangrijk dat alle instrumenten en medicijnen (met inbegrip van een booster van de verdoving) beschikbaar is alvorens het dier om te slapen.

Als gevolg van de wijzigingen van de positie van de dieren tijdens de operatie (veranderen van liggend naar zijwaartse positie en rug), bestaat het gevaar voor aspiratie van de maag inhoud in naar de longen. Om deze reden bevat het protocol ook de toepassing van een maag-buis, dat een snelle en gemakkelijke manier is te beschermen het dier tegen aspiratie en verminderen de perioperatieve sterfte.

Als u wilt behouden steriliteit tijdens de re-positionering, de gebieden waar het dier is aangeraakt moeten worden gedekt door steriele gordijnen, handschoenen moet daarna worden gewijzigd of re-positionering moet gebeuren door enig ander persoon die niet steriel.

O₂-verzadiging controle is ook van het allergrootste belang tijdens de operatie. De positionering van het hoofd voor de visualisatie van de Kaap en ronde venster niche een obstructie van de luchtwegen, die gemakkelijk kan worden behandeld wanneer geïdentificeerd vroeg genoeg kan veroorzaken.

Gewoonlijk verliezen de dieren een grote hoeveelheid lichaamsvloeistoffen (zoals bloed, extra-cellulaire vloeistof, urine) tijdens de operatie. Dus, het protocol van de vloeistof vervanging geïntroduceerd in dit manuscript vertegenwoordigt een goed verdragen methode te stabiliseren de hemodynamica van de dieren en ondersteunt hun snel herstel van de verdoving.

Om te voorkomen fouten bij het uitvoeren van metingen van de audiometrical, is het aanbevolen om dezelfde pincode van de connector verbinden aan een specifieke elektrode tijdens elke operatie.

Een beperking van deze methode is de relatief hoge variabiliteit in postoperatieve hoorzitting drempel ploegen, die vaak niet goed met de surgeon’s perceptie correleren. Hoewel deze variabiliteit in resultaten lijkt op de situatie in menselijke CI ontvangers met residuele hoorzitting, is het niet helemaal begrepen wat de oorzaken van de variabele resultaten zijn. ¹⁶ ^, ¹⁷ ^, ¹⁸ In het algemeen, de variabiliteit vermindert met de tijd en de ervaring van de chirurg. Het is belangrijk om te voorkomen dat buitensporige krachten bij het invoegen van de elektrode, die kan worden bereikt door een langzame invoeging snelheid. Omdat de zorgvuldige invoeging van een CI-elektrode resulteren kan in slechts zeer beperkte gehoorverlies, het voorgestelde protocol beschrijft een herhaalde invoeging van de elektrode, waardoor een hoger en voorspelbaarder gehoorverlies. Dit verlies van het gehoor is het meest uitgesproken in de hoge frequentie-gebied, tussen 16 en 32 kHz. Het trauma van de intracochlear hangt af van de diepte van de invoegpositie, de morfologie van het slakkenhuis en de aanpak (cochleostomy versus ronde venster plaatsingskosten) moeten in aanmerking worden genomen. Inbrengen van de CI-elektrode via het ronde venster membraan, meestal uitgevoerd in menselijke hoorzitting behoud cochleaire implantatie, is ook gebruikt in het model van de cavia. ¹⁹ want het ronde venster membraan is verborgen in de cavia en elektrode inbrengen via het ronde venster membraan resultaten in een ongunstige invoeging hoek, boren van een cochleostomy leidt tot meer voorspelbare hoorzitting drempel verschuivingen. Dit protocol stelt het gebruik van een scalpel in plaats van een boor voor de opening van de tympanic ‘ bulla ‘, omdat dit tot een verminderde ruis blootstelling van het oor leidt te worden geïmplanteerd. Een histologische evaluatie van de oren van de inner aanpakken van de vreemd lichaam reactie op de elektrode, het bedrag van de haarcellen en spiraal peesknoopcellen evenals trauma aan structuren zoals de lamina werden spiraal en elektrode translocatie tarieven moeten worden uitgevoerd geïmplanteerd in alle oren, zoals deze resultaten vergemakkelijken beter inzicht in de functionele resultaten gemeten. ¹² ^, ²⁰

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

De auteurs willen Sandra Peiritsch bedanken voor de verzorging van de dieren en de Noelani Peet voor medische schrijven. De financiële steun van de Oostenrijkse wetenschap Fonds (FWF subsidie P 24260-B19) en MED-EL Oostenrijk wordt dankbaar erkend.

Materials

Scale
Oxygen insufflator
Shaver
Sucker
Povidone Iodine Solution
Alcohol
Laryngoscope
Stomach tube			Fr 06, Lg 80 cm
Surgical binocular microscope
Drill
0.5 mm diamond burr
1 mm diamond burr
Heating plate
Pulse oximeter
Tissue glue
Dental cement powder
Fluid for dental cement powder
Bipolar cautery
Gauze compress
Cotton bud
Cement mixing bowl
Teflon insulated gold wire			99.99 % gold, diameter: 0.125 mm, isolation: 0,016 mm, PTFE (Polytetrafluoroethylen)
Scalpel with blade No. 10
Scalpel with blade No. 15
Scissors
Mosquito forceps
Dressing forceps
Tissue forceps
Delicate dressing forceps 2X
Micro forceps
Screw driver
Stainless steel screws			diameter: 1 mm
Retractor
Needle probe
Spatula
Needle holder
5-0 absorbable sutures
Needle 23G
Needle 27G
Medetomidine 1 mg/mL			0.36 mg/kg
Midazolam g mg/mL			1.2 mg/kg
Fentanyl 50 µg/mL			0.036 mg/kg
Ketamine 100 mg/mL			12 mg/kg
Lidocaine (local anesthesia)			4 mg/kg
Atipamezole 5 mg/mL			1 mg/kg
Flumazenil 0.1 mg/mL			0.1 mg/kg
Enrofloxacin 100 mg/mL			7 mg/kg
Buprenorphin 0.3 mg/mL			0.05 mg/kg
Physiological Saline (at body temperature)			12.5 mL/Kg (pre-surgery)
Glucose 5 % (preoperative, at body temperature)			12.5 mL/Kg
Physiological Saline (at body temperature)			25 mL/kg (post-surgery)

Referanslar

Stevens, G., et al. Global and regional hearing impairment prevalence: an analysis of 42 studies in 29 countries. Eur J Public Health. 23 (1), 146-152 (2013).
Ciorba, A., Bianchini, C., Pelucchi, S., Pastore, A. The impact of hearing loss on the quality of life of elderly adults. Clin Interv Aging. 7, 159-163 (2012).
Arnoldner, C., et al. Electric acoustic stimulation in patients with postlingual severe high-frequency hearing loss: clinical experience. Adv Otorhinolaryngol. 67, 116-124 (2010).
Kral, A., O’Donoghue, G. M. Profound deafness in childhood. N Engl J Med. 363 (15), 1438-1450 (2010).
DeMason, C., et al. Electrophysiological properties of cochlear implantation in the gerbil using a flexible array. Ear Hear. 33 (4), 534-542 (2012).
Eshraghi, A. A., et al. Pattern of hearing loss in a rat model of cochlear implantation trauma. Otol Neurotol. 26 (3), 442-447 (2005).
Mistry, N., Nolan, L. S., Saeed, S. R., Forge, A., Taylor, R. R. Cochlear implantation in the mouse via the round window: effects of array insertion. Hear Res. 312, 81-90 (2014).
Wysocki, J. Topographical anatomy of the guinea pig temporal bone. Hear Res. 199 (1-2), 103-110 (2005).
Heffner, H. E., Heffner, R. S. Hearing ranges of laboratory animals. J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (1), 20-22 (2007).
Van Beek-King, J. M., Bhatti, P. T., Blake, D., Crawford, J., McKinnon, B. J. Silicone-coated thin film array cochlear implantation in a feline model. Otol Neurotol. 35 (1), 45-49 (2014).
Marx, M., et al. Cochlear implantation feasibility in rhesus macaque monkey: anatomic and radiologic results. Otol Neurotol. 34 (7), 76-81 (2013).
Honeder, C., et al. Effects of sustained release dexamethasone hydrogels in hearing preservation cochlear implantation. Hear Res. , (2016).
Ris, L., Capron, B., de Waele, C., Vidal, P. P., Godaux, E. Dissociations between behavioural recovery and restoration of vestibular activity in the unilabyrinthectomized guinea-pig. J Physiol. 500, 509-522 (1997).
Jin, Z., Mannstrom, P., Skjonsberg, A., Jarlebark, L., Ulfendahl, M. Auditory function and cochlear morphology in the German waltzing guinea pig. Hear Res. 219 (1-2), 74-84 (2006).
Honeder, C., et al. Effects of intraoperatively applied glucocorticoid hydrogels on residual hearing and foreign body reaction in a guinea pig model of cochlear implantation. Acta Otolaryngol. 135 (4), 313-319 (2015).
Moteki, H., et al. Long-term results of hearing preservation cochlear implant surgery in patients with residual low frequency hearing. Acta Otolaryngol. 137 (5), 516-521 (2017).
Eshraghi, A. A., et al. Clinical, surgical, and electrical factors impacting residual hearing in cochlear implant surgery. Acta Otolaryngol. 137 (4), 384-388 (2017).
Reiss, L. A., et al. Morphological correlates of hearing loss after cochlear implantation and electro-acoustic stimulation in a hearing-impaired Guinea pig model. Hear Res. 327, 163-174 (2015).
Chang, M. Y., et al. The Effect of Systemic Steroid on Hearing Preservation After Cochlear Implantation via Round Window Approach: A Guinea Pig Model. Otol Neurotol. 38 (7), 962-969 (2017).
Eshraghi, A. A., Yang, N. W., Balkany, T. J. Comparative study of cochlear damage with three perimodiolar electrode designs. Laryngoscope. 113 (3), 415-419 (2003).

Etiketler

Cochlear Implantation Guinea Pig Animal Model Inner Ear Surgical Procedure Cochlear Implantation Technique Teflon Insulated Gold Wire Anesthesia Physiological Saline Glucose Enrofloxacin Lidocaine Bipolar Cautery Auditory Bulla Retroauricular Area

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Bu Makaleden Alıntı Yapın

Honeder, C., Ahmadi, N., Kramer, A., Zhu, C., Saidov, N., Arnoldner, C. Cochlear Implantation in the Guinea Pig. J. Vis. Exp. (136), e56829, doi:10.3791/56829 (2018).